Memoire Online - Le niveau de contamination microbienne du couvoir et son influence sur la qualité du poussin dans la filière chair

REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIRE
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MINISTERE DE L'ENSEIGNEMENT SUPERIEURE ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE
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Examinateurs: AIN BAZIZ Hacina, Pr, E.N.S.V d'Alger
BENDEDDOUCHE Badis, M.C, E.N.S.V d'Alger BOUKHORS Karima-Thamina, M.C, E.N.S.V d'Alger AZZAG Nawal, M.A classe A, E.N.S.V d'Alger

Le merite et la reussite de ce travail reviennent a toutes les personnes et etablissements qui ont
participe a sa realisation.

J'exprime ma sincere reconnaissance et mes vifs remerciements en particulier a mon encadreur
le professeur N.E.KARAM, eta mon co-encadreur le docteur Kh .HARHOURA.

Mes sinceres reconnaissances au directeur general de l'INMV, ainsi qu'au directeur du laboratoire vétérinaire regional de Tlemcen, a l'inspection vétérinaire de Tlemcen et aux responsables des couvoirs des wilayates de Sidi Bel Abbes et de Tlemcen.

JEDEOJE c ~~ FL MES PARENT_! MA FEMMEETMES ENFAN15 QUIM~~NT
EFFJCACEMENTSOUTENIJET ~O~~LES~~ENS

Résumé

Le but de cette étude est d'évaluer l'efficacité des mesures d'hygiène dans nos couvoirs producteurs de poussin chair et les répercussions sur la qualité microbiologique de ce poussin ainsi que sur les performances zootechniques.

Le travail a porté sur la recherche et l'identification des bactéries contaminantes depuis la

phase de désinfection des établissements d'accouvaison jusqu'au stade éclosion ainsi que

sur une étude zootechnique, basée sur le taux de mortalité embryonnaire, le taux d'éclosion, le poids des OAC et le poids des poussins à la naissance.

Les résultats obtenus ont mis en évidence l'insuffisance de la qualité de désinfection de nos couvoirs et son influence négative sur la qualité microbiologique du poussin, sur l'élévation du taux de mortalité embryonnaire et par conséquence sur la diminution du taux d'éclosion dans les 3 couvoirs étudiés (A ,B et C) à la période du 13 janvier au 7 juin 2009.

Mots clés : Contamination microbienne - Couvoir -Désinfection - Mortalité embryonnaire - Poussin chair.

Par contre le poids du poussin à l'éclosion n'est en aucun cas sous l'influence de ce niveau de

The aim of this study is to value the efficiency of hygienic measures in our hatcheries

The results showed an insufficiency of disinfection of our hatcheries and negative influence on the microbiological quality of the chick, on the increase embryonic death rate and as a consequence on a decrease hatching rate in the 3 studied hatcheries (A, B and C) at the period of January 13 to June 7, 2009.

On the other side there was not a relation between chick weight and contamination level.

Key words: Microbial contamination - Hatchery- Disinfection - Embryonic death - Chick flesh.

producers of chick flesh and the repercussions on the microbiological quality of this chick as well as on zootechnical performances.

Work was carried to identify bacterial contamination in hatcheries houses since disinfection,

the contamination of eggs, and of chicks at hatching, and also to determine some

zootechnical parameters as embryonic death rate, hatching rate, and weight of eggs and
chicks at hatch.

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1.1 IMPLANTATION DU COUVOIR ET SA GESTION HYGIENIQUE ET SANITAIRE 4

1.3 CONSTITUTION DE L'OEUF ET INSTALLATION DE LA FLORE DIGESTIVE

1.3.2.2 Impact anatomo-physiologique du développement microbien sur le tube digestif

1.4 HYGIENE DE L'OEUF A COUVER AUPRES DES CENTRES DE PRODUCTION

1.4.1 COLLECTE DES OAC 22

1.4.3.3 Identification des risques sanitaires et détermination des points sensibles 25

INTRODUCTION

La filière chair dans l'espèce Gallus gallus en Algérie a connu une évolution certaine dans tous les segments de la production pour la mise en place d'un modèle intensif durant toutes les phases et les plans de restructurations qu'a vécu le pays pour pallier à un déficit de protéines animales. Selon les statistiques de la FAO (2009), l'Algérie est arrivée à des consommations de 7,7 kg par habitant en 1990 et 8,4 kg par habitant en 2008. Ces taux restent en deçà de la moyenne mondiale qui est de 12,9 kg/habitant et du taux des plus grands consommateurs de volaille dans le monde que sont les U.S.A ( 52,3 kg ), le Brésil ( 38,1 kg ) et l'union européenne des 27 (23,4 kg )(FAO, 2007).

La croissance de 3-4% observée ces 10 dernières années reste insuffisante et doit être améliorée. Cela passe automatiquement par une remise à niveau de nos élevages intensifs et une grande maitrise sanitaire des produits avicoles dès la naissance du poussin pour rattraper le retard.

La production du poussin d'une qualité irréprochable nécessite un énorme effort d'équipe impliquant tous les acteurs concernés par la filière depuis la gestion des reproducteurs. Ceci se fait par une bonne conduite sanitaire et hygiénique à chaque stade d'élevage et de production, consolidée par un maniement correct des OAC depuis les nids jusqu'à l'incubateur pour pouvoir maintenir un niveau acceptable de l'environnement du couvoir et de réduire l'exposition à la contamination (Afssa, 2000). En effet, durant la production, les couvoirs passent à travers un cycle de contamination qui peut se produire très tôt dès l'arrivée des OAC des fermes ou lorsqu'ils sont placés dans les incubateurs. Lors du transfert, l'environnement devient contaminé aussitôt que les oeufs sont retournés, à l'éclosion et lorsque les poussins sont manipulés (vaccinations - mise en carton - livraison) (Itavi, 2003). L'environnement des couvoirs est directement concerné par une large population de microorganismes, représentée par des virus, des champignons et surtout des bactéries. Si certains sont des agents pathogènes spécifiques à l'espèce aviaire, plusieurs sont des contaminants communs à la végétation, au sol, à l'eau et à l'atmosphère. Certains micro- organismes sont considérés comme non pathogènes en dehors de l'oeuf, mais dès qu'ils franchissent la barrière coquillère vont se localiser au niveau des différents constituants, notamment l'albumen et le vitellus qui sont détériorés, et deviennent des toxines capables de tuer l'embryon déjà en développement ou agir ultérieurement en affectant la viabilité du poussin

éclos. C'est la cause de la mort en coquille, des rejets et plus particulièrement de la mort précoce des poussins (Casa et al., 2008).

A la naissance, les poussins possèdent un système immunitaire immature qui les prédispose pendant les premiers jours de leur vie à une colonisation rapide (6-12 heures), complète (15 jours) et permanente (durant toute la vie de l'oiseau) par divers micro-organismes, commensaux ou pathogènes(Humbert et al.,1986).

A cause des rythmes intensifs de leur production, les volailles ne disposent à l'état naturel que d'une immunité limitée et sont donc d'une résistance fragile à toutes les étapes de production entraînant une conséquence directe sur les paramètres zootechniques du poulet (un faible GMQ pour un I.C élevé) (Gabriel et al., 2005).

De plus l'utilisation abusive des antibiotiques, à titre curatif ou préventif, dans les différents écosystèmes conduit à la sélection de souches bactériennes résistantes par l'élimination de la population sensible dans chacun de ces écosystèmes ou une résistance par sélection croisée (Miranda et al., 2008). L'émergence est observée quel que soit l'antibiotique et quels que soient le mécanisme biochimique et le support génétique de résistance (chromosomique ou plasmidique). Si beaucoup de travaux suscitent un intérêt quant à l'utilisation des probiotiques surtout en perspectives d'élimination totale des antibiotiques en tant que substances additives dans l'alimentation des volailles, la plus grande des garanties ne peut venir qu'en une application stricte et rigoureuse d'une hygiène sanitaire à tous les stades de la production du poulet. Il est nécessaire d'établir un programme de salubrité basé sur une charte commune impliquant ces différentes étapes de production du poussin d'un jour dont l'élément fondamental est bien le couvoir.

Dans cette optique, nous nous sommes fixés comme objectifs l'étude, le contrôle, le suivi de la qualité hygiénique et le niveau de désinfection de 3 couvoirs dans la région de Tlemcen et de Sidi bel Abbés, ainsi que l'analyse de certains paramètres zootechniques liés à ces 3 établissements d'accouvaison caractérisés par le calcul des taux d'éclosion et de mortalités embryonnaires et la détermination du poids moyen des OAC et des poussins à la naissance.

Après une brève revue bibliographique sur ce thème, nous décrirons nos résultats.

1.1 IMPLANTATION DU COUVOIR ET GESTION HYGIENIQUE ET SANITAIRE

Le choix d'isolement de l'emplacement d'un établissement d'accouvaison tend à faciliter l'application rigoureuse et efficace des différentes mesures de biosécurité tout en combinant à cette séparation physique à une séparation fonctionnelle à tous les niveaux de la chaine de production qu'il soit une production d'OAC au sein des élevages de reproducteurs ou une production de poussin d'un jour dans le couvoir (Afssa, 2000). Il est de règle pour une meilleure prévention hygiénique et sanitaire ainsi qu'une bonne maitrise des risques potentiels liés à la présence et à la circulation du personnel, d'animaux, de produits d'animaux et des objets pouvant entrainer un problème d'ordre sanitaire à l'établissement d'accouvaison et/ou aux voisinages immédiats ou lointains, soit d'une manière momentanée ou durable, le plus souvent nécessitant de gros moyens pour ramener la situation à la normale ; que le couvoir doit être:

1.1.2 AGENCEMENT DU COUVOIR

A l'éclosion, le nombre de germe est le plus élevé car la zone « éclosion » du couvoir est le siège de multiplication et de dissémination éventuelle des germes. De ce fait le couvoir est sectorisé en trois zones (ITAVI, 2003) :

La zone propre, composée des salles de tri des oeufs, aires de stockage des oeufs, aires de préchauffage et la partie incubation.

La zone souillée, qui englobe les parties éclosions, salles de tri et d'expédition du poussin et les aires de lavage et de désinfection du matériel.

La zone intermédiaire dite de transfert, considérée alternativement comme zone propre puis souillée et jouant un rôle de tampon car après son statut de zone sale pendant toute la durée du transfert, la salle est nettoyée pour lui faire réintégrer le statut de zone propre. 1.1.2.2 Déchets du couvoir

Ils sont constitués essentiellement des oeufs non incubés, des oeufs clairs éliminés après 18 jours d'incubation sous forme d'oeufs coquilles (entier) ou sous forme de coulé (fractions liquides de l'oeuf), de coquilles, des oeufs embryonnés non éclos (éliminés après éclosion) et des cadavres, le duvet et les poussins non valorisés « écartés après éclosion ». Après les avoir isolés et stockés dans un sas au niveau d'une zone spécifique, on veillera à une extrême restriction d'y accéder avant de les éliminer.

Ce principe respecte le sens unique « du secteur propre au secteur souillé » sans possibilité d'entrecroisement (figure 1et 2) et doit tendre à s'appliquer :

Avec un changement de tenues vestimentaires entres les zones. Ces postes sont conçus de façon à limiter le nombre de changement au cours des opérations.

Figure 1 : représentation schématique des mouvements du personnel (ITAVI, 2003)

A la circulation des oeufs entre les différentes étapes depuis la production de l'oeuf jusqu'à la production du poussin et son expédition et l'évacuation des déchets.

Aux matériels : Ce mode de mouvement est appliqué aussi à la totalité du matériel utilisé ou
non de manière à éviter tout entrecroisement entre les objets désinfectés et autres souillés.

A la circulation de l'air et de l'eau : il est fondamentalement nécessaire que la conception du couvoir permet le même principe de la circulation des personnes, du matériel et des oeufs pour le mouvement de l'air à l'intérieur du couvoir ainsi que pour l'alimentation en eau des différents compartiments.

Lorsqu'ils ne sont pas contrôlés, les germes circulants dans l'air peuvent constituer une source très importante d'agents pathogènes. C'est pourquoi, il est capital de procéder à la vérification de la pression d'air entre les différents compartiments qui doivent assurer un différentiel afin de permettre un mouvement d'air des secteurs propres vers les secteurs souillés quelque soit le mode de ventilation utilisé.

La ventilation statique : ce type de gestion de ventilation dont la hiérarchie des secteurs est basée sur l'existence de portes fermées ne permet pas de guider l'air.

La ventilation dynamique : elle est basée sur l'utilisation d'extracteurs avec systèmes de filtration d'air d'entrée (souhaitable). Le matériel d'extraction doit être installé de façon à éviter le recyclage de l'air vicié et de permettre aisément son nettoyage et son entretien.

La ventilation mixte : Ce mode de ventilation qui applique une admission d'air statique et une extraction dynamique avec une dépression hiérarchisée est le système le plus couramment utilisé.

Les sols, les parois et les plafonds doivent être conçus de matériaux faciles à nettoyer et à désinfecter de façon à faciliter une décontamination efficace et durable. Les sols doivent être carrelés ou enduits en ciment lisse (ciment de quartz) et les murs lisses avec un raccordement par arrondis (des murs entre eux, entre les murs et le sol et les murs et le plafond). Aucune eau stagnante n'est tolérée au niveau des sols d'où la nécessité d'une adéquate installation et d'un entretien rigoureux des siphons et canaux d'évacuation des eaux usées.

L'eau utilisée pour l'hygiène du personnel et le nettoyage des différents secteurs du couvoir ainsi que du matériel doit être impérativement d'une qualité microbiologique irréprochable et conforme aux critères de potabilité tout le long du circuit. Cette eau doit répondre aux paramètres microbiologiques précisés par la directive CEE(1995), (annexe 2).

La périodicité des prises d'échantillons pour le contrôle bactériologique de l'eau en usage dans le couvoir doit tenir compte des données épidémiologiques. L'indicateur des données épidémiologiques prendra en considération la taille du couvoir, le type et l'état du circuit et l'espèce à produire pour décider du nombre d'analyse à faire durant l'année. Il y a un minimum à respecter : une fois par an lorsque l'approvisionnement se fait en eau potable du réseau public, ou une fois tous les six mois si l'alimentation est assurée par une eau de puits ou de forage.

1.2 MICROFLORE DOMINANTE DE L'ENVIRONNEMENT D'UN COUVOIR

gallinarum ») et à l'émergence des cas en santé publique « Salmonella enterica enteritidis » (Korsan et al., 2004 ; Chalghoumi et al., 2008 et Pieskus et al., 2008). Il s'agit de la première cause de toxi-infection d'origine alimentaire avec l'apparition de salmonelles multi résistantes aux antibiotiques comme Salmonella enterica thyphimurium DT104 (Picoux, 2004 ; Clavijo et al., 2006 ; Musgrove et al., 2006 ; Musgrove et al., 2008). Ceci place les salmonelles en tête du tableau des microorganismes pathogènes dans la filière avicole d'autant plus que ces bactéries ont un large pouvoir de diffusion dans l'environnement. Une évaluation des risques, effectuée par la F.A.O et par l'O.M.S (2002 et 2007), a fait ressortir qu'il existe une relation linéaire entre l'incidence des salmonelles transmises par les volailles et la prévalence de Salmonella observée chez cette espèce, et que la réduction de moitié de la prévalence de Salmonella chez la volaille devrait faire chuter de 50% l'incidence des salmonelloses humaines.

Les salmonelles sont des entérobactéries appartenant à la famille des Enterobacteriaceae : ce sont des bacilles droits, gram négatif, qui mesurent 2.0 à 5 micromètres de long pour 0.7 à 1.5 micromètres de large, oxydase négative, anaérobies facultatives, douées de mobilité grâce aux flagelles sauf pour Salmonella pullorum gallinarum (immobile), produisant des acides et des gaz à partir du glucose, n'utilisent pas les citrates comme source de carbone et se multiplient aux températures ambiantes (8-45°C) avec un optimum à 35-37°C .

Selon la dernière classification de l'O.I.E (2005), le genre Salmonella comprend deux espèces (Salmonella enterica avec 06 sous espèces, dont enterica est la plus fréquemment impliquée dans les infections mixtes humaines et animales, et Salmonella bongori) (annexe 3) et quelque deux mille cinq cent serovars. Un classement en nette coordination avec le schéma de KAUFFMAN-WHITE ; diversification basée sur les modifications des antigènes somatiques « O » (de nature lipoplysaccharidique), capsulaires « K » « Vi » (glycolipides) et flagellaires protéiques « H ».

Cette classification récente a aussi conduit à une nomenclature plus courte : à titre d'exemple Salmonella thyphimurium au lieu de Salmonella enterica subsp enterica serovar thyphimurium.

Les colibacilles considérés comme bactéries pathogènes secondaires « agents de
surinfection » (Nakamura et al, 1992) restent la principale cause d'énormes pertes

économiques en élevage aviaire (Edens et al., 1997 ; Stordeur et Mainil, 2002 ; Manil, 2003b et 2004). La fréquence des infections bactériennes à Escherichia coli place cette pathologie en tête de liste des pathologies dominantes en élevage avicole, essentiellement celui du poulet de chair (Zahraei-Salehi et al., 2006) surtout avec l'émergence de nouveaux sérotypes « non typables »( Edens et al., 1997 ) à coté des sérotypes déjà identifiés comme hautement pathogènes pour l'espèce (O1K1 ,O2K1 , O78K80) ainsi que d'autres sérotypes représentés de manière significative (O8 , O5 , O18 , O35 , O88 , O1O9 , O115 et O116) (Dho-Moulin et al., 1990 ; Dho-Moulin, 1993; Dho-Moulin et Fairbrother, 1999 ; Joerger et Ross, 2005) .

Les souches d'Escherichia coli pathogènes aviaires (APEC) font partie du groupe pathogène extra-intestinal (ExPEC), qui est associé aux infections respiratoires et à la septicémie chez la volaille (Caza et al., 2008). Ces souches présentent de plus en plus de problèmes d'antibiorésistance (Miranda et al., 2008).

Si la transmission se fait , surtout, par voie respiratoire (10⁶ colibaciles par gramme de poussière présente dans l'environnement des volailles), y compris les sérotypes identiques à ceux trouvés dans les lésions (Gross, 1994), le véhicule des APEC via l'oeuf est aussi fréquent et se fait essentiellement à la faveur d'une contamination fécale de la surface de l'oeuf lors de l'oviposition avec une dissémination rapide à l'ensemble du lot lors de l'éclosion ( Jordan et Pattison, 1996 ; Dho-Moulin et Fairbrother, 1999). L'expression de la maladie due aux différents sérotypes d'APEC est variable en fonction de l'âge des poulets.

Signant une infection du sac vitellin et une omphalite. La mort survient juste avant l'éclosion lorsqu'il s'agit d'une mortalité embryonnaire et sur les poussins âgés de moins d'une semaine. Si les animaux échappent à la mort, la réduction du GMQ reste la seule manifestation (Jordan et Pattison, 1996).

Observés chez des oiseaux âgés de plus de deux semaines avec des pertes importantes vers 4-9 semaines (Edens et al., 1997 ; Dho-Moulin et Fairbrother, 1999) C'est l'expression principale de la pathologie colibacillaire avec un taux de mortalité pouvant atteindre 30-50 % mais les pertes économiques les plus significatives sont dues aux saisies d'abattoir et la forte réduction de la croissance (Yogaratnam, 1995).

La cellulite périorbitaire est une infection à Escherichia coli qui est le plus souvent une infection secondaire causée par des agents prédisposant généralement viraux ou suite à des agressions chimiques « taux d'ammoniac élevé » (White et al, 1990) et si la morbidité est faible la mortalité le plus souvent l'ultime évolution (Parriera et al., 1998).

L'ovarite salpingite est d'évolution le plus souvent chronique, faisant suite à une atteinte du sac aérien abdominal gauche « propagation par contigüité » (Gross, 1994).

C'est une cellulite de la région abdominale ventrale et sous les cuisses motivant

Granulome à Escherichia coli « HJARRE'S disease » C'est une coligranulomatose de faible fréquence.

Ces APEC sont des bacilles à extrémité arrondie, asporulés, gram négatif, mobiles, aérobies appartenant à la famille des Enterobacteriaceae, genre Escherichia qui pendant très longtemps ne renfermait qu'une seule espèce E. coli à laquelle sont venues s'ajouter d'autres espèces selon Euzebi (2004): E. blattae (1973), E. ermanii(1982), E. vulneris (1982), E. fergusonii (1985). De plus, et selon les critères modernes de taxonomie bactérienne, les genres Shigella et Escherichia sont identiques et les quatre espèces du genre Shigella devraient être inclues dans le genre Escherichia.

Les maladies aviaires causées par les mycoplasmes entrainent des mortalités embryonnaires et engendrent de lourdes pertes économiques dues essentiellement à des retards de croissance avec un indice de consommation élevé et à des saisies multiples au niveau des abattoirs, même si les différents programmes de prophylaxies ont contribué à une diminution de l'intensité de la maladie notamment les programmes d'éradication dans les cheptels reproducteurs (Kempf, 2006 ; Gautier et al., 2008 ).

La dissémination des mycoplasmes se fait verticalement par l'oeuf suite à la contamination de l'oviducte « M. meleagridis et M. iowae » ou par contigüité de l'oviducte aux sacs aériens contaminés « M. gallisepticum et M. synoviae » (Mac Owan et al., 1984 et Kempf, 1997) et horizontalement par voie respiratoire et/ou conjonctivale lors du contact direct entre les animaux ou indirectement par le biais des différents supports contaminés.

Après adhésion des mycoplasmes aux cellules épithéliales par l'intermédiaire de cellules spécialisées (Lee et al., 2008) et une période d'incubation en général de 1-3 semaines, l'expression clinique est très variable, et est fonction de l'espèce, de la virulence de la souche, de l'environnement « stress-surinfections » (Kempf, 1997). Les colibacilles semblent jouer un rôle important dans l'aggravation du taux de mortalité.

La maladie respiratoire chronique chez le poulet et la sinusite infectieuse chez la dinde sont provoquées par M. gallisepticum avec des lésions inflammatoires catarrhales des voies respiratoires supérieures, des bronches et des sacs aériens (Kempf, 1997 ; Gautier et al., 2008) avec une sensibilité plus marquée chez les jeunes.

La synovite infectieuse « articulations des ailes et des pates » est l'oeuvre de M. synoviae avec boiterie (Kempf, 2006) et une diminution des performances zootechniques de la pondeuse. La morbidité est extrêmement élevée « 90-100% » mais la mortalité reste faible bien que les pertes économiques dues aux saisies d'abattoir restent importantes (Kempf, 2006). Le poulet âgé de 4-12 semaines et le dindon de 10-20 semaines sont les plus vulnérables.

L'ostéomyélite déformante des vertèbres cervicales, due à M. meleagridis chez la dinde sont à l'origine du torticolis (Kempf ,2006) et les infections des voies respiratoires supérieures restent le plus souvent d'évolution subclinique et on constate la chute de l'éclosabilité et un retard de croissance des petits « turkey syndrom 65 ».

La mortalité embryonnaire tardive comme seule manifestation clinique (Kleven, 2003) est la réponse à une infection à M. iowae. Les mycoplasmes sont des bactéries de petite taille, génome très réduit, ne possédant pas de paroi d'où leur résistance aux betas lactamines mais sensibles à une large gamme d'antibiotique essentiellement les fluoroquinolones. Les

désinfectants usuels sont très efficaces sur les différentes espèces de mycoplasmes qui sont très nombreuses et de pathogènecité variables (Kleven, 2003_a) dont les plus importantes de l'espèce aviaire sont M. gallisepticum, M. synoviae, M. meleagridis (spécifique à la dinde) et M. iowae.

Bien que considérés comme fragiles dans le milieu extérieur ils peuvent survivre pendant plusieurs jours à température ambiante.

1.2.2 GERMES OPPORTUNISTES

A coté de la gamme des microorganismes hautement pathogènes et spécifiques ou non à l'espèce aviaire on dénombre une multitude de bactéries dites opportunistes et invasives. Ces microorganismes peuvent avoir des conséquences fâcheuses en élevage et sur la santé publique.

Campylobacter jejuni est une espèce bactérienne zoonotique (WHO, 2000) qui prend une importance de plus en plus croissante chez l'homme en matière de T.I.A.C « gastro-entérites sporadique les plus sévères » après les salmonelles (Wilson et al., 2008 ; Colles et al., 2008 et Picoux, 2004). C'est un hôte naturel du tube digestif des oiseaux, en particulier du poulet, du bétail et du mouton. 97% des cas de maladies humaines sont attribuées aux animaux « viandes et volailles » ou la fréquence de la campylobactériose humaine coïncide avec l'augmentation de la contamination des carcasses de volaille avec Campylobacter jejuni, impliquant la chaine alimentaire surtout avec les nouvelles méthodes de cuisson « microonde » où le poulet prend une place très significative (Picoux , 2004 ; Wilson et al., 2008 ) (figure 3). L'environnement et les animaux sauvages sont impliqués à 3%, seulement (Wilson et al., 2008).

Campylobacter est une bactérie définie comme un genre appartenant à la famille des Campylobacteriaceae englobant 16 espèces dont l'espèce jejuni est la plus redoutée, à-côté d'autres espèces dites thermo tolérantes « C. coli et C. lari » (Afssa, 2006), bactérie spiralée, incurvée, Gram^-, micro aérobie, mobile grâce à leurs flagelles (1-2) polaires, mésophile adaptée à la vie dans le mucus du tube digestif de l'homme et des animaux y compris les oiseaux et n'utilisant pas le sucre.

Ce sont des germes opportuni stes communs à l'homme et aux animaux p ouv ant causer d'énormes pertes économiqu es dans l'industrie des volailles (Zhou e t a l., 2007), particulièrement dans la filière pou let de chair entre 6-12 semaines d'âge. Prof itant de la rupture de l'intégrité tégumen taire pour envahir différentes parties de l'o rga nisme du poulet, les Staphylocoques se man ifestent surtout à la faveur d'une hygiène dé fectueuse sous forme d'omphalite, de der mit e, d'abcès, d'arthrite septique et même d e la septicémie (Villate, 2001 et Zhou et al., 2007).

En dépit d'une antibiothérap ie efficace, les mortalités liées aux com plic ations de Staphylococcus aureus peuvent être considérables (Nawaz et al., 1999) et at teind re 3-20 % (Zhou, 2007). En élevage avicole , les arthrites de ces Coccis, peuvent servir d e mo dèle pour l'étude de maladies humaines, v ues leur similitude (Alderson et al., 1986).

Les staphylocoques appartienn ent à la famille des Micrococcaceae, Gram⁺ , a naérobies aérobies facultatifs, 0.5-1 um de dia mètre (Devriese et al., 2005), fermentent le gl ucose sans produire de gaz, transforment le nit rate en nitrite, asporulés et on en dénom bre 3 5 espèces (Afssa, 2006). Le critère de leu r cla ssification est la production de coagulas e qu e seuls S. aureus, S. hyicus et S. intermedius Produisent.

L'importance de la présence des entérocoques et surtout liée à leur pou voir émergent
comme agents pathogènes nos ocom iales dans les deux dernières décennie s, do ués d'une

antibiorésistance d'autant plus que la fréquence d'infection par ces germes est en croissance continue et se distinguent des streptocoques par leur capacité de se multiplier à une température de 10-45°C et à pH égale à 9,6.

Les streptocoques, notamment du groupe D de Lancefield, sont des germes de sortie qui signent une mauvaise désinfection ou un nettoyage inefficace du matériel et des bâtiments (Villate, 2001) ainsi que de la qualité de l'eau utilisée (Villate, 2001).

Pseudomonas aeruginosa est un élément normal de la flore digestive et cutanée, germe tellurique et ubiquiste et suite à de lourdes fautes hygiéniques il peut être la cause des infections vitellines et de septicémies (Villate, 2001).

P. aeruginosa, bacille le plus commun du groupe Pseudomonas, famille des Pseudomonadaceae, est mobile grâce à son flagelle simple, Gram^- et aérobie stricte.

1.2.3 AUTRES GERMES

D'autres bactéries peuvent aussi jouer un rôle comme Klebsiella, Citrobacter et Listeria monocytogenes qui est la bactérie la plus dangereuse de l'espèce Listeria (Villate, 2001).

1.3 CONSTITUTION DE L'OEUF ET INSTALLATION DE LA FLORE DIGESTIVE DU POULET

1.3.1 CONSTITUTION DE L'OEUF

Dans la filière chair, l'oeuf, d'une manière générale et l'oeuf à couver en particulier, est un oeuf fécond produit par des reproducteurs sains, ayant une maturité sexuelle correcte conditionnée par de très bonnes conditions d'élevage et spécialement une très bonne adaptation du programme lumineux. L'oeuf produit, dès la vingt sixième semaine d'âge, d'une caractéristique nuancée par l'espèce d'oiseau (Wolanski et al., 2007) , par la souche (du blanc au blanc légèrement teinté et jusqu'au foncé extra roux), d'un poids variable (50- 65 grammes) en fonction non seulement de la souche mais aussi de l'âge de la poule (Peebles et al., 2004 ; Fasenko, 2007 ; Yalcin et al., 2008).

Les dimensions moyennes sont de huit centimètres de long et de cinquante cinq millimètres
de diamètre. Il existe une corrélation positive entre la taille de l'oeuf et une suplementation

alimentaire (Yassin et al., 2008). Cette taille des oeufs peut avoir une influence sur les performances des progénitures (Peebles et al., 2001).

La taille et la composition des oeufs sont liées à des facteurs génétiques et d'autres non génétiques (Yassin et al., 2008). La structure anatomique d'un oeuf (figure 4, 5 et 6) est composée (Renoux, 1971) de l'extérieur vers l'intérieur comme suit :

Elle donne la couleur de l'oeuf en fonction des facteurs génétiques. Sa structure physique semi-perméable lui procure un rôle de protection contre les chocs et l'évaporation, laissant passer l'oxygène et le gaz carbonique (respiration de l'embryon) à travers les pores en nombre de millier (Evearaert et al., 2007) et empêche la pénétration des germes. Grâce à la cuticule et avec la membrane coquillère, elle constitue la première barrière contre l'agression des micro-organismes (Nakano et al., 2003). Son épaisseur peut être un facteur important dans l'éclosabilité (Pedroso et al., 2005 ; Yassin et al., 2008). L'intégrité de la cuticule reste un excellent indicateur de la pratique d'élevage observée sous l'effet des U.V.

Elle est dédoublée en membrane coquillère externe fortement adhérente à la coquille et en membrane coquilère interne très rapprochée de l'externe jusqu'au bord arrondi de l'oeuf laissant place à la chambre à air sous la membrane externe.

Elle est quasiment absente au moment de la ponte. Elle commence à se former lors du refroidissement de l'oeuf et forme une poche d'air entre les deux membranes coquillères du coté du bord arrondi de l'oeuf.

Constitué de deux sortes d'albumen, un albumen externe et interne de consistance
relativement fluide (40% d'albumen) et un albumen médian plus visqueux (57% d'albumen)
et qui entourent le vitellus (figure 5). Son poids total est en fonction de l'âge de la poule, et

est plus élevé avec les bandes plus âgées (Yalcin et al., 2008) mais sa qualité se trouve diminuée (Tona et al., 2004).

L'albumen en entier sert d'amortisseur de choc pour le vitellus avec les chalazes et lors du développement embryonnaire il est source d'eau et de protéine. Il assure un vrai rôle antibactérien par ses caractéristiques bactéricides et bactériostatiques.

C'est une paire de cordons d'albumen (3% d'albumen). Il s'agit de chalaze sénestre (située sur le coté droit de l'embryon) et de chalaze dextre (sur son coté gauche), enroulés. Elles fixent solidement le vitellus et son contenu au centre de l'oeuf.

Il est entouré d'une membrane vitelline constituée de disques jaunes (vitellus jaune, de synthèse diurne) et de disques blancs (vitellus blanc, de synthèse nocturne) formant le jaune d'oeuf d'un diamètre de trois centimètres. La masse centrale du vitellus, la plus anciennement formée est formée par la latebra qui constitue le col et le noyau de pander qui marquent le chemin de la migration de la cicatricule (le disque germinatif) d'un diamètre de trois millimètres vers la surface et qui commence à se développer dès le premier jour à 37,5°C (Pedroso et al., 2005). Le noyau de pander est constitué de telle manière que son poids spécifique le fait tourner vers le haut qu'elle que soit la position de l'oeuf.

Il existe un rapport jaune-blanc d'oeuf qui varie en fonction des souches et des lignées (Peebles et al, 2001) ainsi que de la taille de l'oeuf.

Figure 4 : Constituants anatomiques d'un oeuf Figure 5 : Proportions des différents

La coquille : elle renferme la trame protéique kératinisée, des cristaux d'hydroxy-apatite, du carbonate de calcium, des pigments de coloration : la porphyrine, des dérivés des sels biliaires et de l'hémoglobine et d'autres sels minéraux.

Ovalbumine constitue la protéine majeure du blanc d'oeuf. Elle est un nutriment essentiel pour l'embryon. Il ne possède aucune activité inhibitrice de protéase, sauf dans certaines conditions très particulières.

Ovotransferrine : Protéine chélatrice de fer ayant une triple action sur les micro-organismes :

Ovomucoide : interagit avec une toxine de type SHIGA d'où son activité antimicrobienne contre certaines souches d'Escherichia coli enterotoxiques (Miyake et al., 2000).

Ovo mucine : glycoprotéine constituée de deux sous unités (alpha et beta) insoluble en solution diluée et qui confère au blanc son aspect gélatineux. Elle peut se lier à Escherichia coli O157 :H7 par l'un de ses peptides (Kobayashi et al., 2004)

Avidine et flavoproteine : ont une forte affinité pour la biotine (vitamine B8) et la riboflavine (vitamine B2) entrainant ainsi une diminution de leur biodisponibilité donc une action antimicrobienne dont la croissance nécessite la présence de ces vitamines.

Lysozyme : ses activités antimicrobiennes peuvent être soit en action seule ou liée contre certaines bactéries, telle Pseudomonas et Escherichia coli par activité d'une nuramidase (Decker et al., 2008).

Phosvitine : c'est l'une des protéines les plus phosphorylée qui emmagasine le Ca⁺⁺ et le fer pour l'embryon et agit par concomitance entre sa propriété de chélateur d'ions métalliques et son action sur les surfaces de bactéries sur les souches enterotoxiques d'Escherichia coli (Sattar Khan et al., 2000).

§ Immunoglobulines maternelles : les IgY équivalent des IgG chez les mammifères sont

transmis de la poule à l'embryon via le jaune d'oeuf (Villate, 2001). Après une

immunisation par un antigène, le jaune d'oeuf peut contenir jusqu'à 135 mg d'IgY (Ruan

et al., 2007) dont 2-10% sont des anticorps spécifiques (Chalghouni et al., 2008).

Ces immunoglobulines empêchent l'adhésion des pathogènes et facilitent ainsi leur élimination comme c'est le cas pour Helicobacter pylori (Shin et al., 2002), Escherichia coli (Giraud et al., 2001) ou des salmonelles (S. enteritidis et S. thyphimurium) (Barman et al., 2005).

D'une manière globale un oeuf de 60 grammes est composé en grande partie d'eau (75%) et de matière sèche (25%) comme indiqué dans le tableau 1.

Le parcours de l'oeuf, de la cavité coelomique (lieu de l'ovulation) jusqu'au cloaque (urodaeum) est l'oviducte. Chez la poule, seul l'oviducte gauche reste fonctionnel, c'est un milieu naturel où une série d'événements chronologiques et séquentiels se produisent aboutissant à la formation de l'oeuf entier (Villate, 2001).

Pour assurer le développement autonome de l'embryon dans un milieu externe, la poule doit participer durant 21 jours (Rehault et al., 2007), avant même l'ovulation, par la mobilisation d'un ensemble de nutriments et des systèmes régulateurs et de protection, nutriments nécessaires à la croissance embryonnaire qui s'effectue en dehors du corps maternel.

Le cytoplasme actif contient les chromosomes maternels concentrés en une petite zone du vitellus appelée blastodisque qui est identifié comme une petite tache blanche de 2-3 mm de diamètre (Villate, 2001).

Infundibulum : pavillon permettant la réception de l'ovule (jaune d'oeuf), sa fécondation en présence d'un spermatozoïde et sa consolidation par la membrane vitelline. Il est, en moyenne, de 0.9 cm de longueur. La durée de passage est de 18 mn (Villate, 2001).

Magnum : c'est la plus longue fraction de l'oviducte. D'une longueur de 33 cm. Elle est caractérisée aussi par des parois très épaisses. C'est dans le magnum qu'ont lieu les sécrétions des 40-50% de l'albumen (blanc d'oeuf). La durée de passage est de 3h (Villate, 2001).

Isthme : lieu de sécrétion de l'albumine et des membranes coquillères, il mesure 10 cm de long. La durée de passage est de 1h (Villate, 2001).

Utérus : c'est le lieu où le temps de séjour de l'oeuf dans l'oviducte est le plus long (20-22
heures) permettant l'achèvement de la formation du reste de l'albumen (60-50%) par le
phénomène du `'plumbing» (enrichissement en eau et en sels minéraux à travers les

membranes coquillères par pression oncotique) et le dépôt de calcium nécessaire à la formation de la coquille. C'est la chambre à coquille. Il mesure 11 cm (Villate, 2001).

Vagin : d'une longueur de 12 cm (Villate, 2001), il permet le séjour de l'oeuf pour la formation de la cuticule et l'oviposition en vue de son expulsion. La durée de passage est de quelques mn.

OEufs souillés : C'est la traduction d'une hygiène défectueuse de la litière en particulier au niveau des nids et/ou une collecte peu fréquente. C'est le Principal problème des OAC.

Absence de coquille et coquille molle : l'absence totale de la coquille ou une coquille fine ou molle de l'oeuf peut être observée sporadiquement sans aucune étiologie mais parfois sa fréquence signe un état de stress nocturne ou une déficience calcique et/ou vitaminique (vit D) mais surtout une perturbation du rapport phosphocalcique (Lim et al., 2003) dans l'alimentation des reproductrices et dans certaines pathologies graves telles que la bronchite infectieuse et la Laryngo Trachéite Infectieuse (Villate, 2001).

Coquille rugueuse : Anomalie attribuée à la génétique mais peut aussi être observée à la faveur d'un phénomène pathologique comme l'expression d'une atteinte de l'oviducte lors de la maladie de bronchite infectieuse (Chousalkar et al., 2006) ou le résultat d'une surconsommation d'antibiotique ou de calcium surtout en âge avancé des poules (Gordon et al., 1997).

Coquille craquelée : Défaut de coquille observé à la faveur d'un surpeuplement ou d'une mal conception des nids ou parfois lors d'un stress lié à une forte élévation de température.

Taches de sang : Phénomène observé sur le blanc ou le jaune d'oeuf, pouvant survenir lors d'un grand stress à une demi-heure avant l'ovulation ou suite à des variations d'ambiance marquées par forte fluctuation de température, un éclairage continu ou suite à une utilisation prolongée de sulfamides. Les carences en vit K et en vit A semblent jouer un rôle dans ce type d'anomalie, et l'origine du sang est le follicule ovarien (Villate, 2001).

Liquéfaction du blanc : Le blanc d'un oeuf fraichement pondu est de consistance aqueuse et sa consistance visqueuse est acquise lors de son refroidissement. Une liquéfaction anormale est synonyme d'un contact important avec l'ammoniac atmosphérique (Benton et Brake, 2000).

A l'éclosion, les poussins incubés dans des conditions et un environnement d'hygiène optimale, possèdent un tube digestif totalement stérile (Yegani et Korver, 2008). L'implantation et la colonisation des microorganismes dans la muqueuse, qu'ils soient pathogènes ou commensaux, commencent dès les premiers instants de la vie de l'oiseau pour s'intensifier avec les prises alimentaires, et ceci par leur présence dans la lumière intestinale et/ou par leur adhésion aux sites de fixation qui tapissent la muqueuse des entérocytes. Ceci a été démontré avec la paroi du caeca par plusieurs auteurs, notamment par Barrow et al., 1987 et Rao et Chauhan, 1987.

Il existe une compétition pour ces sites d'adhésion entre les microorganismes pathogènes et commensaux et l'implantation précoce au niveau des sites par la microflore bénéfique, protège l'animal contre des infections salmonelliques ultérieures (Humbert et al, 1989). Cette occupation, qui commence dès les premières heures (tableau 2), semble atteindre son optimum vers l'âge de 15 jours et perdure durant toute la vie de l'oiseau (Humbert et al., 1989). Lors d'une ingestion orale de salmonelles, la colonisation intestinale est la première étape de l'infection, provoquant une excrétion persistante dans les fientes pour atteindre ensuite le foie, la rate. Le site principal de multiplication reste le caecum (Hudault et al., 1985).

Au moment de l'éclosion de l'oeuf, l'environnement va jouer un rôle capital. l'environnement définit l'ordre dans lequel les oiseaux sont exposés aux microorganismes et de leurs aptitudes à coloniser l'intestin (besoin en nutriments, lieu de développement et interactions entre ces microorganismes) (Gabriel et al., 2003 et 2005 ; Zhou et al., 2007 ; et Yegani et Korver, 2008) d'autant plus que l'immaturité du système immunitaire des poussins les prédispose dès leur naissance.

1.3.2.2 Impact anatomo-physiologique du développement microbien sur le tube digestif du poulet

Bien que le tube digestif (TD) du poussin soit anatomiquement complet à l'éclosion (Sklan, 2001) la microflore du TD du poulet lui confère une anatomie particulière par le fait que les intestins sont plus lourds et plus longs, comparativement aux oiseaux axéniques dont la paroi est moins épaisse. Cette propriété est due à la richesse en tissus connectifs (Karcher et Applegate, 2008) particulièrement la lamina propria, et aussi à l'augmentation de la taille des tissus lymphoïdes (plaques de PAYER). C'est ainsi qu'on peut constater, chez un poulet dont l'installation de la flore digestive est arrivée à son niveau optimal, que les villosités intestinales sont plus hautes, de formes irrégulières et que les cryptes sont plus profondes car ce système gastro-intestinal doit assurer la fonction de nutrition du poussin après épuisement des réserves de l'oeuf (Yegani et Korver, 2008).

Uni et al., en 1999 et en 2003 démontrent que ce sont les entérocytes, par leurs villosités (figure 7), qui vont assurer la fonction d'absorption digestive et que cette mosaïque d'entérocytes existe à la naissance, mais un délai de 1-2 jours est nécessaire pour une utilisation efficace du début de l'alimentation (Sklan, 2003).

La prolifération de cette muqueuse, résultat d'une hyperplasie cellulaire, est en faveur d'une grande optimisation de la surface d'absorption, en concomitance avec une augmentation du poids de l'intestin.

Figure 7 : Volume des villosités intestinales et Nombre d'entérocytes par
villosité chez un poussin (selon Uni et al, 1999)

Le poulet renferme quelque 29 genres bactériens qui représentent 200 différents types métaboliques (Gabriel et al., 2003 et 2005). Cette multitude de microorganismes peut être répartie en trois grands groupes :

Une flore dominante : représentée par les anaérobies stricts et spécifiques de l'espèce aviaire avec une densité de 10⁷germes/g et où on trouve Lactobacillus et Enterobacter. Une flore sous dominante : avec une densité de 10⁵-10⁷ germes/g et qui est surtout

dominée par les streptocoques et des entérobactéries moins spécifiques de l'espèce avicole. Une flore transitoire : d'une densité inferieure à 10⁵ germes /g renfermant surtout des anaérobies stricts.

1.4 HYGIENE DE L'OEUF A COUVER AUPRES DES CENTRES DE PRODUCTION ET DU COUVOIR

Pour bien conserver la bonne qualité hygiénique des OAC, il est impératif de bien veiller à l'application d'un certain nombre de mesures lors de leur ramassage, mesures qui consistent à :

§ Multiplier la fréquence de ramassage à intervalles réguliers (au minimum 2 fois par jour) et utiliser des récipients propres et désinfectés (Itavi, 2003 ; O.I.E, 2008). Il existe une corrélation entre le taux d'éclosabilité et la fréquence de ramassage des OAC (Fasenko et al., 2008 ; Fasenko, 2007 ; et Heier et Jarp, 2001).

§ Faire subir un premier tri à chaque lot d'OAC dès les premiers instants du ramassage au niveau des élevages reproducteurs, en veillant à mettre de côté tous les oeufs sales, cassés, fêlés et présentant des fuites ou des irrégularités (bosses) pour les écarter du lot à couver (Itavi, 2003 et O.I.E, 2008).

Une fois collectés, les OAC doivent être stockés à une température fraiche (15-20°C en général, 13-15°C selon O.I.E, 2008) et une humidité relative de 75-80 % (Fasenko, 2007) dans des salles conçues à cet usage (Itavi, 2003). En effet, un bon stockage est synonyme d'un taux d'éclosion optimal. La qualité des poussins éclos est tributaire du poids des OAC et surtout de la qualité de la coquille (Christensen et al., 2006) . Plus l'oeuf est léger et moins le poussin est de bonne qualité et moins l'éclosion est à son optimum (Fasenko et al., 2008 ., Fasenko, 2007), d'où la nécessité de limiter la durée de stockage des OAC à moins de 7 jours (Christensen et al., 2003 ; Fasenko, 2007) pour limiter la déperdition d'eau par évaporation et ainsi minimiser l'influence négative sur la qualité des OAC et par conséquence sur les poussins (Christensen, 2001 ;Tona et al., 2003).

Une désinfection primaire des OAC doit se réaliser immédiatement dès leur collecte (Heier et Jarp, 2001) dans les centres de production et conformément au code sanitaire pour les animaux terrestres relatif aux procédures d'hygiène et de sécurité sanitaire dans les élevages de volailles reproductrices et les couvoirs (O.I.E, 2008). Il faut veiller à soumettre les OAC à une fumigation au formaldéhyde, ou appliquer une solution de désinfectant pour coquilles d'oeufs par pulvérisation ou par immersion, ou encore toute autre méthode d'hygiène jugée utile par l'autorité vétérinaire.

La fumigation doit se faire dans une chambre spéciale ou à défaut une pièce ou un local
construit en matériaux imperméables et pouvant être rendu aussi étanche à l'air que
possible. La ventilation est nécessaire pour faire circuler le gaz pendant l'opération et

l'expulser une fois la désinfection achevée. La maitrise de la capacité totale de la pièce est capitale pour s'assurer de l'efficacité de la désinfection.

L'opération doit se réaliser en une vingtaine de minutes en présence d'une source de chaleur pour maintenir une température de 24-38°C. On place la solution de désinfectant dans un ou plusieurs (de préférence) récipients en matériaux ininflammables (métal, feuilles de métal, argile, émail, ) en commençant par le KMnO4 puis le formol. Les fumigations (vapeur de formol) sont utilisées seules ou en association avec les permanganates de potassium depuis de nombreuses années pour la fumigation des OAC et des équipements. Les avis ne sont pas unanimes sur les concentrations. Ainsi, l'O.I.E. (2008) a proposé deux méthodes pour trois concentrations :

Concentration A : 53 ml de formol (solution à 37.5%) +35 g de KMnO4/m³ de volume d'air
Concentration B : 43 ml de formol (solution à 37.5%) +21 g de KMnO4/m³ de volume d'air

Concentration C : 45 ml de formol (solution à 40%) + 30 g de KMnO4/m³ de volume d'air Méthode 2

Elle consiste à placer une quantité requise (10 g/m³) de poudre ou de pastille de paraformaldéhyde sur une plaque préchauffée tout en maintenant un taux d'humidité suffisamment élevée (60-80%).

1.4.2 TRANSPORT DES OAC

L'acheminement des OAC depuis les centres de production vers les établissements d'accouvaison doit être réalisé dans des emballages neufs et propres, dans des véhicules propres et désinfectés (O.I.E, 2008), avant et après le transport (Itavi, 2003) en veillant au respect de la continuité des conditions de stockage (température essentiellement) afin d'éviter tout phénomène de condensation à la surface de la coquille des oeufs ; phénomène qui est à l'origine du passage des germes à travers la coquille pour atteindre les constituants de l'oeufs (Itavi, 2003).

1.4.3 GESTION DES OAC AUX COUVOIRS

Pour une maitrise aussi convenable que possible d'une bonne et satisfaisante traçabilité,
l'accouveur doit veiller à l'identification des lots d'OAC et de leur emplacement exacte à tous

les niveaux de l'établissement ainsi qu'à la bonne gestion épidémiologique de ces différents lots (Itavi, 2003). L'identification est réalisée par un marquage des oeufs (Itavi, 2003). Dans le cas de l'Algérie, ce numéro est composé de six chiffres suivi de la lettre C et du numéro de bâtiment (bt ) (DSV, 2004) et est constitué comme suit : les 2 premières lettres indiquent le code de la wilaya où se trouve le troupeau reproducteur, la 3ème et 4ème lettres indiquent le code de l'aviculture (15), les 2 derniers chiffres représentent le numéro de série et la lettre C pour la filière chair et Bt avec un chiffre indique l'identification numérique du bâtiment.

Exemple : premier bâtiment d'un premier élevage de la wilaya de Sidi Bel Abbès : 221501Cbt1

La date de production n'est pas sans importance pour la maitrise des dates de mise en incubation. Cependant, il existe deux principaux obstacles quant à la gestion, à la fois économique et sanitaire du flux par lot. Pour une meilleure gestion économique de l'investissement, il faut occuper l'ensemble des machines et rassembler un stock d'OAC suffisant, mais tout en veillant à la notion de l'âge de l'oeuf, car le stockage est devenu une pratique nécessaire dans les modes de production intensifs et rationnels (Chistensen et al., 2003 ; Tona et al., 2003 ., Christensen, 2007).

L'accouveur doit surveiller en permanence les différents contrôles expérimentaux (bactériologique et mycologique) effectués sur les reproducteurs, que ce soit de son propre élevage ou des OAC provenant d'autres troupeaux fournisseurs, pour s'assurer continuellement du statut sanitaire de ces élevages et éventuellement intervenir pour mieux gérer un, voire plusieurs, lots suspects (Itavi, 2003).

1.4.3.3 Identification des risques sanitaires et détermination des points sensibles

Selon l'Itavi (2003), cette opération doit être faite à tous les niveaux de la manipulation des oeufs depuis leur arrivée à l'établissement d'accouvaison, suivant le système HACCP (tableau 3).

Tableau 3 : Représentation des différents risques sanitaires selon Itavi (2003).

- Contrôle myco-bactériologique de la salle, du matériel et des oeufs (1 fois/2mois)

- Identification des lots, des lots importés et des lots suspects par date et troupeau de production

troupeau, date de production et le nombre) - Incubation isolée des OAC suspects et

- Accès réservé, tenue vestimentaire spécifique au secteur « propre » et respect du vide sanitaire « fréquence »

- Manipulation des poussins du moins vers le plus contaminé&interruption entre les lots

- Contrôle mensuel myco-bactériologiques de la salle et du matériel, recherche des germes pathogènes et des germes spécifiques « lot suspect » (salmonelles&mycoplasme

- Propreté défectueuse au débarquement des OAC et/ou de la salle de réception

- Non respect du circuit du sens unique - Hygiène défectueuse de la salle et des machines .Fréquence insuffisante des vides sanitaire

- Mélange des lots et dispersion des lots
suspects dans les caisses d'éclosion

- Perte de l'identification des lots à la sortie - Hygiène défectueuse de la salle, des machines et du personnel

- Insuffisance d'hygiène du local, matériel et des personnes ainsi que du camion d'expédition du poussin

1.5 DEVELOPPEMENT EMBRYONNAIRE DU POULET DE CHAIR

1.5.1 GENERALITES

La croissance embryonnaire commence tôt durant la constitution de l'oeuf jusqu'à son acheminement dans l'oviducte aboutissant à la différenciation cellulaire (Fasenko, 2007). La distinction entre OAC fertiles et OAC infertiles est quasiment impossible sans les détruire ; ce qui est fort préjudiciable pour l'incubation. La fertilité d'un troupeau est généralement jugée acceptable aux alentours de 90% durant une grande partie de la période de ponte avec une moyenne pour la production de poussin de l'ordre de 83% (Jordan et Pattison,1996) alors que certaines études des sciences avicoles ont montré des taux, d'éclosion des oeufs fertiles de 97.3% et de fertilité de 94% (Yalcin et al., 2008). Dans les conditions optimales le développement embryonnaire durant l'incubation, est normal et l'éclosion s'effectue en 21 jours (Fasenko, 2007).

1.5.2 ETAPES DE LA CROISSANCE EMBRYONNAIRE

En réalité le développement embryonnaire a lieu avant même le début de l'incubation même, avant l'oviposition, si la fécondation a lieu. Durant les 24-26h de la formation de l'oeuf, le blastodisque subit une série de changements morphogénétiques (méiose-mitose) à l'intérieur de l'oviducte, entrainant une différenciation cellulaire (Fasenko, 2007). De ce fait le développement embryonnaire précoce commence dès le passage du vitellus dans l'oviducte en concomitance avec l'achèvement de la formation de l'oeuf. La fécondation a lieu dès l'ovulation et la réception de l'ovocyte par l'infundibulum, puis juste après vient la deuxième division méiotique lors du passage de l'ovule au niveau du magnum. Alors que les secrétions coquillères ont déjà commencé, la première division mitotique a lieu 3-5h après la fécondation (Olsen, 1942). La division du blastodisque unicellulaire implique de nombreuses divisions mitotiques produisant un embryon avec des milliers de cellules génétiquement identiques (Fasenko, 2007). Après le développement du premier sillon (environ 11h), l'embryon est dit blastoderme : c'est un disque circulaire de 5-6 cellules épaisses au centre, entourées de 1-2 cellule(s) périphérique(s) (Bellairs, 1971). Quand l'ovule arrive au niveau de l'utérus, le premier événement morphogénétique de l'embryon survient, impliquant la perte cellulaire de la région centrale du blastoderme (Eyal-Giladi et Kochav , 1976). De ce fait, et à partir de ce stade et jusqu'à l'oviposition (la ponte), la région centrale du blastoderme est constituée de 1-2 couches cellulaires épaisses entourées de plusieurs couches périphériques.

La région translucide centrale du blastoderme est dite zone pellucide. Quand les anneaux cellulaires périphériques viennent en contact avec le vitellus, ils sont dits zone opaque. Le résultat de ce développement embryonnaire précoce est que juste avant l'oviposition, il existe approximativement entre 40.000 et 60.000 cellules pour le cas du poulet de chair (Eyad-Giladi et Kochav, 1976 ; Fasenko, 2007), avec une certaine influence de la densité d'élevage et de l'âge de la reproductrice. Cette maturité de développement embryonnaire précoce à la ponte reste plus élevée que chez d'autres espèces comme la dinde (Gupta et Bakst, 1993).

Les différents processus embryologiques aboutissant à la formation d'un futur poussin à partir d'une cellule fécondée sont complexes et peuvent être classés en trois étapes (Le Douarin, 2004) :

Etape 1 : de différenciation, elle correspond à la formation et à la mise en place des différents tissus et organes à partir d'une cellule mère (ovule x spermatozoïde).

Etape 2 : de croissance, elle est caractérisée par un important développement de tous les organes et s'achève vers le 16ème jour.

§ Au 4eme jour de l'incubation, il y a formation des vaisseaux sanguins et du coeur.

§ Au 7eme jour, tous les organes vitaux sont en place. C'est l'âge où il est très utile de mirer les oeufs pour éviter les non fécondés (oeufs clairs).

§ Au 11ème jour, le corps, la tête, le cou, le bec et les membres du futur poussin sont bien distincts bien que la taille des yeux est toujours disproportionnée.

§ Au 14ème jour, s'achève la formation des plumes. C'est l'âge du 2eme mirage pour contrôler le bon développement de la chambre à air, qui est vitale pour la survie du poussin (adapter le taux d'humidité).

Etape 3 : de maturation des systèmes physiologiques qui a lieu la dernière semaine de l'incubation (17-20 jours) et se poursuit la première semaine post-éclosion (Christensen et al., 2001). Cette maturation s'achemine vers la préparation du poussin à la sortie de l'oeuf. La chambre à air est totalement absente car sans cet espace supplémentaire, le poussin n'a aucune chance de bouger, de piquer la coquille et de clore. Au 21ème jour et à la faveur de quelques heures d'efforts, le poussin s'extrait de la coquille, épuisé et humide.

1.5.3 PERIODES CRITIQUES ET PARAMETRES DETERMINANT L'EMRYOGENESE

Pour réussir un bon développement embryonnaire et une éclosion vers le 21^ème Jour (Fasenko, 2007) dans des conditions les plus proches de la normale, il faut respecter un certain nombre de paramètres comme la température, l'humidité, le retournement, les échanges gazeux et autres facteurs (Leksrisompong et al., 2007 et 2009).

Les embryons de poulet sont des poïkilothermes dont la croissance et le maintien des fonctions métaboliques dépendent de sources externes de chaleur (poule-incubateur) de l'ordre de 37.5-38°C (Joseph et al., 2006). Ce paramètre est aussi déterminant pour un meilleur développement de l'embryon et une éclosion optimale que pour une croissance correcte du poussin après éclosion avec une moyenne de 37.8°C (Leksrisompong et al., 2007 et 2009), (température de la coquille d'oeuf qui reste le seul moyen efficace de mesure de la température de l'oeuf (Lourens, 2005 et 2006), avec une fluctuation observée en fonction de la position de l'oeuf dans les machines du stade de développement embryonnaire, plus basse (36,7°C) le premier tiers de l'incubation et plus élevée (38,9°C) à la troisième semaine (Joseph et al., 2006).

L'effet positif de la température optimale de 37,8°C est exprimé par la taille (longueur) de l'embryon, son poids et celui du jaune d'oeuf libre (Collin et al., 2005). D'une manière globale et durant l'incubation, on distingue deux phases : une première (0-7 jours), dite endothermique où les embryons ont besoin de chaleur qu'ils absorbent, et une deuxième (8- 17 jours) qualifiée d'exothermique où la croissance embryonnaire dégage de la chaleur (French, 1997).

L'humidité relative doit être adaptée aux conditions de développement embryonnaire et au dégagement de la chaleur et les meilleurs scores sont réalisés avec un taux d' HR de 53% (soit 84 % pour un hygromètre à bulbe humide) (Leksrisompong et al., 2007) entre 0-16 jours (Bruzual et al., 2000), pour être ramenée selon l'âge de la poule à 88%-92% entre 19-21 jours (Kirk et al., 1980).

L'âge de la bande joue un rôle très significatif dans le développement embryonnaire et le
taux d'éclosabilité où de meilleurs chiffres sont enregistrés avec des poules reproductrices

âgées de 30 semaines par rapport à celles âgées de 26 semaines (Bruzual et al., 2000 ; Peebles, 2004). En effet, le taux de mortalité embryonnaire est plus élevé chez les jeunes bandes , de même que sur la qualité du poussin éclos où il existe une corrélation linéaire entre l'âge de la poule et le poids à l'éclosion entre 29-47 semaines (Suarez et al., 1997).

Les mouvements de retournement à angle de 45°, des oeufs durant l'incubation est un facteur essentiel pour le développement des membranes extra-embryonnaires (Deeming, 1989 et Wilson et al., 2003) et pour une orientation adéquate de l'embryon dans l'oeuf avant éclosion, du fait que 1-4% des embryons âgés de 18 jours sont mal positionnés (Wilson et al., 2003). Le retournement n'a en aucune manière une influence sur le degré de contamination des oeufs (Elibol et Brake, 2006 et 2008). La fréquence de retournement optimal est de 96/jour (Elibol et Brake, 2003). De bons résultats sont obtenus avec une fréquence de retournement de 1/30 mn (Leksrisompong et al., 2007).

Bien qu'il ne se manifeste que très tard en fin d'élevage des souches sélectionnées chair, un des problèmes où le couvoir est impliqué est l'ascite. En effet, l'ascite est source d'énormes pertes en industrie de la volaille (Hassanzadeh et al., 2004) et où le niveau de CO2 dans les machines, issu du métabolisme de l'embryon, joue un rôle sur les performances des embryons et des poussins après l'éclosion (Tona et al., 2005). Une élévation graduelle de 0.70% de la concentration de CO2 les 10 premiers jours, par une réduction de la ventilation, entraine un développement embryonnaire plus rapide et donc une éclosion précoce (De Smit et al., 2008). Il a été remarqué que les sujets éclos plus tard sont plus sensibles à l'ascite (Tona et al., 2005) que ceux éclos plutôt. Ces derniers présentent une certaine résistance à la pathologie.

La concentration de CO2 dans l'incubateur, indicatrice d'un métabolisme embryonnaire actif (Tona, 2004), commence à augmenter des le 3ème jour pour atteindre une phase de plateau vers J4-J5, puis continue jusqu'à J10 (Tona et al., 2007 ; De Smit et al., 2008). Les plus hauts niveaux de corticostérone et des taux plasmatiques des hormones thyroïdiennes T3-T4 sont enregistrés chez les sujet à éclosion précoce qu'avec les tardifs à thyroïde embryonnaire

déprimée (Christensen et al., 2002). Mais un taux trop élevé de CO2 supérieur à 4% (Everaert et al., 2007) et de chaleur entre J14-J17 entraine des effets négatifs sur le poids du poussin par diminution du poids des organes (gésier, proventricule, intestin grêle et surtout le coeur) (Leksrisompong et al., 2007 ; Wineland et al., 2006). Un taux d'oxygène insuffisant durant un métabolisme embryonnaire accru est à l'origine du même syndrome (Decuypere et al., 2000).

La présence des microorganismes sur les coquilles d'oeufs est presque de règle, 96% des oeufs pondus en possèdent sur leur surface (Cook et al., 2003). C'est aussi un facteur impliqué dans la diminution de la viabilité des oeufs par passage tans-coquillère à la faveur des conditions d'ambiance, température et humidité (Bruce et Drysdale, 1994 ; Stoleson et Beissinger, 1999). La contamination de l'oeuf par des microorganismes (y compris les saprophytes) à partir de la coquille durant l'incubation a un effet bien démontré sur l'augmentation du taux de mortalité embryonnaire (Bruce et Drysdale, 1994).

Certaines bactéries digèrent la cuticule protègeant l'extérieur de l'oeuf et augmentent ainsi le risque de pénétration des microorganismes (Board et al., 1979). En milieu d'humidité favorable, les germes peuvent atteindre la membrane coquillère à J1, pour atteindre le jaune d'oeuf après 5 jours dans 60% d'HR et en 7 jours dans 70% d'HR (Cook et al., 2003).

1.6 DESINFECTION DU COUVOIR

1.6.1 GENERALITES

La qualité sanitaire du couvoir et de son environnement est déterminante pour la chaine de production du poulet de grille (centre névralgique) et toutes les mesures de désinfection visent à réduire la charge de la totalité des germes pathogènes très tôt dans le couvoir du fait de la grande difficulté à réaliser cela plus tard au niveau des élevages. Ceci reste toujours un des problèmes majeurs dans l'industrie aviaire (Coufal et al., 2003).

Les mesures de décontamination et de désinfection ciblent non seulement les OAC mais aussi la totalité des salles, des machines, et matériels (OIE, 2003 et 2008 ; Fasenko et al., 2009).

Pour être efficace, cette désinfection doit intéresser des microorganismes pathogènes cibles comme Salmonella enteritidis (Gradel et al., 2004) car le couvoir est le point de départ de contamination des poussins sains à partir des poussins contaminés par une multitude de germes pathogènes, tels S. enteritidis, E. coli et Listeria monocytogenes (Venkitanarayanan et al., 1999).

1.6.2 PROTOCOLE DE DESINFECTION

Les salles : toutes les salles doivent être lavées et désinfectées au rythme d'une fois par semaine à l'exception de la salle d'éclosion qui doit subir une désinfection totale à chaque sortie des poussins (ITAVI, 2003 ; OIE ,2008).

L'éclosoir : c'est la machine la plus exposée à la contamination et à la dissémination des microorganismes. La remise en service après éclosion est subordonnée à une rigoureuse désinfection et un séchage de la machine et des chariots. (ITAVI, 2003 ; OIE ,2008).

Les incubateurs : pour des raisons économiques, un programme de prophylaxie est effectué pour réaliser des vides sanitaires périodiques et une révision du système de fonctionnement des machines avec un système de roulement en fonction des disponibilités de ces derniers. (ITAVI, 2003 ; OIE ,2008).

Le procédé le plus pratique et le moins couteux est l'utilisation de la combinaison de formol et de permanganate de potassium (OIE, 2008) selon les mêmes dosages utilisés pour la désinfection des OAC.

Après avoir fermé toutes les ouvertures, on dépose la quantité de permanganate de potassium dans un récipient ininflammable et on ajoute la concentration de formol nécessaire. On ferme les portes et on actionne les ventilateurs pendant au moins 3 heures (l'idéal est toute la nuit), puis on ouvre les aérations bouchées tout en maintenant la ventilation pour expédier les gaz.

Une température de 24-38°C et une HR de 60-80% assurent une efficacité certaine du produit ; efficacité qui peut être vérifiée par un examen visuel et des prélèvements de surface pour un contrôle bactériologique. Le rythme des prélèvements est fonction de la situation épidémiologique et des capacités du couvoir.

Pour éviter les accidents, un écriteau doit être en permanence sur tous les accès mentionnant la dangerosité des produits.

1.6.3 ETAPES SUCCESSIVES DE LA DESINFECTION DU COUVOIR Selon ITAVI (2003) et OIE (2008), ces étapes doivent comporter:

Opération très aisée mais capitale pour le reste des étapes, car tout objet non rangé peut être source de contamination à partir de poussière et de duvet accumulés. C'est pourquoi et pour la bonne gestion de l'établissement, il est indispensable de prévoir une aire fixe et habituelle pour l'ensemble des ustensiles utilisés au couvoir y compris le rangement des cartons des poussins.

Une grande partie des déchets et des souillures des surfaces doivent être enlevées à chaque fois avant de procéder à la désinfection chimique, de préférence sans utilisation de balai, sinon faire un balayage sur sol humide pour éviter la dissémination des germes par éparpillement des poussières et du duvet.

Cette opération n'a pas pour but d'éliminer les microorganismes mais de préparer les différentes surfaces à l'action des solutions qui vont être utilisées pour la désinfection finale. L'usage d'eau de qualité microbiologique irréprochable et de détergents éliminera le reste des débris organiques et minéraux sur les murs, les sols des salles que sur toutes les surfaces des caisses et plateaux qui apparaissent nettes, propres et rénovées suite à un rinçage sous une moyenne ou haute pression.

Des techniques plus récentes utilisant l'eau oxydante hydrolysée ont montré une nette efficacité contre les germes pathogènes comme S. typhimurium -Staphylococcus aureus - Listeria monocytogenes et E. coli (Russell, 2003).

Elle fait appel à plusieurs gammes de produits : les ammoniums quaternaires, les phénols et dérivés phénoliques, les halogènes, les peroxydes et les aldéhydes formiques (tableau 4).

TABLEAU 4: Propriétés, utilisations et toxicité des désinfectants au couvoir (OIE, 2008)

Propriétés	Chlore	Iode	Phénols	Ammonium quaternaire	Formol
Bactéricide	+	+	+	+	+
Bactériostatique	_	_	+	+	+
Fongicide	_	+	+	+/_	+
Virucide	+/_	+	+	+/_	+
Action sur les matières organiques	++++	++	+	+++	+
Utilisations
Equipements du couvoir	+	+	+	+	+/_
OEufs	+	_	_	+	+
Salles	+/_	+	+/_	+	+
Planchers	_	_	+	+	+
Pédiluves	_	_	+	+	_
Désinfection de l'eau	+	+	_	+	_
Personnel	+	+	_	+	_
Toxicité	+	_	+	_	+

Cette ultime étape à pour objet de réduire au maximum toute la flore microbienne et ainsi la diminution de la charge microbienne de la coquille des OAC lors des différents traitements. La charge microbienne est à l'origine de mortalité embryonnaire et d'éclosabilité réduite, à la faveur d'un passage trans-coquillère des germes (Fasenko et al., 2009) avec et surtout une croissance insuffisante lors de l'élevage par contamination des poussins lors de l'éclosion en contacte avec du matériel contaminé.

1.6.4 CRITERES DE L'EFFICACITE DE LA DESINFECTION

Pour pouvoir optimiser l'état d'hygiène et de désinfection, il faut respecter un ensemble de règles (ITAVI, 2003 ; OIE, 2008)

§ La désinfection doit être exécutée aussi rapidement que possible § La décontamination doit être la plus profonde possible

Le temps de contact doit être suffisamment long pour ramener la charge microbienne à son plus bas niveau.

L'utilisation d'eau chaude est d'un intérêt certain tout en respectant les modes d'utilisation préconisés par les fabricants des produits désinfectants.

MATERIELS ET METHODES

2.1 Matériel

2.1.1 CONDITIONS DE L'ETUDE

Pour des fins d'analyse, les prélèvements ont commencé, avec la première série le 13 janvier 2009, avec le couvoir A pour se terminer avec le dernier de la seconde série au niveau du couvoir C le 07 Juin 2009.

2.1.2 MATERIEL BIOLOGIQUE

Le couvoir A : l'alimentation en OAC se fait à partir de son propre élevage de reproductrices. Cet élevage est agrée par les services vétérinaires officiels de la wilaya de Tlemcen. Il s'agit de la souche ISA 15, âgée de 37 semaines en date du 13/01/2009 et de 47 semaines à la date de la seconde série entamée le 17/3/2009. Les OAC sont arrivés tous les matins (à 9h) à partir des bâtiments d'élevage dans des alvéoles pour être triés à la salle de réception puis placés dans les plateaux et dirigés vers la salle de préchauffage (figure 8). La « mise en machine des oeufs » se fait le soir pour démarrer l'incubation le jour suivant sans aucune désinfection préalable.

Le couvoir B : Les OAC proviennent d'un élevage de reproducteur agrée par les services vétérinaires officiels de la wilaya d'origine. La souche ISA 15 est âgée de 27 semaines à la date de la première série des prélèvements le 02/02/2009 et de 41 semaines lors de la seconde série effectuée le 7/5/2009. Les OAC arrivent tous le mardi après midi vers 15h de la wilaya de Mascara, lieu des bâtiments de production des oeufs appartenant à la même entreprise pour être triés et préparés à l'incubation qui s'effectuent en général tous les mercredi matin sans désinfection des OAC.

Le couvoir C : ses oeufs sont produits par des reproducteurs dont l'accouveur est le propriétaire. Il s'agit toujours de la souche ISA 15, âgée de 37 semaines en date du 17/03/2009 et de 45 semaines au début de la deuxième série, le 12/O5/2009. Les OAC proviennent du bâtiment de production tous les jours à 16h pour être stockés dans la salle de réception jusqu'au jour de l'incubation qui s'effectue en général les samedi matin.

Seuls les OAC du couvoir B sont identifiés (comme le prévoit les recommandations de l'Itavi, l'O.I.E et la législation vétérinaire algérienne ce qui facilite la traçabilité et la gestion des lots au niveau du couvoir (Figure 8).

Après la mise en boite de commercialisation, tous les poussins éclos sont comptés pour établir un taux d'éclosion et un échantillon de 30 sujets est prélevé pour des analyses bactériologiques après les avoir pesés pour établir un poids moyen (figure 9 et 10). Les oeufs non éclos sont comptés. Nous avons procédé à une séparation des oeufs clairs pour calculer le taux des mortalités embryonnaires.

Figure 9 : Poussin d'un jour à l'éclosion couvoir B Figure 10 : Balance du LVRT

2.1.3 MATERIEL NON BIOLOGIQUE

L'utilisation de chiffonnettes et d'écouvillons pour les prélèvements de surface des différents secteurs du couvoir et des écouvillons pour les prélèvements de surface des coquilles d'oeuf. Une solution isotonique de Na Cl-Peptone à 0,1%0 à été utilisée pour imbiber les écouvillons et permettre une récupération maximale de bactéries (Humbert et al., 1998) (figure 11) . Les OAC et les oeufs embryonnés sont prélevés dans des sacs alimentaires stériles de prélèvement (figure 12).

2.1.4 COUVOIRS ETUDIES

L'étude a concerné trois couvoirs chair, dont deux dans la wilaya de Tlemcen et dont le statut est privé, et un troisième dans la wilaya de Sidi bel Abbés dont la gestion est étatique (figure 13 et 14). A titre indicatif, dans la wilaya de Tlemcen, sept couvoirs étaient fonctionnels à la date de l'étude sur un total de quinze agréés par les services vétérinaires officiels de la DSA de la wilaya de Tlemcen, alors qu'au niveau de la wilaya de Sidi bel Abbés, seuls deux couvoirs sur un total de cinq établissements d'accouvaison agréés par l'inspection vétérinaire de la DSA de Sidi bel Abbés fonctionnaient au début des prélèvements.

Tableau	5 : fiche technique des couvoirs étudiés
Tableau
	Couvoir A	Couvoir B	Couvoir C
Capacité instantanée	54000	201600	64000
Nombre d'incubateur	2	12	1
Incubateurs fonctionnels	2	6	1
Nombre d'éclosoirs	1	2	2
Rythme de mise en incubation	2/semaine Dimanche et mardi	1/semaine dimanche	1/semaine samedi
Pratique du mirage	Non	non	non
Maitrise des paramètres de température et d'humidité relative	Oui Automatique « 37,8-37,5°C et 84-85% à 90-92% HR »	Oui Automatique « 37,8-37,5°C et 84-85% à 90-92% HR »	Oui Automatique « 37,8-37,5°C et 84-85% à 90-92% HR »
Séparation des deux secteurs (souille-propre)	Non	Non	Non
Désinfection des oeufs	Non	Non	Non
Hygiène vestimentaire	Non	Non	Non
Produits utilisés pour la désinfection des salles et machines	Ammonium quaternaire « Chlorur es d'alkyl diméthyle benzyle ammonium » (QUATERSAL^R)	combinaison d'ammonium quaternaires (45g/l) et de 2 aldéhyde glutarique et formique (150g/l) (DESOGERME AGRICHOC^R)	produit à base d'iode (BIOCIDR)

2.2 Méthodes

2.2.1 PROTOCOLES DE DESINFECTION et METHODES DE PRELEVEMENTS

Pour chaque grande série et pour chaque couvoir objet de notre étude, nous avons opté pour 04 sous séries de prélèvement:

Tous les prélèvements sont réalisés la première fois au hasard, sans aucune mesure particulière. Nous avons insisté auprès des accouveurs pour qu'ils agissent de façon routinière, comme si nous faisions partie du personnel avec le même protocole utilisé habituellement.

A/Protocole de désinfection

La désinfection est réalisée après un léger nettoyage à sec (balayage à sec : erreur) à l'aide d'un ammonium quaternaire (produit cité dans le tableau 5) à la dose de 1 ml/litre d'eau (une eau issue de la bâche à eau utilisée pour le circuit des machines).

Le procédé utilisé est une aspersion sur toutes les surfaces des salles, des machines et du matériel à l'aide d'un pulvérisateur manuel.

Le rinçage est effectué avec la même eau par un tuyau de 15-20 mn de diamètre.

Aucun rangement du matériel n'est effectué au préalable. Les tenues vestimentaires et la marche en avant ne sont pas respectées.

Apres un nettoyage superficiel, la désinfection est effectuée par nébulisation (utilisation

d'un pulvérisateur manuel) d'un produit cité dans le tableau 5 et qui est la combinaison d'un ammonium quaternaire et d'un aldéhyde glutarique et formique à la dose de 1.5 ml/m³ sur l'ensemble des surfaces.

Après une durée de contact de 1-2 heures (le fabriquant préconise 3 heures), l'ensemble est rincé avec une eau provenant d'un abattoir avicole de voisinage et appartenant à la même entreprise (risque de contamination).

Le rangement du matériel est certes effectué mais d'une manière non ordonnée et l'utilisation des tenues vestimentaires distinguant les deux secteurs (propre et souillé) ainsi que la marche en avant ne sont pas des habitudes du personnel.

Au préalable un rangement insuffisant du matériel ayant servi à l'incubation et à l'éclosion. L'entrecroisement du matériel et du personnel entre les deux secteurs (secteur propresecteur souillé) est très habituel faisant fi à un des principes fondamentaux de la gestion du couvoir, qui est la marche en avant.

La désinfection est pratiquée, à l'issue du nettoyage à l'eau, au moyen d'un pulvérisateur manuel en utilisant un produit iodé indiqué dans le tableau 5 à la dose 1.5 l/litre d'eau.

B/Prélèvements effectués

Nous avons ainsi pu suivre le développement embryonnaire jusqu'à l'éclosion (figure 21).

Après l'obtention des résultats de la première série, on a sollicité les différents accouveurs à renforcer les mesures de désinfection et d'hygiène avec des recommandations précises.

A/Protocole de désinfection ^recommandéS'agissant d'une étude d'évaluation de la désinfection pratiquée par les couvoirs et non pas

une étude comparative entre les produits désinfectants utilisés, nous avons préconisé :

- Aux 3 couvoirs (A, B et C) d'utiliser les mêmes types de désinfectant en respectant scrupuleusement les dosages préconisés par les fabriquant.

- Pour le couvoir C (présence de salmonelles), de réaliser une seconde désinfection selon le protocole de désinfection des oeufs et du matériel préconisé par OIE dans le code sanitaire pour les animaux terrestres (2008) à l'aide d'une association de 53 ml de formol (solution à 37.5%) et de 35 g de KMnO4 /m³.

- En se basant sur les directives de la direction des services vétérinaires (Note 747/14 du 8 novembre 2004, nous avons insisté auprès des accouveurs pour effectuer le protocole suivant :

- Enlèvement de la totalité des déchets aussi rapidement que possible et après chaque opération dans le couvoir.

- Rangement de la totalité du matériel avant son nettoyage et sa désinfection. - Balayage humide pour éviter la dispersion du duvet.

- Lavage à l'eau avec utilisation de détergeant pour améliorer la qualité du lavage

- Réaliser une seconde désinfection pour le couvoir C (formol +KMnO4) - Rincer et laisser sécher.

NB : Malgré notre insistance, nous n'avons enregistré aucun changement des habitudes du personnel pour la marche en avant et le respect des secteurs ainsi que pour les tenues vestimentaires.

NB/Les paramètres de température et d'hygrométrie sont restés inchangés le long de l'étude.

B/Prélèvements effectués

Les mêmes prélèvements sont réalisés comme dans la série A à J0 -J 8 - J19 et J21.

C/Techniques de prélèvement

Le nombre 60 de prélèvements par échantillon a été choisi pour constituer un échantillon statistiquement représentatif et nécessaire pour détecter avec une probabilité de 95% un prélèvement positif si l'infection est présente dans la population à un taux de 5% ceci conformément aux recommandations de l'O.I.E (2008) et conformément à la directive européenne 2160/2003 du 17 novembre 2003 relative au contrôle des salmonelles et d'autres agents zoonotiques spécifiques présents dans la chaine alimentaire.

Des frottements énergiques sont effectués horizontalement et verticalement (10-12 passages) (figure 15 et 16) et les écouvillons sont constitués en pools (5 unités par pool). Les oeufs (à couver ou embryonnés) sont mis en sac stérile et identifiés. Le tout est acheminé sous froid (température de réfrigération) dans une glacière en 1 à 3 heures après le prélèvement (en fonction de la distance) au LVRT, laboratoire de l'INMV.

Figure16 : écouvillonnage des oeufs (Couvoir A) et prélèvement d'eau (couvoir B)

Pour l'analyse du contenu des oeufs à couver et des oeufs embryonnés, nous avons procédé aseptiquement à une ouverture par le grand bout de l'oeuf et à l'aide d'une pipette nous avons récolté le contenu.

Analyse des organes: après sacrifice des poussins dans la salle d'autopsie du LVRT, les organes (foie, intestin, estomac, coeur et poumons) ont été prélevés (figure 17) et mis en pool de 5 dans des boites de Pétri stériles pour être analysés au niveau du service de microbiologie.

2.2.2 METHODES BACTERIOLOGIQUES

2.2.3 PARAMETRES ET ANALYSES

Le logiciel statBox version 7.1 (annexe 1) a été utilisé pour comparer les différences entre les proportions obtenues dans cette étude.

RESULTATS ET DISCUSSION

3.1 ANALYSES MICROBIOLOGIQUES

Nous avons effectué des analyses microbiologiques à partir des trois couvoirs, selon des

séries comprenant les différents prélèvements effectués en fonction du temps. Les résultats obtenus sont présentés par série.

3.1.1 SERIE A

Résultats d'analyse des prélèvements de surface, des prélèvements d'eau et des contenus des OAC (tableaux 6,7 et 8).

SITE DES CHIFONN- PRELEVEMENTS ETTE	Couvoir A	Couvoir B	Couvoir C	ECOUV- ILLONS	Couvoir A	Couvoir B	Couvoir C
SALLE DE C1-	*Klebsiella*	*Citrobacter*	*Klebsiella*	Pool 1	*Proteus*	*E. coli*	*Strep D*
RECEPTION DES	*Staph C -*		*Strep D*
O.A.C							*S.enteritidis*
SALLE DE C3-C4 PRECHAUFFAGE	Enterobact er	*E. coli*	*E. coli*	Pool 2	Pseudomon as	*E. coli*	*E. coli*
SALLE C5-C6	*E. coli*	*Citrobacter*	*E. coli*	Pool 3	*E. coli*	*E. coli*	*E. coli*
D'INCUBATION						*Strep D*
PLATEAUX /	/	/	/	Pool 4	*E. coli*	*E. coli*	*Klebsiella*
						*Staph c+*
INCUBATEURS C7-C8	*E. coli*	Pseudomona s	*E. coli*	Pool 5	*E. coli*	E. Coli- Pseudomon as	*S.enteritidis*
		*Microcoque*
SALLE D'ECLOSION C9-C10	Enterobact er	*E. coli*	*Strep D*	Pool 6	*E. coli*	*E. coli*	*E. coli*
ECLOSOIR C11-C12	Enterobact er	*E. coli*	*E. coli*	Pool 7	*E. coli*	Pseudomon as	*S.enteritidis*
CAISSES DE /	/	/	/	Pool 8	*E. coli*	*E. coli*	*E. coli*
TRANSFERT							*Strep D*

Résultats d'analyse de la surface des coquilles et du contenu des oeufs embryonnés (tableaux 9 et 10)

Résultats d'analyse de la surface des coquilles et du contenu des oeufs embryonnés (tableaux 11 et 12)

3.1.2 SERIE B

Résultats d'analyse des prélèvements de surface, des prélèvements d'eau et des contenus des OAC (tableaux 16,17 et 18).

SITE DES CHIFONN- PRELEVEMENTS ETTE				ECOUVI -LLONS
SITE DES CHIFONN- PRELEVEMENTS ETTE	Couvoir A	Couvoir B	Couvoir C	ECOUVI -LLONS	Couvoir A	Couvoir B	Couvoir C
SALLE DE C1- RECEPTION DES	*Klebsiella*	*E. coli*	*E. coli*	Pool 1	Enterobact er	*E. coli*	Culture négative
O.A.C
SALLE DE C3-C4 PRECHAUFFAGE	*Strep D*	Enterobact er	Enterobact er	Pool 2	Culture négative	*E. coli*	*E. coli*
SALLE C5-C6	*Staph C -*	Culture	Culture	Pool 3	*E. coli*	Culture	*E. coli*
D'INCUBATION		négative	négative			négative	*Staph C -*
PLATEAUX /	/	/	/	Pool 4	*E. coli*	*Staph C -*	Culture négative
INCUBATEURS C7-C8	Culture	Culture	*E. coli*	Pool 5	Culture	Culture	Culture
	négative	négative			négative	négative	négative
SALLE D'ECLOSION C9-C10	*E. coli*	Culture négative	Culture négative	Pool 6	*E. coli*	*Strep D*	*Strep D*
ECLOSOIR C11-C12	Culture négative	*E. coli*	Culture négative	Pool 7	E. coli + enterobact er	*E. coli*	*E. coli*
CAISSES DE / TRANSFERT	/	/	/	Pool 8	*E. coli*	Culture négative	Culture négative

Résultats d'analyse de la surface des coquilles et du contenu des oeufs embryonnés (tableaux 19 et 20)

pools

^P6

P10

P11

P12

Couvoir

Culture

Strep D

E. coli

négative

E.coli

E. coli

(___)

Couvoir

Strep D

Culture

négative

E. coli

(___)

Couvoir

Culture

Citroba

Enteroba
cter
strepD

E. coli

Klebsiella

négative

(___)

cter

E. coli

cter

Contenu des oeufs
embryonnés

Pools

Couvoir A

Culture négative(j

E. coli

Couvoir B

Culture ^négative(j

Couvoir C

Culture négative(j

Résultats d'analyse de la surface des coquilles et du contenu des oeufs embryonnés (tableaux 21 et 22)

COUVOIR A, SERIE A
	Salmonelle	E. coli	Staph C -	Staph C +	Klebsiella	Proteus	Pseudomonas	Streptocoque D	Enterobacter	Citrobacter	Microcoque
J0	0	38	2	0	2	5	5	0	6	0	0
J0'	0	0	0	0	0	0	0	0	0	0	0
J8	0	40	0	0	0	0	5	0	15	0	0
J8'	0	0	0	0	0	0	0	10	0	0	0
J19	0	30	5	0	5	0	0	10	0	15	5
J19'	0	0	0	0	0	5	0	10	0	0	0
J21	0	40	0	0	10	0	0	0	5	0	0
J21'	0	0	0	0	0	0	0	0	10	0	0
COUVOIR A, SERIE B
	Salmonelle	E. coli	Staph Coagulase -	Staph C +	Klebsiella	Proteus	Pseudomonas	Streptocoque D	Enterobacter	Citrobacter	Microcoque
J0	0	25	2	0	2	0	0	2	7	0	0
J0'	0	0	0	0	0	0	0	0	0	0	0
J8	0	15	0	0	0	0	0	10	0	0	0
J8'	0	5	0	0	0	0	0	0	0	0	0
J19	0	20	0	0	5	0	0	0	5	0	0
J19'	0	5	0	0	0	0	0	0	0	0	0
J21	0	15	0	0	10	0	0	0	5	0	0
J21'	0	5	0	0	0	0	0	0	0	0	0


	Salmonelle	E. coli	Staph C -	Staph
J0	0	48	0
J0'	0	0	0
J8	0	25	0	O
J8'	0	0	0
J19	0	40	0
J19'	0	10	0
J21	0	30	0
J21'	0	5	5

	Salmonelle	E. coli	Staph Coagulase -	Staph
J0	0	19	0
J0'	0	0	0
J8	0	10	0
J8'	0	0	0
J19	0	15	0
J19'	0	5	0
J21	0	15	0
J21'	0	5	0

Staph Coagul Staph Coagul Klebsiella Proteus Pseudomona Streptocoque Enterobacter Citrobacter Microcoque


	Salmonelle	E. coli	Staph C -	Staph C
J0	15	32	0	0
JO'	0	0	0	0
J8	5	25	10	0
J8'	0	0	0	0
J19	5	30	0	5
J19'	0	10	0	0
J21	10	45	0	0
J21'	0	10	0	0

	Salmonelle	E. coli	Staph C -	Staph C
J0	0	19	2	0
J0'	0	0	0	0
J8	0	10	0	0
J8'	0	0	0	0
J19	0	20	0	0
J19'	0	5	0	0
J21	0	25	0	0
J21'	0	5	0	0

	couvoir A
	série A	sé
Age de la poulette(s)	37
Age des O.A.C (j)	1 à 4
Poids moyen OAC (gr)	57,66
Nombre O.A.C incubés	13500	13
Nombre de poussins éclos *	10850	10
Taux d'éclosion (%)	80,73
Poids du poussin (gr)	33,15
oeufs clairs (%)	9,032
^mortalitéembryonnaire(%)	10,238

Il ressort de cette étude lors de la première série A que les OAC utilisés par les couvoirs A, B et C possèdent un contenu dépourvu de toute contamination bactérienne à l'arrivée car tous les prélèvements se sont révélés négatifs (tableau 8). Nos résultats signifient un bon état sanitaire des reproductrices (absence de contamination pendant la formation de l'oeuf dans les différents segments de l'oviducte). Ceci confirme le bon état anatomo-pathologique de cet organe comme observé (figure 28) après les autopsies effectuées sur des cadavres et poules en production (absence de lésions). Ces résultats confirment le rôle antimicrobien que jouent les différents constituants de l'oeuf et en particulier l'albumen, ce qui est en accord avec Nakano et al. (2003).

Pour le contrôle de la désinfection des différents secteurs et matériel des trois couvoirs, les prélèvements de surface montrent une contamination bactérienne assez importante à tous les niveaux (Tableau 6), marquée par la domination d'Escherichia coli, Streptocoque D, Klebsiella, Enterobacter et Citrobacter pour le couvoir A (tableau 26), d'Escherichia coli,

Pseudomonas, Streptocoque D et Citrobacter pour le couvoir B (tableau 27)et Escherichia coli et Salmonella enteritidis, Streptocoque D et Klebsiella pour le couvoir C (tableau 28).

La qualité microbiologique de la coquille des oeufs est aussi médiocre avec persistance de
germes jusqu'à J21, Escherichia coli, Streptocoque D et Enterobacter au niveau des couvoirs

A et B et Escherichia coli, Streptocoque D et Salmonella enteritidis au niveau du couvoir C, contamination bactérienne accentuée par une ambiance d'humidité et de température favorable aux conditions de développement bactérien avec apparition de germes dans le contenu des oeufs embryonnés à J8 et J19 pour le couvoir A (Streptocoque D) et à J19 pour les couvoirs B et C (Escherichia coli) par passage trans-coquillère comme relaté dans diverses études (Bruce et Drysdale, 1994 ; Stoleson et Beissinger, 1999) et où 70% des cas de passage bactérien au vitellus sont opérés au delà de J7 (Cook et al., 2003).

La contamination de l'oeuf par les microorganismes (y compris les saprophytes) à partir de la coquille durant l'incubation est à l'origine de l'élévation du taux des mortalités embryonnaires comme démontré par Board et al. en 1986 et Fasenko et al. en 2009. Nous avons enregistré des taux de mortalités embryonnaires de 10,24 % dans le couvoir A soit 53,12 % des oeufs non éclos, de 15,32 % dans le couvoir B soit 53% des oeufs non éclos et un taux de 9,05 % dans le couvoir C ce qui représente 61,1 % du lot d'oeuf qui n'ont pas éclos. Dans tous les cas, elle représente plus que la moitié des OAC qui n'ont pas donné naissance à un poussin à J21 puisqu'on a relevé des taux d'oeufs clairs de 9,03% pour le couvoir A, 13,59 % au couvoir B et 5,76 % pour le couvoir C.

Ce niveau de contamination est accentué au stade éclosion par le nombre de prélèvements identifiés positifs pour les couvoirs A et le couvoir C mais il l'est moins pour le couvoir B qui opère d'une façon habituelle par une fumigation au formol juste avant le transfert des oeufs ; ce niveau de contamination entrainera une variation certaine dans les performances du poulet en élevage d'autant plus que les analyses du duvet à l'éclosion ont révélé une forte présence de germes en particulier Escherichia coli pour les couvoirs A et B et Escherichia coli et Salmonella enteritidis pour le couvoir C, avec contamination des organes de poussins dès le premier jour par Escherichia coli dans le foie des poussins issus du couvoir

B et du couvoir C, et Enterobacter au niveau du même organes des poussins produits dans le couvoir A.

De plus l'identification d'une salmonelle responsable de zoonose (Salmonella enteritidis) à J0 au niveau de l'incubateur, et à J8 et J19 sur les coquilles d'oeuf et dans le duvet à l'éclosion (J21) sera à l'origine d'une contamination certaine du poussin dans le poulailler. En cas d'éventuel contrôle des services vétérinaires officiels de la circonscription, de graves conséquences seront liées à la destruction de toute la bande, et à la durée du vide sanitaire (réglementé à un mois par l'autorité vétérinaire nationale comme précisé en annexe 4) avec un risque épidémiologique d'une contamination des reproductrices à partir du couvoir par les moyens de transport et/ou le personnel étant donné qu'il s'agit du même propriétaire. A l'issue de ces résultats nous avons demandé aux différents couvoirs de renforcer les mesures de désinfection à tous les niveaux et même aux niveaux des réservoirs d'eau en particulier pour celle utilisée par le couvoir A où on a enregistré un taux de contamination trop élevé, vu que le couvoir utilise par souci d'économie d'eau, un circuit fermé avec récupération d'une partie de l'eau ; pour cela et avec notre aide auprès des services d'hygiène de l'APC , le propriétaire a fait usage de la brique à chaux pour réduire la charge bactérienne.

Au niveau du couvoir C, pour essayer d'éliminer les salmonelles et suivant nos conseils, l'accouveur a tenté une désinfection renforcée avec du formol à 37% et du permanganate de potassium comme préconisé par l'O.I.E selon la concentration B pour les machines.

A la seconde série B, nous avons pu obtenir la confirmation de l'absence de contamination des différents constituants internes de l'oeuf qui signe une formation et une évolution aseptique de ce dernier dans le tractus génital de la poule reproductrice du fait que la totalité des pools d'écouvillons (12x5) pour chaque couvoir ont révélé des cultures bactériennes négatives sur les deux milieux d'enrichissement (TSB et RAPPAPORT).

Le contrôle de la désinfection des différents secteurs des trois couvoirs, ainsi que le matériel qu'ils utilisent, a fait ressortir une amélioration de la situation hygiénique par une diminution du nombre d'identification de germes au niveau des écouvillons et des chiffonnettes et une augmentation du nombre des cultures négatives (diminution de la charge microbienne) essentiellement au niveau des machines (incubateurs et éclosoirs) pour les couvoirs A, B et C (figure 22, 24 et 26°et particulièrement, la réussite de l'élimination de Salmonelle enteritidis au niveau du couvoir C.

Pour les cultures bactériennes positives on note toujours une contamination dominée par Escherichia Coli, Enterobacter, Streptocoque D et Klebsiella au niveau du couvoir A, avec contamination du contenu des oeufs embryonnés par des Escherichia coli dès J8 ; Escherichia coli, Staphylococcus, Streptocoque D et Enterobacter au niveau du couvoir B avec apparition d'une contamination des embryons par Escherichia coli à J19 ; et pour le couvoir C Escherichia coli, Streptocoque D, Klebsiella et Proteus et une contamination des embryons vers J19 .

3.2 ANALYSES ZOOTECHNIQUES

Sur le plan zootechnique on a enregistré des niveaux d'éclosion relativement bas en comparaison avec les normes de la souche commerciale selon le guide d'élevage reproducteurs ISA 15, dans les trois couvoirs en tenant compte des âges des poules reproductrices, avec 80,73 % vs 88% , soit un écart de 7,27 % pour le couvoir A (figure 23), 71,09 % vs 75%, soit un écart de 3,91 % pour le couvoir B (figure 25)et un meilleur taux d'éclosion pour le couvoir C de 85,19 % vs 88%, soit un écart de 2,81 % (figure 27). Une diminution de l'éclosabilité qui pourrait être aussi expliquée par un taux de mortalité embryonnaire relativement élevé comme décrit par Board et al, 1986 ; Bruce et Drysdale ,1994 et Fasenko en 2009 plus particulièrement au niveau du couvoir B où ce taux de mortalité embryonnaire observé est lié au jeune âge de la bande qui joue un rôle très significatif sur le développement embryonnaire. Le taux de l'éclosabilité est supérieur avec les bandes plus âgées (30 semaines) comme relaté par Peebles en 2004 et Pedroso et al. en 2005.

Le poids moyen des OAC dans les trois couvoirs est inférieur au poids moyen de la souche commerciale pour le couvoir A (57,66 vs 61 grammes), pour le couvoir B (47,33 vs 51 grammes) et pour le couvoir C (58,6 vs 61 grammes) (tableau 15 et 25).

Le paramètre de l'âge de ces oeufs à couver est conforme aux normes du fait que tous les couvoirs utilisent des OAC âgés au maximum de 7 jours (couvoir A : 1-4 J, couvoir B : 1-2 J, et le couvoir C : 1-7 J) pour obtenir des productions optimales comme décrit par Christensen et al. en 2003 et Fasenko en 2007. Ces OAC sont stockés à une température ambiante qui oscille entre 18-20°C.

Pour le poids du poussin, bien qu'inférieur au poids moyen de la souche, il est fonction du poids des oeufs et de l'âge des reproducteurs. En effet pour les bandes plus âgées (couvoirs A et C)(37 semaines) produisant des O.A.C d'un poids moyen plus élevé (57,6 et 57,66 grammes) que ceux issus des élevages qui alimentent le couvoir B âgés de27 semaines et qui sont en début de production avec un poids moyen des OAC de 47,33 grammes, on a enregistré un poids moyen de poussins qui est plus élevé dans le couvoir A (33,15 grammes) et dans le couvoir C (34,65 gr par apport à celui du couvoir B (30,75 grammes). Ceci est en nette concordance avec Fasenko et al. en 2002, Peebles et al. en 2004 et Fasenko en 2007. Ce poids moyen et cette contamination initiale pourraient avoir des effets négatifs sur les performances du poulet lors de la première semaine d'élevage selon Peebles et al en 2004.

Dans la seconde partie expérimentale, les OAC mis en incubation ont le même âge que pour la série précédente pour le couvoir A et le couvoir C, respectivement 1 à 4 jours et 1 à 7 jours alors que pour le couvoir B il était de 1 à 5 jours mais dans tous les cas inferieur à 7 jours et toujours stockés dans des conditions inchangeables (température ambiante comprise entre 20°C et 23°C) dans les salles de stockage des oeufs à cette date.

Le poids moyen de ces OAC bien qu'inferieur au poids moyen de la souche, est nettement supérieur en comparaison avec la première série vu l'âge des reproductrices (ce poids est fonction de l'âge de la poulette comme décrit par Peebles et al. en 2004 et Fasenko en 2007). On a enregistré des poids moyens de 61,33 vs 65 grammes pour des poules âgées de 47 semaines pour le couvoir A, de 59,72 vs 62 grammes pour des pondeuses âgées de 41 semaines pour le couvoir B et de 63,51 vs 65 grammes avec un âge de reproductrice de 45 semaines au niveau du couvoir C .

Le taux d'éclosion dans cette phase est toujours inférieur en comparaison avec le taux normal de la souche ISA 15 avec 81,66 % vs 85% pour le couvoir A soit un écart de 3,34 %, 82,08 % pour le couvoir B soit un écart de 4,92 % et 81,94 % au couvoir C soit un écart de 4,06 %.

Dans cette série on note bien l'amélioration de la viabilité embryonnaire dans les trois couvoirs avec un taux de mortalité de 8,78%, 6,87% et 5,05% respectivement pour les couvoirs A, B et C avec des écarts respectifs de 1,459%, 8,45% et 3,996%, qui explique et confirme l'amélioration relative de la situation en matière de désinfection des

établissements et du matériel, en raison de l'utilisation des mêmes paramètres de température et d'humidité des machines et des mêmes bandes reproductrices que pour la série A . On remarque dans cette partie que si le couvoir C a réussit à se débarrasser de la salmonelle il se trouve confronté un autre problème qui est celui du taux d'oeufs inféconds : il enregistre un taux de 13,01% d'oeufs clairs qui trouve origine soit en élevage (problème de cochage) soit condition de stockage (la température de stockage des oeufs était de 20-23°C les sept jours avant mise en machine).

De ces deux séries dans les trois couvoirs on peut faire les constatations suivantes:

1. Le degré de désinfection de nos couvoirs est en deçà des normes requises pour la bonne gestion des couvoirs, comme cela est recommandé par l'O.I.E (2005) impliquant une gamme importante de micro-organismes avec une omniprésence d'Escherichia coli et de Streptocoque D pour les trois couvoirs et Salmonella enteritidis pour le couvoir C dans la première série A. Cette contamination est fortement présente à J0, J19 et J21 comme le montrent nos résultats d'identification de prélèvement et une désinfection relativement poussée a fait baisser cette contamination. La fréquence des infections colibacillaires reste bien en tête des pathologies dominantes, occasionnant d'énormes pertes économiques en élevage aviaire et particulièrement en élevage de poulet de chair, ce qui est en accord avec les travaux de Zahraei Salehi et al en 2006.

Couvoir A, on passe de 38 - 30 - 40 prélèvements positifs dans la série A à 25 - 20 -15 de prélèvements positifs dans la série B.

Couvoir B, on dénombre dans la série A 48 - 40 - 30 prélèvements positifs contre 19 - 15 - 15 de prélèvements dans la série B.

Couvoir C, on enregistre un nombre de prélèvements positifs de 32 - 30 - 45 dans la série A contre 19 - 20 - 25 dans la série B.

Il serait intéressant de réaliser un serotypage des souches d'Escherichia coli que
nous avons isolées, car elles sont considérées comme potentiellement pathogènes
de l'espèce aviaire. Elles sont aussi et surtout des indicateurs du degré de

désinfection des couvoirs étudiés. Actuellement, selon Musgrove et al (2006) et Diarrassouba et al (2007) des souches d'Escherichia coli apparemment non pathogènes, isolées de poulet sains, possèdent certains gènes de virulence pouvant causer des problèmes sanitaires aussi bien chez l'homme que chez les volailles.

2. Conséquences sur le taux de mortalité embryonnaire :

L'amélioration relative de l'état de désinfection des trois couvoirs après la réalisation de la première série A, a permis de nous indiquer l'influence du niveau de contamination de l'environnement des OAC sur le taux de mortalité embryonnaire. Il a baissé d'une façon significative dans la seconde série B (voir analyse statistique en annexe 1) dans les couvoirs A, B et C comme montré dans la figure 29, ce qui est en parfaite concordance avec les travaux de Board et al en 1986 et Fasenko et al en 2009. Ce taux de mortalité embryonnaire peut expliquer en partie pourquoi le taux d'éclosion optimal de la souche commerciale n'est pas atteint.

Les résultats montrés dans la figure 30 indiquent que le taux d'éclosion est très nettement influencé par le jeune âge de la reproductrice dans la série A du couvoir B (27semaines) où on enregistre le plus faible taux (71,09) et la plus haute valeur de mortalité embryonnaire (15,32%). Ceci peut être expliqué selon Pedroso et al. (2005)

par la présence d'un taux élevé d'OAC infertiles, la fréquence du non viabilité des germes et par l'épaisseur de la coquille et l'incapacité des poussins de petites tailles à la percer et sortir à l'éclosoir.

Figure 30: Illustrations des différents taux d'éclosion et de mortalité embryonnaire 3. Conséquences sur le poussin :

Dans cette étude nous constatons que dans les deux séries, le poids moyen du poussin à l'éclosion est lié essentiellement à deux paramètres, l'âge de la reproductrice et le poids moyen des oeufs à couver (figures 31, 32 et 33).

l'âge de la reproductrice : dans les trois couvoirs et dans les deux séries nous constatons un poids moyens des poussins éclos plus élevé à 47 semaines (35,8 grammes) qu'à 37 semaines (33,15 grammes) pour le couvoir A, un poids moyen à 41 semaines meilleur qu'à 27 semaines (35,12 grammes contre 30,75 grammes) pour le couvoir B et les meilleurs moyennes sont enregistrées au couvoir C à l'âge de 45 semaines avec 37,45 grammes contre 34,65 grammes à 37 semaines.

le poids de l'oeuf à couver : ce paramètre est aussi vérifié ; le poids moyen du poussin à l'éclosion est fonction du poids moyen des OAC au niveau des trois couvoirs et dans les deux séries A et B. Au niveau du couvoir A et pour des poids des oeufs de 57,66 et 61,33 grammes on obtient des poids moyens de poussin respectifs de 33,15 et 35,8 grammes, dans le couvoir B , pour des OAC de 59,72 grammes on a eu des poussins

de 35,12 grammes cont re d es poussins de 30,75 grammes pour des OAC de 47,33 grammes, ce qui est val able aussi pour le couvoir C avec des OAC de 58, 6 et 63,51 grammes on a obtenu des p oussins de poids moyens respectifs de 34,6 5 et 37,45

CONCLUSION ET PERSPECTIVES

Lors de cette étude, nos observations indiquent bien que la désinfection et la conduite hygiénique au sein de nos couvoirs restent bien en deçà des normes recommandées pour une meilleure maitrise sanitaire.

Nous avons trouvé des germes zoonotiques (Salmonella enteritidis) et des germes pathogènes et/ou opportunistes de l'espèce aviaire (Escherichia coli- Staphylococcus- Streptococcus- Pseudomonas- Enterobacter- Klebsiella- Proteus- Citrobacter- Microcoque) aux différents stades de développement embryonnaire.

La charge microbienne était intense à partir de J19 avec un passage trans-coquillière et une contamination de l'embryon, produisant ainsi un poussin d'un jour à J21 destiné à la filière chair d'une qualité inférieure à l'optimum de la souche commerciale utilisée et sélectionnée à cette fin.

Nous pensons donc que certainement et en aval, il y a une entrave à l'extériorisation des performances sanitaires et zootechniques, avant même l'exposition de ces poussins à des agressions microbiennes externes dans les bâtiments d'élevages. De plus que sur le plan des défenses immunologiques, les poussins sont vulnérables à la naissance.

La présence de salmonelles et d'E.coli, comme nous l'avons constaté, constitue un risque et un danger potentiels pour la santé publique, et in fine pour le consommateur qui constitue la fin de la chaine. L'émergence des cas de salmonellose à Salmonella enteritidis signe la domination de la pathologie en matière de toxi-infection d'origine aviaire.

Dans toutes les éclosions, les différences entre les capacités de la souche commerciale et les taux des éclosions obtenues dans nos couvoirs sont statistiquement significatives malgré une légère amélioration à la seconde série d'étude, suite à des différences aussi significatives entre les taux de mortalité embryonnaire dans les deux séries.

D'autre part l'insuffisance relevée dans la qualité des OAC (dans toutes les séries, poids inférieurs à celui des OAC de la souche commerciale) n'est certainement pas sans conséquences sur les performances des différents couvoirs étudiés et particulièrement sur le poids des poussins à l'éclosion impliquant l'amont de la filière que nous ne devons pas négliger.

Malgré une amélioration relative dans la deuxième partie de l'étude, La qualité bactériologique de l'eau en usage dans les trois couvoirs n'est conforme ni aux normes algériennes (1998) (annexe2) et encore moins à celles de la directive européenne (1995) (annexe 2) définissants les critères microbiologiques d'une eau potable ce qui influe négativement sur l'efficacité de la désinfection.

L'information à destination des aviculteurs, la formation du personnel des couvoirs, la conception puis l'entretien et la désinfection des locaux sont certainement les facteurs primaires qu'il faut absolument améliorer.

Par conséquent, il serait intéressant de suivre un échantillon d'élevage depuis le couvoir, en réalisant notamment un serotypage des souches d'E. coli afin de déterminer avec exactitude quelles sont les souches pathogènes fréquemment rencontrées en élevage avicole dans notre pays.

Il serait aussi important et intéressant de rechercher si ces contaminants sont liés à un phénomène de résistance vis-à-vis des anti-infectieux les plus utilisés en médecine vétérinaire en Algérie.

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Annexes

Effectif 1 : 10850 / Total 1 = 13500 Effectif 2 : 11880 / Total 2 = 13500 Test z pour 2 proportions