Etude des potentialités mellifères de deux zones du Burkina Faso: Garango (Province du Boulgou ) et Nazinga (Province du Nahouri )

UNIVERSITE DE OUAGADOUGOU				N0 d'ordre
UFR/SCIENCES DE LA VIE ET DE LA TERRE
Laboratoire de Biologie et Écologie Végétales

Etude des potentialités mellifères de deux zones du Burkina Faso: Garango (Province du Boulgou) et Nazinga (Province du Nahouri)

T hèse

Présentée pour obtenir le titre de

DOCTEUR DE L'UNIVERSITÉ D E OUAGADOUGOU

Spécialité : Sciences Biologiques Appliquées

Option : Biologie et Ecologie Végétales

Par

NOMBRÉ Issa

Soutenue le 18 décembre 2003, devant le jury : P résident : Koffi AKPAGANA, Professeur, Université de Lomé

Membres : Joseph Issaka BOUSSIM, Maître de Conférences, Université de Ouagadougou Laurent AKÉ ASSI, Professeur, Université de Cocody-Abidjan

Mahamane SAADOU, Professeur, Université Abdou Moumouni de Niamey

Moussa SAWADOGO, Chargé de Recherche, IRSAT/CNRST Ouagadougou, Invité 1 Sita GUINKO, Professeur, Université de Ouagadougou

Ce travail a été réalisé grâce à l'appui du projet danois n⁰ 104. Dan. 8L/203, Danida

Illustration de la couverture et de la page de garde

- A gauche : Activité de butinage d'Apis mellifera adansonii Latreille sur Cochlospermum planchoni. - A droite : Ruche kenyane améliorée en expérimentation aux ruchers du Laboratoire de Biologie et

Ecologie Végétales de l'UFR/Sciences de la Vie et de la Terre, Université de Ouagadougou.

Avant-propos

A la fin de ce travail, il est un réel plaisir pour nous de rendre hommage et de témoigner notre profonde reconnaissance à toutes les personnes qui nous ont accompagnés sur ce chemin parfois périlleux. Les nombreux appuis ne permettent pas de citer nommément chaque personne dans ces quelques pages ; mais que chacun sache que nous avons été sensibles à son aide. Nous voudrions cependant remercier particulièrement :

- Le professeur Sita GUINKO, responsable du troisième cycle Sciences Biologiques Appliquées et Directeur du laboratoire de Biologie et Ecologie Végétales de l'Université de Ouagadougou, pour le plaisir qu'il nous a faits en nous accueillant dans son laboratoire et en acceptant d'être notre Directeur de thèse. Après avoir travaillé avec des groupements d'apiculteurs traditionnels, nous avons découvert combien est grande la nécessité de mettre à leur disposition des données sur la flore mellifère tel que recommandé par le professeur GUINKO et ses collègues en 1989 et qu'il n'a cessé de le répéter tout le temps qu'a duré le cours d'apiculture en D.E.A. C'est lui qui nous a confiés ce thème, en a assuré l'encadrement et n'a cessé de nous encourager, de nous prodiguer des conseils et ce malgré ses multiples fonctions. Il a mis à notre disposition une importante bibliographie sur l'apiculture. Avec lui nous avons appris la rigueur dans le travail scientifique. Il nous a permis de bénéficier de plusieurs stages de formation hors du pays qui nous ont été d'un apport inestimable dans la réalisation de ce travail. Que le professeur GUINKO trouve dans ce document toute notre profonde reconnaissance.

- Le professeur Issaka Joseph BOUSSIM qui, malgré ses multiples occupations nous a très souvent accompagnés sur le terrain. Il nous a apportés des conseils, des suggestions et corrigé le manuscrit de ce document. Il a été pour nous d'un soutien moral considérable.

- Le Docteur Moussa SAWADOGO nous a initiés au monde merveilleux des abeilles. Il nous a donnés des conseils, une importante bibliographie et un soutien moral. Malgré ses multiples occupations il a tenu à visiter le rucher de Nazinga. Il a corrigé le manuscrit de ce document.

- Le professeur Jeanne F. C. MILLOGO/RASOLODIMBY nous a initiés dès le D.E.A. à l'étude des grains de pollen. Elle nous a donnés des conseils, de la bibliographie sur le pollen et a assuré la correction de ce manuscrit malgré ses multiples occupations. Qu'elle trouve ici l'expression des notre sincères remerciements.

- Le Docteur Adjima THIOMBIANO pour ses conseils et son aide dans la détermination de certaines espèces végétales.

- Le Docteur Frédéric ZONGO pour ses conseils et son soutien moral.

- Le Docteur Makido OUEDRAOGO et Monsieur Robert BAMBARA Inspecteur de français ont contribué à la correction du manuscrit et fait des suggestions pour l'améliorer. Mais malgré leur travail combien appréciable, ce document reste une oeuvre humaine et donc susceptible de toutes perfections.

- Le personnel de l'Institut de Botanique de l'Université de Aarhus au Danemark et particulièrement le professeur Ivan NIELSEN, les Docteurs Jens Eldgaard MADSEN et Anne Mette LYKKE pour leur assistance et leur constante disponibilité durant tous nos séjours au Danemark. Le Docteur MADSEN nous a permis d'avoir une importante bibliographie apicole en nous communiquant son numéro d'abonnement à la bibliothèque de l'Université d'Aarhus. Nous sommes particulièrement reconnaissant à Madame Anni SLOTH qui a assuré notre formation au logiciel photoshop, et aux microphotographies (microscopie photonique et électronique) des grains de pollen.

- Le Docteur Akpovi AKOEGNINOU du département de biologie végétale de l'Université d'Abomey Calavi du Bénin pour nous avoir accueillis dans son laboratoire. Il nous a prodigués beaucoup de conseils et a corrigé notre document. Il nous a permis de scanner les photographies des grains de pollen.

stage sur la description morphologique des grains de pollen. Elle a mis à notre disposition une bibliographie sur les pollens.

- Tous les membres du laboratoire de botanique de l'Université d'Abomey Calavi du Bénin pour leur accueil chaleureux lors de notre séjour.

- Le professeur Roch DOMEREGO Vice-Président d'APIMONDIA pour ses conseils et encouragements lors de sa visite à la miellerie et au CPFRA/Lergo.

- Tous les membres du jury pour avoir accepté juger ce travail malgré les multiples occupations inhérentes à leur rang et à leur fonction.

- Nous sommes reconnaissant aux Professeurs Koffi AKPAGANA de l'université de Lomé au Togo, Mahamane SAADOU de l'université Abdou Moumouni de Niamey au Niger, Amadou Tidiane BA de l'université Cheikh Anta Diop de Dakar au Sénégal et Jeanne F. C. MILLOGO/RASOLODIMBY de l'Université de Ouagadougou pour avoir accepté de rapporter notre thèse.

- L'ensemble des étudiants de troisième cycle en Sciences Biologiques Appliquées, les techniciens, les ouvriers et gardiens, l'administration et les enseignant-chercheurs du Département de Biologie et Physiologie Végétales en particulier et de l'UFR/Sciences de la Vie et de la Terre de l'Université de Ouagadougou en général pour leurs aides multiformes et les enseignements reçus lors de nos différents cycles de formations.

- Les Directeurs, le personnel et les chercheurs de l'IRSAT/CNRST pour leur accueil et leur collaboration franche.

- L'organisme « ENRECA/botanique » sans lequel ce document ne verrait certainement pas le jour. Qu'il trouve ici les fruits de son investissement.

- Les populations des villages riverains du ranch, de Lergo, des villages de la zone de Garango qui nous ont acceptés tout le temps qu'a duré cette étude. Nous remercions particulièrement Néti NAMA et Boukaré GUINKO qui nous ont servis d'interprètes lors de nos enquêtes « ethnoapicoles ».

- Wonko GUINKO, technicien apicole au Centre de Production, de Formation et de Recherches en Apiculture de Lergo et Soumaïla KINDA nous ont été d'un soutien considérable lors de la pesée des ruches et surtout l'entretien et la surveillance des ruchers. Qu'ils trouvent dans ce document le fruit de leur effort quotidien.

- Enfin, nous exprimons nos plus vifs remerciements et notre profonde gratitude à tous nos parents (Issaka, Boubacar, Léandre, Jules, Edouard...) qui nous ont apportés des soutiens moral, financier et matériel. A notre épouse Sylvie TIEBYENGA et notre fille Mouniratou pour leur compréhension pendant nos longues absences.

Résumé

L'apiculture est une pratique séculaire au Burkina Faso. Cependant le matériel utilisé, les techniques apicoles et l'absence d'informations sur les potentialités mellifères entraînent une production de miel en quantité et en qualité faibles. C'est pour pallier à cela que cette étude fut entreprise sur le thème <<Etude des potentialités mellifères de deux zones du Burkina Faso : Garango dans la province du Boulgou et Nazinga dans la province du Nahouri ». Elle a pour but de déterminer à partir de ruchers d'une dizaine de ruches installées dans chaque zone, la richesse en espèces mellifères et leur «Importance Value Index» (IVI) ; de dresser un calendrier de floraison des espèces mellifères et de visites des ruchers ; de recenser les pratiques apicoles traditionnelles.

La richesse en espèces mellifères, leur intensité de butinage et la durée de disponibilité de leurs nutriments sont déterminées par des observations directes de butinage de Apis mellifera adansonii Latreille autour des ruchers sur un rayon de 2 km. L'IVI des espèces butinées est appréciée par une analyse quantitative de la végétation. Parallèlement aux observations de butinage, cinq ruches par rucher sont pesées mensuellement pour suivre les variations pondérales. Des lames de référence sont constituées par acétolyse des grains de pollen des espèces mellifères. Les pratiques apicoles traditionnelles sont inventoriées par des enquêtes <<ethnoapicoles»

Les observations de butinage ont permis de recenser quatre vingt seize (96) et quatre vingt dix sept (97) espèces qui sont butinées respectivement dans la zone de Garango et de Nazinga. Parmi ces espèces, certaines présentent un intérêt apicole par leur abondance, leur IVI, leur période de floraison et leur intensité de butinage. Ce sont : Vitellaria paradoxa, Sclerocarya birrea, Parkia biglobosa, Lannea microcarpa, Eucalyptus camaldulensis, Balanites aegyptiaca, Acacia dudgeoni pour la zone de Garango et, Vitellaria paradoxa, Xeroderris stuhlmannii, Pseudocedrela kotschyi, Terminalia avicennioides, Pterocarpus erinaceus, Afzelia africana, Lannea acida, Daniellia oliveri, Isoberlinia doka et Lannea kerstengii pour celle de Nazinga. Deux périodes de miellées sont déterminées. Une miellée principale en saison sèche dominée par la floraison d'espèces ligneuses et une miellée secondaire en saison de pluies où la floraison est dominée par celle des herbacées. Les miellées de la zone de Nazinga précèdent chacune d'un mois celles de la zone de Garango. A la fin de chaque miellée intervient une période de disette plus ou moins longue.

Une collection de lames de référence de grains de pollen de quarante cinq (45) espèces a été constituée. La description des grains de pollen montre que les abeilles visitent les plantes sans tenir compte de la morphologie des grains de pollen. L'attraction des abeilles semble être exercée par le pollen coat.

Le matériel utilisé et les techniques apicoles traditionnelles sont similaires dans les deux zones et dans les autres pays africains en général. Des organes de plantes sont utilisés pour enfumer les ruches. Les produits de la ruche sont utilisés aussi bien en alimentation humaine que dans le traitement de certaines maladies.

Mots dlés : Espèce mellifère, abeille domestique, potentialité mellifère, grain de
pollen, etnoapicole, Nazinga, Garango, Burkina Faso.

Abstract

Apiculture is a centennial practice in Burkina Faso. However the material used, the beekeeping techniques and the absence of information on the melliferous potentialities entail a low honey production in quantity and in quality. It is to palliate to it that this study was undertaken on the theme "Study of the melliferous potentialities of two zones of Burkina Faso: Garango in the province of Boulgou and Nazinga in the province of Nahouri". It aims to determine from apiaries of about ten hives installed in every zone, the richness in melliferous species and their «Importance Value Index» (IVI); to raise a flowering calendar of melliferous species and of apiaries visits; to inventory the traditional beekeeping practices.

The richness in melliferous species, their foraging intensity and the length of their nutriments availability are determined by direct observations of Apis mellifera adansonii Latreille foraging on a ray of 2 km around the apiaries. The IVI of foraged species is appreciated by a quantitative analysis of vegetation. In the same way to the observations of foraging, five hives per apiary are weighed monthly to follow the weight variations. Slides reference are constituted by acetolysed pollen grains of the melliferous species. The traditional beekeeping practices are inventoried by "ethnoapicoles" investigations. The observations of foraging permitted to inventory ninety six (96) and ninety seven (97) species that are respectively foraged in the zone of Garango and Nazinga. Among these species, some present an interest for beekeeping by their abundances, their IVI, their flowering period and their foraging intensity. These are: Vitellaria paradoxa, Sclerocarya birrea, Parkia biglobosa, Lannea microcarpa, Eucalyptus camaldulensis, Balanites aegyptiaca, Acacia dudgeoni for the zone of Garango and, Vitellaria paradoxa, Xeroderris stuhlmannii, Pseudocedrela kotschyi, Terminalia avicennioides, Pterocarpus erinaceus, Afzelia africana, Lannea acida, Daniellia oliveri, Isoberlinia doka and Lannea kerstengii for the one of Nazinga.

Two honey flow periods are determined. A main honey flow in dry season dominated by the flowering of woody species and a secondary honey flow in raining season where flowering is dominated by the one of the herbaceous. The honey flows of Nazinga zone precede of one month the ones of the zone of Garango. At the end of each honey flow period, takes place more or long scarcity period.

A collection of pollen grains slides reference from forty five (45) species have been constituted. The description of the pollen grains shows that bees visit the plants without taking into account the morphology of the pollen grains. The attraction of the bees seems to be exercised by the pollen coat. The material used and the traditional beekeeping are similar in the two zones and in the other African countries in general. Organs of plants are used to smoke out hives. The products of the hive are used as well as in human food and in the treatment of some illnesses.

Key words: Melliferous species, honeybee, melliferous potentiality, pollen grain, «ethnoapicole», Nazinga, Garango, Burkina Faso.

PRINCIPALES ABREVIATIONS

FAO : Organisation des Nations Unies pour l'Alimentation et l'Agriculture. PNUD : Programme des Nations Unies pour le Développement.

R.G.N. : Ranch de Gibier de Nazinga.

BU.NA.SOL. : Bureau National des Sols.

D.D.T. : Dichloro-Diphényl Trichloroéthane

D.H.P. : Diamètre à Hauteur de Poitrine.

UV. : Ultra Violet

A. m. : Apis mellifera

I.N.S.D. : Institut National de la Statistique et de la Démographie

I.V.I. : Importance Value Index

U.F.R./S.V.T. : Unité de Formation et de Recherche en Sciences de la Vie et de la Terre

LISTE DES FIGURES

Figure 1 : Schéma de la classification systématique d'Apis mellifera 9

Figure 2 : Différents individus d'une colonie d'abeilles 13

Figure 3 : Naissance et développement des trois lignées d'Apis mellifera 15

Figure 4 : Morphologie de l'abeille domestique 17

Figure 5 : Localisation des sites d'étude 21

Figure 6 : Moyennes mensuelles de la pluviométrie (1980-2000) 23

Figure 7 : Evolution de la pluviosité (1980-2000) 24

Figure 8 : Moyennes mensuelles des températures (1990-2000) 25

Figure 9 : Moyennes mensuelles de la vitesse du vent (1995-2000) 27

Figure 10 : Schéma des différents types de ruches utilisées 36

Figure 11 : Disponibilité florale des deux zones 55

Figure 12 : Calendrier de floraison des espèces mellifères dans la zone

de Garango 57
Figure 13 : Calendrier de floraison des espèces mellifères dans la zone

de Nazinga 58
Figure 14 : Variation mensuelle du poids des ruches des zones de Garango et

Nazinga 62
Figure 15 : Succession des périodes de miellée et de disette des zones

de Nazinga et de Garango 64

Figure 16 : Répartition des principales espèces en classes de diamètre .68

Figure 17 : Disponibilité florale et évolution du poids des ruches 71

Figure 18 : Droite de régression de la variation mensuelle du poids des ruches

en fonction du nombre d'espèces mellifères en fleurs 72
Figure 19 : Droite de régression de la variation mensuelle du poids des ruches en

fonction de l'IVI 74
Figure 20 : Droite de régression de la variation mensuelle du poids des ruches en

fonction de l'abondance 75

LISTE DES TABLEAUX

Tableau I : Principales activités d'une ouvrière à la belle saison 14

Tableau II : Dimensions internes des différents types de ruches 35

Tableau III : Liste des espèces visitées par Apis mellifera dans la zone

de Garango 46

Tableau IV : Liste des espèces visitées par Apis mellifera dans la zone

de Nazinga 50

Tableau V : Plantes utilisées pour attirer les essaims d'Apis mellifera dans la zones

de Garango ou de Nazinga 84

Tableau VI : Utilisations des produits de l'abeille dans la thérapeutique locale .89

Tableau VII : Quantité de miel obtenu et les difficultés d'utilisations par type de Ruche et le taux d'extraction 92

LISTE DES ANNEXES

Annexe 1 : Fiche d'enquête «ethnoapicole»

Annexe 2 : Fiche descriptive des grains de pollen

Annexe 3 : Listes des espèces végétales constituant les lames de référence Annexe 4 : Index des espèces représentées dans l'atlas

Annexe 5 : Atlas descriptif des grains de pollen

Annexe 6 : Analyse quantitative de la végétation

Annexe 7 : Liste générale des espèces citées dans le texte

Annexe 7 : Planches photographiques

Annexe 8 : Publications

SOMMAIRE INTRODUCTION 5

Chapitre I. GENERALITES

I. Généralités sur l'abeille domestique 9

1.1. Classification 9

1.2. Vie et organisation sociale ... 11

1.2.1. Reine 11

1.2.2. Mâles ou faux-bourdons 12

1.2.3. Ouvrières 12

1.2.4. Couvain 13

1.3. Morphologie 16

1.3.1. Tête 16

1.3.2. Thorax 16

1.3.3. Abdomen . 17

1.4. Essaimage, désertion, migration et supersédure 18

1.4.1. Essaimage 18

1.4.2. Désertion ou abandon 18

1.4.3. Migration 19

1.4.4. Supersédure ou rémerage naturel 19

II. Généralités sur les milieux d'étude 20

2.1. Situation géographique 20

2.2. Climat et hydrologie 20

2.2.1. Climat 20

2.2.1.1. Pluviométrie 22

2.2.1.2. Température 24

2.2.1.3. Vent 26
2.2.2. Hydrologie 27

2.3. Géomorphologie et pédologie 28

2.3.1. Géomorphologie ... 28

2.3.2. Pédologie 28

2.4. Végétation 29

2.5. Population 30

Chapitre II. MATERIEL ET METHODES

I. Introduction 32

II. Matériel 33

2.1. Ruches 33

2.1.1. Ruche Dadant ou ruche à hausse 33

2.1.2. Ruche kenyane 34

2.1.3. Ruche rectangulaire à cadres 34

III. Méthodes 37

3.1. Observation du mécanisme de butinage de l'abeille

domestique 37

3.2. Suivi de l'évolution du poids des ruches 38

3.3. Comparaison de la productivité de différents types de

ruches 38

3.4. Analyse quantitative de la végétation 39

3.5. Traitements des données 40

3.5.1. Fréquence relative 41

3.5.2. Densité relative 41

3.5.3. Dominance relative 41

3.5.4. Abondance 41

3.5.5. Classes de diamètre 42

3.6. Lames de référence et description des grains de pollen 42

3.6.1. Prélèvement des grains de pollen 42

3.6.2. Acétolyse des grains de pollen 42

3.6.3. Description et microphotographies des grains de pollen 43

3.7. Enquête «ethnoapicole» 43

Chapitre III. RESULTATS et DISCUSSION

I. Flore mellifère des zones de Garango et de Nazinga 45

1.1. Composition de la flore mellifère 45

1.1.1. Zone de Garango 45

1.1.2. Zone de Nazinga 49

1.1.3. Discussion 53

1.2. Disponibilité florale dans les deux zones 55

1.2.1. Calendrier floral 56

1.2.2. Discussion 59

II. Variation du poids des ruches...... 61

2.1. Variation du poids des ruches dans la zone de Garango . 61

2.2. Variation du poids des ruches dans la zone de Nazinga 61

2.3. Succession des miellées et des disettes 63

2.4. Discussion 65

2.5. Comparaison des miellées des deux zones 66

2.6. Conclusion sur la variation du poids des ruches 66

III. Analyse quantitative de la végétation 67

3.1. Abondance 67

3.2. Importance Value Index (IVI) 67

3.3. Classes de diamètre 68

IV. Facteurs influençant la variation du poids des ruches 70

4.1. Nombre d'espèces mellifères en fleurs 70

4.2. Abondance et IVI des espèces mellifères 73

4.3. Conclusion 76

V. Etude des grains de pollen d'espèces mellifères 77

5.1. Lames de référence 77

5.2. Description des grains de pollen 77

VI. Matériel et techniques apicoles traditionnelles dans les zones de Garango et de Nazinga 80

6.1. Matériel apicole traditionnel 80

6.1.1. Ruches 80

6.2. Techniques utilisées en apiculture traditionnelle 82

6.2.1. Préparation de ruches pour le piégeage des essaims 82

6.2.1.1. Techniques utilisées 82

6.2.1.2. Produits végétaux utilisés 84

6.2.2. Récolte du miel 85

6.2.3. Extraction du miel 87

6.3. Utilisation des produits de la ruche 88

6.4. Conclusion sur les techniques apicoles traditionnelles 90

VII. Productivité de différents types de ruches 92

CONCLUSION GENERALE ET PERSPECTIVES 95

REFERERENCES BIBLIOGRAPHIQUES 98

ANNEXES 109

INTRODUCTION GENERALE

Introduction

La pratique de l'apiculture est une tradition séculaire en Afrique et plus particulièrement au Burkina Faso. En effet, il existe de nombreuses familles d'apiculteurs traditionnels et de chasseurs ou cueilleurs de miel. Les matériaux utilisés pour la confection des ruches varient d'une zone à une autre et comprennent des vanneries et des poteries. Cependant, les produits de l'apiculture traditionnelle ont un faible impact dans l'économie du pays, car non seulement la production est faible, mais aussi les produits sont de qualités insuffisantes (miel et cire souvent brûlés et impurs). Les techniques de récolte et de traitement restent rudimentaires. De plus, la perte des abeilles responsables de la pollinisation d'un grand nombre de plantes et, la dégradation des sols liée aux feux de brousse qui sont provoqués par les pratiques apicoles traditionnelles ont des répercussions négatives sur l'économie et la sécurité alimentaire. Pour un pays qui possède de réelles potentialités en espèces apiaires et mellifères, une longue tradition apicole et, qui peut assurer ses besoins en miel et en cire, une pareille situation reste incompréhensible. Face à toutes ces réalités et à la dégradation des conditions sociales dans les zones rurales, il est apparu aux autorités la nécessité de développer une apiculture améliorée comme alternative pour valoriser et préserver les ressources naturelles. Ainsi en 1980, des actions de prospections ont été entreprises dans la zone Quest du Burkina Faso. Elles ont abouti en 1985 à la mise en place d'un projet conjoint PNUD/FAQgouvernement du Burkina Faso de ``développement et de vulgarisation de l'apiculture améliorée en milieu paysan½. Pour mieux maîtriser les facteurs influençant la production de miel, l'exécution du projet a nécessité des études scientifiques sur la flore mellifère et sur l'éthologie de l'abeille locale Apis mellifera

adansonii Latreille. Ainsi une collaboration a été établie entre le projet et l'Université de Quagadougou à travers le Laboratoire de Biologie et Ecologie Végétales. L'exécution de ce projet a favorisé la vulgarisation de l'apiculture moderne au Burkina Faso et l'installation de projets apicoles dans plusieurs provinces du pays. Mais, l'analyse de la plupart de ces projets de développement de l'apiculture débouche sur un constat d'échec. Ces échecs seraient dus à la méconnaissance du fonctionnement des sociétés traditionnelles et plus particulièrement des rapports qu'elles entretiennent avec le monde des abeilles (Villières, 1987 a), à une inadaptation du matériel et des techniques apicoles introduites, aux conditions climatiques et surtout à l'absence d'informations sur les potentialités mellifères de la plupart des zones agroécologiques du Burkina Faso.

En effet, si dans les pays tempérés de nombreux travaux ont été réalisés sur les relations plantes abeilles, dans les zones tropicales en général et dans les pays africains en particulier, très peu de travaux ont été réalisés car le rôle des interrelations plantes et abeilles dans la dynamique des écosystèmes a longtemps été négligé (Lobreau-Callen et al., 1986). Des travaux comme ceux de Gadbin (1980) pour le Tchad, de Lobreau-Callen et al. (1986) et de Villières (1987 a) pour le Togo et le Bénin, de Hertz (1994) pour la Gambie, de Molès (2000) pour le Bénin, de Damblon (1986) et de Schweitzer (2002) pour le Maroc constituent des références.

Au Burkina Faso, les travaux de recherches apicoles ont été réalisés par Guinko et al. (1992), Sawadogo (1993) et Nombré (1998). Ces recherches qui se sont déroulées dans les zones Quest et Centrale du pays ont permis d'y identifier les principales espèces végétales visitées par l'abeille domestique, de mieux connaître la biologie et l'éthologie de l'abeille locale et enfin de dresser un calendrier de visite des ruches pour la zone Quest. Nous n'avons pas connaissance de travaux de

recherches menés dans d'autres zones du Burkina Faso. Pourtant, il est important de développer l'activité apicole dans ces différentes zones car cela présente des avantages et peut être bénéfique aussi bien pour l'apiculteur que pour la collectivité (Hetz, 1994 ; Adjaré, 1990 ; Sosu,1993 et Carrol, 1997). Pour ces auteurs, l'apiculture peut se pratiquer dans les zones impropres à l'agriculture et être source de revenus. Elle peut se pratiquer en saison sèche et de ce fait complète l'agriculture. Elle peut surtout améliorer les productions agricoles à travers les actions pollinisatrices des abeilles.

Ces constats justifient le choix de notre sujet «Etude des potentialités mellifères de deux zones du Burkina Faso : Garango (Province du Boulgou) et Nazinga (Province du Nahouri) » dont les objectifs sont :

* contribuer à la connaissance du potentiel mellifère du Burkina Faso en général et surtout des deux zones en particulier. Cela à travers un inventaire qualitatif et quantitatif des espèces de plantes butinées par les abeilles ;

* établir un calendrier de visites des ruchers par un suivi de la variation du poids des ruches ;

* recenser les pratiques apicoles traditionnelles dans ces deux zones grâce à des enquêtes ethnoapicoles ;

* constituer des lames de référence et un atlas de pollen des espèces mellifères outils indispensables pour les analyses polliniques des miels.

Le choix de ce sujet entre aussi dans le cadre général de la conservation de la biodiversité. En effet les abeilles jouent un rôle dans la conservation du patrimoine génétique qui résulte de la fécondation croisée des plantes cultivées.

Cette étude s'articule autour de trois points. Après une introduction, nous

abordons dans un premier chapitre les généralités sur l'abeille domestique et les zones d'études. Le matériel et les méthodes utilisés sont abordés dans le deuxième chapitre. Les résultats auxquels nous sommes parvenus seront discutés dans le troisième chapitre. Suivront ensuite une conclusion générale et des perspectives.

GENERALITES

I. Généralités sur l'abeille domestique

1.1. Classification

Insecte social vivant en colonie, la classification de l'abeille domestique est la suivante (Fig. 1) :

Arthropodes

Embranchement :

Apoidae

Super-Famille : Pompiloidae

Vespoidae Sphecoidae Scolioidae Formicoidae

Classe : Crustacés

Hexapodes ou Insectes

Arachnides Myriapodes

Sous-Ordre : Symphytes Apocrites

Infra-Ordre : Térébrants Aculéates

Apidae supérieurs

Sous-Famille : Apinae

Tribu : Apini Bombini Melliponini Euglossini

Genre : Apis

Espèce : Apis mellifera

Sous-embranchement : Chélicérates Antennates ou Mandibulates

Paranéoptères

Super-Ordre : Coléoptères Névroptèroïdes Hyménoptèroïdes Mécoptéroïdes

Hyménoptères

Ordre :

Famille : Mellitidae

Apidae primitifs Megachilidae

sous-classe : Aptérigotes Ptérigotes

Oligonéoptères

Section : Paléoptères Polynéoptères

Figure 1 : Schéma de la classification systématique d'Apis mellifera (Leconte, 2002)

Les abeilles mellifiques sont parmi les sociétés les plus évoluées du règne animal, les sociétés vraies ou Eusociétés caractérisées notamment par la présence d'individus sexués et d'individus stériles morphologiquement différents et, par la coexistence de deux générations successives (Léoncini et al., 2002). Neuf (9) espèces d'abeilles sont répertoriées dans le genre Apis par Buttel-Reepen in Rutner (1968 a) et Leconte (2002). Ces espèces sont réparties en trois groupes en fonction de leur taille :

* Le premier groupe constitué par Apis florea Fabricius et Apis andreniformis. Ce sont les plus petites abeilles.

* Le second groupe comprend Apis mellifera Linnaeus, Apis cerana Fabricius, Apis koschevnikovi Buttel-Reepen, Apis nigrocincta Smith et Apis nuluensis Tinget. Elles sont de taille moyenne.

* Le troisième groupe est constitué par Apis dorsata et Apis laboriosa Smith. Ce sont deux espèces de grande taille, avec deux sous-espèces d'Apis dorsata que sont Apis benghami Cockerell et Apis breviligula Maa.

Cette classification peut encore évoluer avec l'utilisation d'outils performants dont disposent les systématiciens, en particulier les outils moléculaires pour l'étude du génome (Leconte, 2002).

Parmi ces différents groupes, Apis mellifera Linnaeus est la plus utilisée pour la production de miel. Elle se repartit en une vingtaine de sous espèces ou races géographiques. Apis mellifera adansonii Latreille est la race rencontrée dans notre zone. Elle est jugée très mal connue avec en Afrique, une aire géographique floue (Louveaux, 1990 a) qui s'étend du Sahara au Nord jusqu'au Kalahari au Sud en englobant des forêts très humides, des savanes sèches, des vallées désertiques et des régions de hautes montagnes (Ruttner, 1968 a et Sheppard, 1997).

1.2. Vie et organisation sociale

La vie et l'organisation sociale de l'abeille domestique ont été décrites par de nombreux auteurs (Chauvin, 1968 a; Jean-Prost, 1987; Adjaré, 1990; Phillipe, 1988; Hertz, 1994; Seregen, 1997 ; Carroll, 1997 ; Arnold, 2000 ; Azzouz et DéchaumeMoncharmont, 2000). Selon ces auteurs, elle mène une vie sociale sophistiquée.

Il y a deux groupes d'individus (les femelles et les mâles) regroupés en trois catégories aux caractéristiques et fonctions nettement différentes mais complémentaires (Anchling, 2001 a) (Fig. 2). Dans une colonie moyenne, il y a une seule reine, 300 à 800 mâles ou faux-bourdons, 20 000 à 80 000 ouvrières, 5 000 oeufs et 25 000 à 30 000 abeilles immatures se trouvant à différents stades de leur développement et constituant le couvain.

1.2.1. Reine (figure 2, c)

Elle se développe au bout de 14 à 16 jours après la ponte des oeufs (Fig. 3) et vit en moyenne 3 à 5 ans. Seule femelle sexuellement fertile de la ruche, elle est morphologiquement plus volumineuse que les autres membres de la colonie. Nourrie et entretenue par les ouvrières, elle assure la pérennité de la colonie à travers la ponte de 1 500 à 2 000 oeufs par jour en fonction de son âge, de la force de la colonie, de l'espace disponible et des conditions extérieures. Elle assure aussi la cohésion de la colonie par l'émission de phéromones spéciales. Une phéromone (phéromone I ou acide 9-ceto-2-décénoïque) attire les mâles lors du vol nuptial, empêche la construction de cellules royales. Une autre (phéromone II ou acide 9- hydroxy-2-décénoïque) inhibe le développement des ovaires des ouvrières.

La fécondation de la reine s'effectue au cours du vol nuptial qui a lieu ordinairement 6 à 7 jours après sa naissance et par beau temps (conditions

climatiques favorables). En cas de mauvais temps (vent, pluie), ce vol ne peut plus avoir lieu après le 10^eme jour et la reine devient bourdonneuse. Le vol nuptial a lieu entre 14 h et 16 h et dure 5 à 15 mn. Au cours de ce vol, la reine est fécondée par plusieurs mâles (8 à 10) jusqu'à ce que sa spermathèque soit remplie de liquide séminal.

1.2.2. Mâles ou faux-bourdons (figure 2, b)

Issus d'oeufs non fécondés, ils éclosent au bout de 24 à 25 jours (Fig. 3). Leur seul rôle est d'assurer la fécondation de la reine lors du vol nuptial. Considérés comme inutiles après la fécondation de la reine, ils sont souvent éliminés par les ouvrières pendant les périodes de pénurie. Leurs yeux et leurs antennes sont très développés, ce qui leur permet de repérer les reines vierges à une très grande distance.

1.2.3. Ouvrières (figure 2, a)

Plus nombreuses et de petite taille, elles se développent au bout de 18 à 22 jours (Fig. 3). Elles sont issues d'oeufs fécondés comme la reine mais leurs ovaires restent atrophiés à cause de la phéromone royale qui inhibe leurs fonctionnement. La vie de l'abeille ouvrière se compose de plusieurs périodes auxquelles correspondent des changements de certains organes (Maurizio, 1968). Dans une colonie, le genre d'activités auxquelles s'adonne une ouvrière dépend essentiellement de son développement physiologique (Philippe, 1991). Le polyéthisme des abeilles les conduit à changer d'activités au cours de leur vie en fonction de leur âge. Ainsi elles accomplissent les activités suivantes : nettoyeuse, nourrice, cirière, ventileuse, gardienne, butineuse etc. (Tab. I). Elles vivent 6

semaines en période d'intense activité et plus de 6 mois en période de moindre activité.

(a) (b)

Les ailes couvrent

tout le corps

es ailes cou

Plus petite que la reine et le mâle

p

Gros yeux
Abdomen carré

(c)

Long abdomen Les ailes cou rent

v

l	a moitié du corps

Figure 2 : Différents individus d'une colonie d'abeilles

(a) : Une ouvrière ; (b) : Un mâle ; (c) : Une reine (Carroll, 1997)

1.2.4. Couvain

On appelle couvain l'ensemble des oeufs, larves et nymphes d'une colonie. Il est constitué de cellules ouvertes pour les oeufs et les larves et, de cellules operculées par une pellicule de cire pour les nymphes. La durée d'évolution du couvain peut varier en

fonction du mauvais temps et s'étendre sur 1 à 3 jours supplémentaires (Anchling, 2000 a).

Tableau I : Les principales activités d'une ouvrière à la belle saison (Donadieu et Marchiset, 1984)

AGE (jours)	ACTIVITES
0 · Eclosion	- Nettoyeuse des cellules vides et des ouvrières plus âgées.
1 ·
2 ·
3 ·	- Nourrice des larves âgées avec de la bouillie à base de miel,
4 ·	de pollen et d'eau.
5 ·
6 ·	- Nourrice des jeunes larves (et de la reine) avec de la gelée
7 ·	royale qu'elle secrète exclusivement pendant cette
8 ·	période.
9 ·		d'i
10 ·
11 ·	- Soins appropriés à la reine.
12 ·
13 ·	- Cirière - Bâtisseuse - Ventileuse - Gardienne.
14 ·
15 ·	- Magasinière : réception et concentration du nectar ; réception
16 ·	et stockage pollen, propolis.
17 ·
18 · 19 ·	- Travaux d'entretien divers : nettoyage de la ruche, calfeutrage, etc.
20 ·
		Activites d'exterieur
21 · 22 ·	- Butineuse à la recherche de :
23 · .	· eau			.
· nectar	·
ou miellat
· pollen	·
· propolis	·

Arrêt

Reine

Ouvrière

Alimentation

OEuf fécondé

OEuf non fécondé

Larve mâle

Larve ouvrière

Cellule royale

Cellule ordinaire

Début gelée royale Début gelée royale

Arrêt gelée royale Arrêt gelée royale

Début bouillie simple Début bouillie simple

Cellule ordinaire

Reine

Accouplement

Mâle

Quand les circonstances
('exigent, transformation

c. ordinaire en c. royale

Larve royale

Début gelée

Royale

Mâle

Vol nuptial

Ruche

0
· Ponte

1
·

2
·

3
·

4
· Eclosion larve

5
·

6
·

7
·

8
·

9
· Operculation

10
·

11
·

12
·

13
·

14
·

15
·

16
· Eclosion reine

17
·

18
·

19
·

20
·

21
·

22
· Eclosion ouvrière 23
·

24
·

25
· Eclosion mâle (Jours)

Figure 3 : Naissance et développement des trois lignées d'Apis mellifera (Crane, 1990)

c. : cellule

1.3. Morphologie

La morphologie de l'abeille domestique a fait l'objet de travaux de nombreux auteurs tels que Chauvin (1968 b), Jung-Hoffman (1968), Maurizio (1968), Rutner (1968 b). Le corps de l'abeille comprend trois parties (Fig. 4) :

1.3.1. Tête

De forme variable selon les groupes d'individus, elle porte :

* une paire d'antennes située de chaque côté de la tête. Chaque antenne est formée de 12 segments articulés et joue un rôle important dans l'orientation, le toucher, l'odorat et l'ouïe.

* deux sortes d'yeux : deux yeux composés situés de chaque côté de la tête et qui ont pour rôle la vision lointaine, la distinction des couleurs et la détection de la direction des UV du soleil ; trois yeux simples ou ocelles disposés en triangle en haut de la tête et qui ont pour principal rôle la vision rapprochée ou faible.

* un appareil buccal bien développé chez les ouvrières comprenant la lèvre supérieure, la lèvre inférieure, les deux mandibules et la langue.

1.3.2. Thorax

Formé de trois segments (prothorax, mésothorax, métathorax), le thorax porte deux paires d'ailes situées de part et d'autre du mésothorax et du métathorax et, trois paires de pattes à cinq segments chacune. Les pattes antérieures fixées au prothorax sont pourvues de peignes qui servent à nettoyer les antennes ; les pattes médianes fixées au mésothorax sont une sorte de main au moyen de laquelle l'abeille dépose ses pelotes de pollen ; enfin les pattes postérieures fixées au métathorax portent chez les ouvrières une structure spécialisée de collecte du pollen appelée corbeille.

1.3.3. Abdomen

Formé de sept segments, il porte, chez les ouvrières, une poche à venin qui se termine par un aiguillon en forme de harpon et quatre paires de glandes cirières. Chez les mâles il se termine par un organe copulateur. Chez la reine, en plus de l'aiguillon et de l'organe copulateur, on observe la glande de Nasanov responsable de la sécrétion de la phéromone de cohésion. L'abdomen se termine par un anus.

Figure 4 : Morphologie de l'abeille domestique (Apis mellifera L.) (Jean-Prost, 1987)

1.4. Essaimage, désertion, migration et supersedure

1.4.1. Essaimage

L'essaimage naturel consiste en une division de la colonie mère en deux ou plusieurs colonies filles. La vieille reine, aux ovaires atrophiés car elle n'est plus nourrie par les ouvrières, quitte la colonie avec quelques ouvrières et des mâles pour constituer un essaim primaire. Les ouvrières restées à la ruche s'activent à élever d'autres reines. Après leur éclosion, une première peut quitter à son tour la ruche avec une seconde fraction de la colonie pour constituer l'essaim secondaire, une seconde reine formera un essaim tertiaire etc.

Le principal signe précurseur de l'essaimage est la construction d'ébauches de cellules royales généralement en bordure du couvain (Jean-Prost, 1987; Philippe, 1988; Weiss, 1989; Adjaré, 1990; Crane, 1990; Bruneau, 1993; Anchling, 2000 b et 2002, Cartel 2001). Pour ces auteurs, les facteurs biologiques qui déclenchent l'essaimage naturel sont : la faible production de phéromone royale liée à l'âge de la reine ou à sa mort, l'augmentation du nombre des ouvrières entraînant une congestion et une mauvaise répartition de la phéromone de cohésion, la tendance chez la colonie à essaimer, les conditions environnementales.

1.4.2. Désertion ou abandon

Occasionnellement, toutes les abeilles adultes d'une colonie quittent brusquement la ruche abandonnant derrière elles le couvain et les réserves de nourriture (FAO, 1986; Crane, 1990). Dans ce cas, il n'y a pas de construction de cellules royales. Les causes de la désertion sont : le manque de nourriture ou d'eau, la perturbation de la colonie par les fourmis, les termites, les guêpes, les maladies,

l'apiculteur lui-même, enfin les caractères génétiques des abeilles.

Ce comportement de désertion est une stratégie de survie qui permet aux colonies d'échapper à une mort soudaine en migrant vers de meilleures zones de butinage (Hertz, 1994, Seregen, 1997 et Carroll, 1997). La désertion est un véritable problème surtout pour les apiculteurs (Villières, 1987 a) et selon Darchen (1993), capturer facilement des essaims n'a que peu d'intérêts si ceux-ci désertent à la première occasion.

1.4.3. Migration

Elle est définie par Crane (1990) comme un mouvement saisonnier régulier des colonies qui résulte de la réplique aux conditions géophysiques qui déterminent la disponibilité en ressources alimentaires.

1.4.4. Supersedure ou remerage naturel

La supersedure est le phénomène de remplacement naturel de la reine sans essaimage (Philippe, 1988 ; Weiss, 1989 et Darchen, 1993). L'insuffisance de substance royale ou phéromone produite par la reine est la seule cause immédiate de la supersedure. En effet, lorsqu'une reine, à cause de l'âge ou de malformation génétique, secrète une quantité insuffisante de phéromone inhibitrice de l'élevage royal, des ouvrières vont construire des cellules royales non pas en bordure du couvain mais au milieu des rayons et y élever des reines. La première à éclore éliminera les autres larves royales. La vieille reine sera étouffée par les ouvrières. La supersedure se rencontre généralement dans les essaims primaires.

II. Généralités sur les milieux d'étude

2.1. Situation géographique

Les études sont réalisées dans la zone de Nazinga et de Garango (Fig. 5). Nazinga est dans le Sud du Burkina Faso entre 11^o 01' et 11^o 08'de latitude Nord et 1o 18'et 1^o43'de longitude Quest. Situé entre les provinces du Nahouri et de la Sissili dont les chefs-lieux respectifs sont Pô et Léo, il répond administrativement de la première. Nazinga est surtout connue grâce au Ranch de Gibier de Nazinga (R.G.N.) qui couvre une superficie de 940 km².

Garango est situé au Sud-Est du Burkina Faso dans la province du Boulgou avec comme chef lieu Tenkodogo. Il s'étend entre 11° et 12° de latitude Nord et 0° et 1° de longitude Quest (Kéré, 1998).

2.2. Climat et hydrologie

Les données météorologiques proviennent des stations synoptiques de Pô et de Tenkodogo.

2.2.1. Climat

Le climat est un déterminant important des relations plantes/abeilles. Il caractérise l'état de la flore et de la végétation dont va dépendre celui de la colonie d'abeilles. Les éléments du climat agissent directement ou indirectement sur les relations plantes/abeilles. Par exemple, une température se situant entre 13° c et 14° c ou un vent de 30 km/h (5,4 m/s) limitent considérablement l'activité de butinage des abeilles sur les fleurs (Louveaux, 1984 et Crane, 1990).

Figure 5 : Localisation des sites d'études

23

2.2.1.1. Pluviométrie

Les quantités de pluie varient dans le temps et dans l'espace au niveau des deux zones. Les variations dans le temps montrent que l'essentiel des pluies est enregistré entre mai et octobre, avec un maximum de précipitation en août (Fig. 6). Cette différence mensuelle est doublée d'une variation inter annuelle. Les quantités d'eau enregistrées montrent un maximum en 1991 pour les deux zones, un minimum en 1989 pour la zone de Garango et en 1981 pour celle de Nazinga (Fig. 7).

La variation spatiale montre que les précipitations présentent un gradient Nord-Sud. Entre les deux zones la différence des cumuls des précipitations annuelles de1980 à 2000 avoisine 3804 mm.

Les pluies ont un effet direct et indirect sur le butinage de l'abeille domestique. L'action directe se résume à l'impossibilité pour les abeilles de sortir, la dilution de la concentration du nectar, le lessivage des nutriments (pollen, nectar). L'action indirecte se manifeste sur l'abondance des espèces à butiner, la durée de leur floraison, la quantité et la qualité du nectar sécrété. En plus l'excès d'eau est un facteur qui limite le plus souvent la sécrétion du nectar (Shuel in Crane, 1990).

P. (mm)

250

200

300

150

100

250

200

150

100

a

50

b

50

P.

0

0

(mm)

Janvier

Janvier

Fevrier

Fevrier

Mars

Mars

Avril

Avril

Mai

Mai

Juin

Juin

Juillet

Juillet

AoCit

Aout

Septembre

Septembre

Octobre

Octobre

Novembre

Novembre

Mois

Mois

Decembre

Decembre

Figure 6 : Moyennes mensuelles de la pluviométrie (1980-2000)
a : Station de Pô ; b : Station de Tenkodogo

1400

1200

1000

400

800

600

200

0

P. (mm)

1980

Tenkodogo Pô

1982

1984

1986

1988

1990

1992

1995

1997

Années

1999

Figure 7 : Evolution de la pluviosité des deux stations synoptiques (1980-2000)

2.2.1.2. Température

L'évolution des températures suit la saisonnalité climatique. Au niveau des deux zones, il y a deux régimes thermiques qui marquent deux périodes différentes (Fig. 8). - une première période de juin à février pendant laquelle les températures moyennes mensuelles sont inférieures à 30^o C.;

- une seconde période de mars à mai où les températures moyennes mensuelles sont supérieures à 30^o C. On note de fortes variations thermiques entre les maxima et les minima (Fig. 8). Dans les deux zones, les maxima de mars et d'avril avoisinent 40^o C., tandis que leurs minima oscillent autour de 25^o C.

T. °C.

45

40

25

20

35

30

45

40

a

35

30

25

20

15

10

15

10

b

5

0

5

0

T. °C.

Janvier

Janvier

Fevrier

Fevrier

Mars

Mars

Avril

Avril

Maxi Mini Moyenne

Mai

Mai

Juin

Juin

Juillet

Juillet

Aout

Aoat

Septembre

Septembre

Octobre

Octobre

Novembre

Novembre

Mois

Mois

Decembre

Decembre

Figure 8 : Moyennes mensuelles des températures (1990-2000)
a : Station de Pô ; b : Station de Tenkodogo

D'une manière générale, la moyenne mensuelle des températures maximales est de 34^o C. tandis que celle des minima se situe à 22^o C., soit une amplitude de 12^o C. Les températures sont faibles entre juillet et août puis entre décembre et février ; elles sont surtout élevées entre mars et mai.

Cet intervalle de température (22° C. - 34° C.) est favorable à une activité de butinage presque sans interruption des abeilles dans ces deux zones contrairement à leurs soeurs européennes soumises à des températures très basses qui limitent leur activité de butinage pendant une certaine période (Crane,1990).

2.2.1.3. Vent

Dans les Zones de Garango et de Nazinga soufflent deux types de vents qui diffèrent par leurs origines, leurs parcours et leurs structures aérologiques. Ce sont, selon, Monnier in Guinko, (1984), les vents de saison sèche et les vents de saiso n de pluies.

Le vent de saison sèche ou harmattan est de direction Nord-Est, Sud-Ouest. C'est une masse d'air sec issu du Sahara et dont le principal effet est la chute de l'hygrométrie accompagnée par une évaporation active. Les conséquences sur la végétation sont surtout le dessèchement des herbacées, l'assèchement du nectar, voire la chute des fleurs, réduisant ainsi les quantités de nectars disponibles pour les abeilles.

Le vent de saison des pluies ou vent de mousson souffle du Sud-Ouest vers le Nord-Est.

L'analyse de la courbe des moyennes mensuelles de la vites se du vent (Fig. 9) montre deux tendances

- une période de vents forts allant de décembre à mai, correspondant à la

période d'harmattan. La vitesse est généralement supérieure à 1,5 m/s.

- une période de vents faibles allant de juin à novembre, de vitesse inférieure à 1,5 m/s ; elle correspond à la période de mousson.

En somme les vents restent suffisamment faibles tout au long de l'année pour ne pas gêner l'activité des abeilles.

Vitesse (m/s)

2,5

0,5

1,5

2

0

1

Janvier

Fevrier

Mars

Garango Pô

Avril

Mai

Juin

Juillet

AoCit

Septembre

Octobre

Novembre

Mois

Decembre

Figure 9 : Moyenne mensuelle de la vitesse du vent (m/s) (1995-2000)

2.2.2. Hydrologie

Le réseau hydrographique est relativement dense dans la zone de Garango. Deux principaux cours d'eau (le Nakambé et la Nouhao) et trois cours d'eau secondaires (le Tcherbo, le Dougoulamoundi et le Doubèguè) parcourent la zone.

Au niveau de Nazinga, le principal cours d'eau est la Sissili avec des affluents te ls que le Nazinga, la Dawevelé.

Ces cours d'eau ont un régime hydrologique tropical pur (Guinko, 1984) avec

un maximum en septembre et un minimum en avril, période au cours de laquelle on observe dans le lit une succession de marules dont certaines se dessèchent totalement entre mars et avril.

2.3. Géomorphologie et pédologie

2.3.1. Géomorphologie

L'allure générale de la géomorphologie de Garango est marquée par des interfluves et des milieux granitiques de forme convexe ( BU.NA.SOL, 1989). De nombreuses collines et buttes rocheuses (granite, mylonites leucocrates, roches vertes) ou cuirassées sont disséminées dans la zone rompant avec la monotonie du paysage. On peut citer les chaos granitiques de Garango, de Boussouma, de Lenga et de Ounzéogo.

Nazinga a dans l'ensemble un relief plat. L'altitude moyenne se situe entre 300 et 320 m. Le lit de la Sissili descend parfois à 260 m (Bakyono, 1988) alors que quelques affleurements rocheux vont jusqu'à 380 m.

2.3.2. Pédologie

Les sols de Garango sont caractérisés par une très grande hétérogénéité des formations lithologiques. Cette hétérogénéité qui se caractérise par une structure, une granulométrie et une composition minéralogique diversifiées, a conduit à une relative diversité des sols. Cinq classes de sols ou cinq unités majeures ont été distinguées par BU.NA.SOL (1989) lors de l'étude morpho-pédologique de la province du Boulgou. Ce sont: les sols brunifiés, les sols hydromorphes, les vertisols, les sols sodiques et les sols à minéraux bruts.

Trois classes de sols sont distinguées dans la zone de Nazinga (Ouédraogo, 1985 ; Fournier, 1991 et Kaloga in Hien, 2001). Ce sont: les sols minéraux bruts, les sols peu évolués et les sols hydromorphes.

2.4. Végétation

Les zones de Garango et de Nazinga sont situées respectivement dans les secteurs phytogéographiques nord soudanien et sud soudanien (Guinko, 1984 ; Guinko et Fontès, 1995) (Fig. 6). Selon ces auteurs, la végétation du secteur nord soudanien est caractérisée par :

- des sa vanes présentant partout l'allure de paysages agrestes où dominent des espèc es protégées telles Vitellaria paradoxa, Tamarindus indica, Parkia biglobosa, Lannea microcarpa, Adansonia digitata, Faidherbia albida. Les jachères, les bords de s sentiers et les sols fortement érodés sont colonisés par de nombreuses espèce s sahélienne s ubiquistes dont Cassia tora, Ctenium elegans, Cymbopogon schoenanthus subsp . proximus, Sida cordifolia, Echinochloa colona, Schoenefeldia gracilis, Ziziphus mauritiana ;

- des groupements à Anogeissus leiocarpus et des boisements installés sur de s sols drainés de plateau présentant la physionomie d'une forêt dense sèche haute de 1 5 à 20 m. En hivernage la strate arborescente présente un couvert fermé et compact constitué de 80% de feuillages de Anogeissus leiocarpus et de quelques cimes de Khaya senegalensis ainsi que de Celtis integrifolia émergeant ça et là ;

- de s espèces plantées telles Mangifera indica, Eucalyptus camaldulensis, Azadirachta indica, Khaya senegalensis ;

- des espèces culti vées dont les principales sont Pennisetum glaucum,
Sorghum bicolor, Zea mays, Arachis hypogaea, Oryza sativa, Solanum melongena,

Lycopersicum esculentus, Lagenaria siceraria, Allium cepa.

La zone de Nazinga est située dans le District Est Mouhoun du Secteur sud soudanien. La végétation est composée :

* de savanes arbustives à strate herbacée constituée de Andropogon ascinodis , Schizachyrium sanguineum, Cten ium newtonii, Loudetia togoensis, Andropogon pseudapricus et Microchloa indica. La strate ligneuse comprend Vitellaria paradoxa , Gardenia erubescens, Acacia dudgeoni, Pteleopsis suberosa, Combretum glutinosum et Terminalia avicennioides ;

* de savanes arborées dont la strate herbacée est constituée de Hyparrhenia smithiana, Hyparrhenia subplumosa, Andropogon gayanus, Andropogon ascinodis . Les strate arborée est représentée par Vitellaria paradoxa, Detarium microcarpum, Afzelia africana, Anogeissus leiocarpus et Lannea acida.

2.5. Population

L'ethnie autochtone de Garango est le Bissa, celle de Nazinga est le Gourounsi. Ces deux ethnies sont d'ailleurs liées par la «parenté à plaisanterie». D'autres ethnies (allochtones) telles les Peulhs et les Mossis se rencontrent aussi dans ces deux zones.

La population est estimée à 2642 habita nts pour Nazinga et 19 534 pour Garango (I.N.S.D., 1996).

Les principales activités sont l'agriculture et l'élevage. La chasse, la pêche, le maraîchage et l'apiculture sont des activités secondaires qui se déroulent généralement en saison sèche. L'agriculture, activité de subsistance, est de type extensif avec l'aménagement perpétuel de nouveaux champs détruisant ainsi les écosystèmes. Les principales cultures de subsistance sont : le sorgho, le mil, le maïs, l'arachide, l'igname, le manioc et la patate douce. Le coton et le sésame sont des

cultures de rente. L'élevage est également extensif et concerne surtout les volailles, les ovins et caprins, les bovins. La pêche, la chasse, l'apiculture, sont des activités collectives qui revêtent une importance économique et sociale pour les populations locales. Le matériel utilisé était rudimentaire et la production jadis faible était destinée à la consommation familiale. Mais avec la recherche effrénée de l'argent, on constate des changements de com portements avec l'utilisation des armes modernes pour le braconnage, des produits chimiques ou biologiques pour la pêche et l'apiculture. Ces pratiques conduisent à la destruction importante de la faune (apiaire, aquatique, sauvage) et cela peut conduire à long terme, si on n'y prend garde, à des changements des équilibres biologiques voire de l'écosystème.

MATERIEL ET METHODES

I. Introduction

Trois ruchers d'une dizaine de ruches ont été installés dans les zones de Garango et Nazinga. Dans la première zone, les ruchers sont placés dans le village de Lergo situé à la lisière d'une savane boisée qui s'étend sur plus de 20 km de profondeur. Dans la seconde, le premier rucher a été installé à Walème (entrée Est du Ranch), le deuxième à 500 m au Nord du campement forestier et le troisième à Sia (sortie Quest du Ranch). Malgré les soins nécessaires (gaufrage, nettoyage, utilisation

de charme abeille et de parfum d'Aristée),

nous n'avons pas pu obtenir à temps assez

de colonies dans nos deux premiers ruchers. Après une année d'observations, nous
avons décidé de concentrer l'essentiel de nos observations sur le rucher de Sia où
toutes les dix ruches ont été colonisées. Par souci d'uniformité, nous avons également

concentré nos observations autour d'un

rucher dans la zone de Garango où par

contre aucun problè me de peuplement des ruches n'a été noté. Toutes les ruches ont été colonisées avec des essaims naturels. Cela permet d'évaluer le potentiel apière des différentes zones.

Les observations ont été réalisées sur un rayon de 2 km autour de chaque rucher. Cette distance, selon Crane (1980), Seeley (1985), Briane (1991) et Kepaletswe (1997) corres pond à l'aire de butinage de l'abeille Apis mellifera adansonii ; de plus, elle est supérieure au 500 m préconisée par Pechhacker (1997) et, est comprise entre la distance de 1,5 km utilisée par Louveaux (1984) et Philippe (1988) et de 3 km utilisée par Sawadogo (1993), FAQ (1986) et Caroll (1997). Cependant il faut noter que l'aire de butinage reste avant tout tributaire de la qualité du nectar. En effet les abeilles peuvent aller à 3 km, parfois plus, pour butiner une plante à teneur en sucre supérieure à 15 % en laissant dans les environs immédiats

du rucher les espèces ayant une teneur en sucres inférieure à 15 % (Philippe, 1991).

Les observations ont porté sur les mécanismes de butinage de l'abeille domestique, la floraison des espèces visitées, le suivi de l'évolution du poids des ruches et l'étude quantitative de la végétation.

II. Matériel

Le matériel utilisé se compose principalement de ruches modernes, de peson de 50 kg de portée avec une précision de 200 g, d'un support trépied, de cordes, d'un compact forestier, de rubans mètre, des grains de pollen, une pa ire de jumelles et des produits et matériel de laboratoire (centrifugeuse, hotte, bain-marie, lames et lamelles, béchers et pipettes, tubes à centrifuger coniques, acide sulfurique concentré, acide anhydride, acide acétique glacial, eau distillée, éthanol 50, 70 et 96°, acétone, paraffine ou verni à ongle, huile de silicone, gants).

2.1. Ruches

Trois types de ruches ont été utilisés (Fig. 10 ; et Annexe 3, planche. 4).

2.1.1. Ruche Dadant (ruche à hausse)

Elle a été inventée par Charles Dadant (FAQ, 1986 ; Anchling, 2000 c). Sa conception est basée sur deux faits : la tendance des abeilles à installer leur couvain près de l'entrée et le stock de miel au fond de la ruche d'une part et d'autre part à maintenir un égal espace appelé «bee-space» entre les rayons. D'ou l'idée qu'il était possible de diviser une ruche en deux parties (Fig. 10, a) : le corps de ruche en bas et la hausse en haut. Le corps de ruche abrite la reine, le couvain et la quantité de

réserves alimentaires nécessaires aux besoins de la population d'abeilles, tandis que la hausse est censée recevoir l'excédent de miel. Les cadres de 33 mm de large sont séparés par un «bee-space» de 7 mm. On compte dix cadres dans le corps de ruche et dix dans la hausse. Mais le corps de ruche (35 litres) est en général plus volumineux que la hausse (20 litres) (Tab. II).

2.1.2. Ruche kenyane

C'est une longue caisse à section trapézoïdale (Fig. 10, c). Elle a été inventée en 1976 par le Pr G. F. Townsend (Villieres, 1987 a ; Adjaré, 1990; Crane, 1990). Les barrettes larges de 33 mm avec des cannelures, sont jointives et cela fait que le «bee-space» est seulement interne. Son volume intérieur est de 62,5 litres (Tab II).

2.1.3. R uche rectangulaire à cadres

Elle est une modification de la longue ruche transitoire africaine (FAO,1986 ; Adjaré, 1990; Crane, 1990). Elle est intermédiaire entre la ruche Langstroth et la ru che kenyane. C'est une longue caisse rectangulaire de 55,5 litres de volume (Tab. II). Les cadres et les «bee-space» sont recouverts de planchettes large de 13 cm. Les cadres soutenus par des fils de fer fins reposent sur la ruche grâce à des pointes dont la longueur constitue le «bee-space» entre le cadre et les parois de la ruche (Fig. 10, b).

Tableau II : Dimensions internes des différents types de ruches

Type de ruche	Dimensions		Nombre de cadres ou de barrettes
	Mesure (cm)	Volume (l)
Dadant	L = 42,6 cm Corps de ruche l = 35,6 cm H = 23,3 cm L = 42,6 cm Hausse l = 35,6 cm H = 13,3 cm	35 Litres 20 Litres	12 10
Rectangulaire à cadres	L = 73,8 cm l = 35,5 cm H = 21,2 cm	55,5 Litres	24
kenyane	B = 44 cm b = 22,5 cm H = 23,5 cm L = 80 cm	62,5 Litres	24

L: Longueur; l: largeur; H: Hauteur; B: grande Base: b: petite base

Figure 10 : Schéma des différents types de ruches utilisées.

(a): Ruche Dadant ; (b) : Ruche rectangulaire ; (c) : Ruche kenyane. (d) : Cadre rectangulaire sans pointe ; (e) : Cadre rectangulaire avec pointes ; (f) : Barrette.

1 : Planche d'envol ; 2 : cadre ; 3 : « Bee-space » ; 4 : Hausse ;

5 : Corps de ruche ; 6 : Planchette de recouvrement ; 7 : Barrette.

III. Méthodes

3.1. Observations de l'activité de butinage des abeilles

L'observation directe du butinage permet d'identifier les plantes visitées par les abeilles et les nutriments (nectar, pollen, miellat, résine) qu'elles prélèvent. Ces observations ont été réalisées à l'oeil nu pour les herbes et les arbustes et à l'aide d'une paire de jumelles (Leica 10X50 BA) pour les arbres. Lorsqu'une plante est visitée par des abeilles, elle est dite mellifère. La nature mellifère d'une plante est basée principalement sur sa production de nectar ou de pollen. Si elle fournit aux abeilles uniquement du nectar, elle est dite nectarifère, pollinifère si elle fournit du pollen, enfin mixte (nectarifère et pollinifère) si elle fournit le nectar et le pollen.

Un échantillon fleuri des espèces visitées est prélevé, mis à sécher sous presse pour servir à la constitution des lames de référence. Ces espèces ont été déterminées in situ ou à l'aide de flores telles Berhaut (1967) et Hutchinson et Dalziel (1963).

La connaissance des plantes fournissant le nectar et/ou le pollen est insuffisante si elle n'est pas accompagnée de la période de disponibilité des nutriments (FAQ, 1986). Le suivi phénologique permet d'apprécier la durée de la floraison des plantes mellifères et donc la durée de la disponibilité en nectar et/ou en pollen (Crane, 1980 ; Guinko et al., 1992). Des fiches phénologiques ont été conçues pour enregistrer la floraison (fl.) parmi les différentes phénophases. Chaque phase a été codifiée comme suit: fl1 = début de floraison, fl2 = optimum de floraison, fl3 = fin de floraison.

L'importance mellifère d'une plante est appréciée à travers la fréquence de butinage des abeilles, laquelle est fonction de la qualité et de la quantité des

nutriments fournis. Cette fréquence permet de connaître les préférences alimentaires des abeilles (Guinko et al. 1987). Nous avons, à l'instar de Pion et al. (1983) compté le s abeilles visitant la fleur ou l'inflorescence pendant 10 mn.

Les esp ces intensément visitées +++, les esp

è sont notées èces
moyennement visitées ++ et les espèces faiblemen t visitées +.

Un coefficient de ressemblance de Jaccard ( Pj) a été a liqué

pp pour déterminer

le degré de similitude entre les espèces mellifères e

d s deux zones.

c) x 100 c = nombre d'esp èces communes aux deux zones

b = nombre d'esp ces spécifi s à

è que la zone une

a = nombre d'espèces spéc ifiques à la deuxième zone

3.2. Suivi de

l'

évolution du poids des ru hes c

La pesée des ruches est essentielle pour la conduite d'un rucher (Lavie, 1968) e t le suivi régulie r de la variation du poids des c

ru hes permet de déterminer avec

précision les pér iodes de miellées et les périodes de disette ( awa

S dogo, 1993). Le

suivi du p oids p ermet d'établir une corrélation entre la productivité mellifère des plantes et la production réelle des ruches (Guinko et al., 1987). Cinq ruches par ru cher, choisies de manière aléatoire, sont pesées mensuellement à l'aide d'un peson de 50 kg ayant une précision de 200 g et d'un trépie d métallique. Une moyenne mensuelle est établie par rucher.

3.3. Comparaison de la productivité de différents types de ruches Parallèlement au suivi de l'évolution du poids, nous avons voulu comparer la productivité de trois types de ruches (kenyane, Dadant, rectangulaire à cadres)

installés dans le rucher expérimental de Lergo. Ainsi pour chaque type, trois ruches choisies de manière aléatoire parmi cinq installées ont été régulièrement suivies.

Des récoltes de miel ont été effectuées essentiellement pendant la g rande miellée (mi-mars déb ut mai) pendant deux ans. Le miel brut (avec les rayons) obtenu a été pesé et une moyenne partielle a été établie par type de ruche. Les données ainsi obtenues ont été statistiquement analysées selon le test de Fisher ou test de comparaison de plusieurs moyennes. Un taux a été calculé pour cha cune des deux méthodes d'extraction : égouttage et centrifugation.

Les difficultés de manipulation liées au fait que la ruche permet une sortie massive des abeilles ou des constructions des rayons en travers, ont été graduées comme suit : +++ : très difficile, ++ : moyen, + : facile.

3.4. Analyse quantitative de la végétation

Elle permet d'apprécier la stratégie de butinage de l'abeille domestique, notamment le choix qu'elle exerce sur les plantes à butiner. Ce choix est fonction de la diversité et de l'abondance de ces plantes (Louveaux, 1990 b ; Lobreau-Callen et Damblon, 1994). Elle a consisté à apprécier l'indice de valeur d'importance ou Importance Value Index (IVI) des différentes espèces mellifères autour de chaque rucher. Cet indice est la somme de trois valeurs que sont : la fréquence relative, la densité relative et la dominance relative (Curtis et Macinthos, 1951 ; Spichiger et al., 1996). L'IVI des espèces butinées dans une zone permet de connaître la contribution de chaque espèce au potentiel mellifère. Elle constitue avec la richesse floristique en espèces mellifères les principaux critères d'évaluation du potentiel mellifère d'une zone La somme des IVI de toutes les espèces d'un échantillon considéré est inférieure à 300.

Nous nous sommes intéressés particulièrement aux espèces ligneuses des deux zones qui sont productrices d'importantes miellées.

La méthode de Braun-Blanquet (1932) a été utilisée. Cette méthode a été appliquée avec succès par Guinko et al., (1987), Sawadogo (1993) dans l'étude de la flore mellifère de la zone Quest du Burkina Faso et par Debbagh (1988) pour étudier la flore mellifère du Sud du Maroc. Des zones homogènes correspondant à des groupements végétaux ont été définies et des placettes de 20 m de côté ont été établie s dans chaque zone. A l'intérieur de chaque placette, toutes les espèces ligneuses à Diamètre à Hauteur de Poitrine (D.H.P.) supérieur o u égal à 5 cm ont été mesurées. Ces mesures ont été faites à 1,30 m du sol pour les arbres et à 20 cm pour le s lianes ligneuses et les arbrisseaux, cela parce que la plupart d'entre eux présentent un D.H.P. à 1,30 m inférieur à 5 cm et pourtant ils fournissent des nutriments aux abeilles. Les espèces à D.H.P. in férieur à 5 cm ont été comptées p armi s ind idus e la géné

le iv d ré ration. Lorsque le diamètre est supérieur à 50 cm, la

circonférence est mesurée et le diamètre calculé par la relation d = c/ð. Prenant en compte le caractère sélectif du butinage d'Apis mellifera adansonii Lat., les espèces mellifères environnant les placettes sur 2 m ont été mesurées. L'évaluation des peuple ments artificiels (plantations) s'est faite sur la base de leur écartement (distance entre les pieds). Cela permet d'avoir une expression de leur densité moyenne par hectare (Guinko et al., 1987).

3.5. Traitement des données

L'ensemble des données de terrain a été traité avec le logiciel Excel. Des droites de régression, des coefficients de corrélation linéaire et des coefficients de détermination ont été appliqués entre l'abon dance des principales espèces mellifères

en fleurs par mois et la variation mensuelle du poids des ruches d'une part et entre leur IVI et le poids des ruches d'autre part. Les premières donnent une idée de la maniè re dont les poids varient en fonction de l'abondance ou de l'IVI. Les deuxièmes encore appelés corrélation de Bravais-Person mesurent le degré de liaison liné aire entre deux variables. Enfin les troisièmes expriment le pourcentage de la variation des poids qui est dû à l'abondance ou à l'IVI.

3.5.1. Fréquence relative

C'est le quotient de la fréquence spécifique (ou absolue) d'une espèce par la somme des fréquences spécifiques de toutes les espèces rencontrées dans un échantillon. Elle s'exprime en pourcentage.

3.5.2. Densité relative

C'est le quotient de la densité absolue d'une espèce par la somme des densités absolues de toutes les espèces rencontrées. Elle s'exprime en pourcentage.

3.5.3. Dominance relative (m2/ha)

C'est le quotient de la dominance absolue d'une espèce par la somme des dominances absolues de toutes les espèces. Elle s'exprime en pourcentage. La dominance absolue (ou aire basale) d'une espèce est la somme de ses aires basales présentes dans l'échantillon (Stutz De Ortega, 1987). L'aire basale ou surface terrière est la somme des sections (S) au DHP. S (m /ha)= ?ðDi /4 (S : Surface

2 2

terrière ; D : Diamètre à 1,30 m) ;

3.5.4. Abondance

L'abondance est le nombre d'individus d'une espèce donnée rencontrés dans l'ensemble des relevés. Elle correspond aux espèces très communes selon la classification de Adam (1958).

3.5.5. Classes de diamètre

La répartition des espèces en classes de diamètres permet d'étudier la structure horizontale de la végétation. Quatre classes de diamètre ont été distinguées : D = 50 cm; 25 cm = D < 50 cm ; 10 cm = D < 25 cm ; 5 cm = D < 10 cm.

3.6. Lames de référence et description des grains de pollen

Elles permettent de constituer une collection de référence des grains de pollen des espèces mellifères. Cette collection est indispensable pour la détermination des pollens présents dans le miel qui permet de mieux comprendre les relations plantes/abeilles et de déterminer l'origine géographique et botanique des produits de la ruche (Louveaux et al, 1978 ; Damblon, 1987 et 1988). L'étude du pollen présent dans le miel permet aussi de déterminer d'éventuelles pollutions chimiques de l'environnement (Voget, 1989 et Fleché et al., 1997).

3.6.1. Prélèvement des grains de pollen

Les grains de pollen sont prélevés sous une loupe binoculaire à partir d'échantillons fleuris récoltés et mis à sécher dans une presse. Ces échantillons sont prélevés avec de nombreux boutons floraux juste avant leur ouverture pour éviter toute contamination avec les pollens d'e spèces anémophiles ou entomophiles (R icciardelli D'Albore, 1997 et Schweitzer, 2001).

3.6.2. Acétolyse des grains de pollen

Les grains de pollen sont acétolysés selon la méthode d'acétolyse d'Erdtman (1969). Cette méthode permet d'avoir une meilleure vision de la surface des grains de pollen (Gadbin, 1979 ; Lieux, 1980, Louveaux et al., 1978).

3.6.3. Description et microphotographie des grains de pollen

La description des grains de pollen et la terminologie utilisée sont celles de la palynologie descriptive (Faegri et al., 1964 ; Nilson et Muller,1978 ; Punt et al.,1994). Les mensurations ont porté sur 30 grains de pollen et concernent l'axe polaire (L) et l'axe équatorial (E) du grain de pollen en vue meridienne, ou le diamètre (D) pour les pollens circulaires. En fonction des dimensions de l'axe polaire, les pollens sont classés selon Sawyer (19 88). Les photographies sont réalisées au microscope photonique à objectif 100x à immersion (Samuelsson, 1969) et au microscope électronique à balayage (Dunbar, 1969 et Lynch et al. 1975). Pour chaque espèce, nous indiquons le numéro de la lame de référence, le lieu de récolte, l'aire de distribution selon Von Maydell (1990) et Arbonnier (2000) et sa nature mellifère.

Parallèlement aux observations sur le terrain relatives à l'activité de butinage des abeilles, à la description de la végétation et au suivi de l'évolution du poids des ruches, des e nquêtes «ethnoapicoles » ont été menées auprès des apiculteurs détenteurs de ruches traditionnelles dans les deux zones.

3.7. Enquête «ethnoapicole»

Une enquête «ethnoapicole» a été réalisée dans les dix villages riverains du Ranch de Gibier de Nazinga et dans treize villages de la zone de Garango. Le but

est de recueillir des informations sur l'apiculture traditionnelle et de mieux connaître la situation apicole dans ces deux zones. Cent trois (103) apiculteurs ayant une moyenne d'âge de 33 ans, propriétaires de ruches traditionnelles, ont été interrogés. A l'aide de questionnaires (annexe 1), nous avons échangé sur les points suivants : * les différents ty pes de ruches utilisées et les matériaux entrant dans leur confection ;

* les techniques de préparation des ruches avant leur installation pour attirer les essaims ;

* les techniques de récolte, d'extraction et de conditionnement du miel ; * les usages des produ its de la ruche.

RESULTATS et DISCUSSION

I. Flore mellifère des zones de Garango et de Nazinga

1.1. Composition de la flore mellifère

Les observations directes de butinage d'Apis mellifera adansonii Lat. autour des différents ruchers ont permis de recenser les espèces mellifères dans les deu x zones et d'identifier les nutriments prélevés par les abeilles. Les résultats sont consignés dans les tableaux III et IV.

1.1.1. Zone de Garango

a) Quatre vingt seize (96) espèces mellifères réparties en 72 genres et 36 familles ont été recensées (Tab. III). Les Légumineuses avec 21 espèces, soit 21,86%, sont les plus visitées, suivies par les Combretaceae et les Rubiaceae avec chacune 8 espèces , soit 8,33%, les Malvaceae 6 espèces (6,25%) et les Anacardiaceae 5 espèces (5,21%).

b) Suivant les nutriments prélevés par les abeilles, les espèces nectarifères au nombre de 59 (61,46%) sont les plus visit ; les pollinifères représentent 14,58%

ées

et les mixtes 23,96%. Les espèces nectarifères sont les plus abondantes et appartiennent pour l'essentiel à la famille des Mimosaceae (15,25%), des Combretaceae (13,56%) et des Anacardiaceae (8,47%).

c) La répartition des espèces recensées suivant le type biologique indique 52,08% d'espèces ligneuses et 47,92% d'herbacées.

d) Dans la zone de Garango, les espèces intensément butinées, avec 48,96%, dominent la flore mellifère (Tab. III). Les espèces moyennement et faiblement butinées représentent respectivement 20,83% et 30,20% de la flore mellifère.

Celastraceae

Maytenus senegalensis

Ar

+

N

Cochlospermaceae

Cochlospermum planchoni

h

+++

N

Cochlospermum tinctorium h +++ N

Malvaceae

Abelmoschus esculentus

H

+++

N

Hibiscus cannabinus

H

++

N

Hibiscus sabdariffa

H

++

N

Sida acuta

H

++

NP

Sida a lba

H

++

NP

Wissadula amplissima

H

++

NP

Meliaceae

Khaya senegalensis

A

+

N

Mimosaceae

Acacia pennata

L l

+ ++

N

Acacia polyacantha subsp.

A r

+ ++

N

Acacia sieberiana

A

+ ++

N

Acacia seyal

A

++ +

N

Dichrostachys cinerea

Ar

++

N

Faidherbia albida

A

+++

N

Parkia biglobosa

A

++ +

NP

Eucalyptus camaldulensis

A

+ ++

N

Psidium guajava

Ar

++ +

N

Boerhavia diffusa

H

++ +

P

Boerhavia erecta

H

+ ++

P

Ximenia americana

Ar

+

N

Ludwigia senegalensis

H

+

NP

Andropogon gayanus

H

+ ++

P Js

Pennisetum glaucum

H

+++

P

Sorghum bicolor

H

+ ++

P

Zea mays

H

+++

P

Ziziphus mauritiana

Ar

+

N

Ziziphus mucronata

Ar

+

N

Borreria filifolia

H

+++

N

Borreria scabra

H

+

N

Borreria stachydea

H

+

N

Feretia apodanthera

Ar

+++

NP

Gardenia erubescens

Ar

+

N

Gardenia ternifolia

Ar

+

N

Mitracarpus scaber

H

+

N

Mitragyna inermis

A

++

NP

Sapotaceae

Vitellaria paradoxa

A

+ ++

N PJ

Familles et espèces

T.B

I.B.

Nut.

J

F

M

A

M

J

J

A

S

O

N

D

Sterculiaceae

Waltheria indica

H

+

N

Tiliaceae

Grewia bicolor

Ar

+

N

Triumfetta lepidota

H

+

P

Verbenaceae

Gmelina arborea

A

++

N

Vitex doniana

A

+++

NP

A : Arbre ; Ar : Arbuste ; H : Herbe : Liane ligneuse ; h : hémicryptophyte

; Ll

T.B. : Type Biolog ique ; I.B. : Intensité de Butinage ; : N t e t

N t. u rim n

u

N: Nectar, P: Pollen ;Js : Jus sucré

NB : les espèces Acacia seyal, Ma ife

ng ra in dica, omba c t um et

B x os at Khaya

senegale nsis fleurissent de dé em re à janv r.

c b ie

1.1.2. Zone de Naz a

ing

a) Quatre vin

gt dix huit (98) espèces mellifères réparties en 72 genres et 33 familles ont été recen sées autour ru r N zi a Ta . ). e lé um

du che de a ng ( b IV L s g ineuses sont les plus nombreuses avec 21 è

esp ces, so 1 3 ; iv n es

it 2 ,4 % su e t l Rubiaceae ve

a c

11 espèces (11,22%), les Combretaceae p c (9,18%) et les Malvaceae 7

représentant

9 es è es

espèces (7,14%).

b) Ces 98 e spèces mellif n

ères so t répar es e 5 ligne x

ti n 7 u

58,18%, en 3 9 herbacées, soit 42, ic p p te (

27% et en 2 hém ry to hy s 2, % .

04 )

c) Soixante de u x (62) espèc (6

es 3,27%) fournissent aux abeilles du nectar, 13 du pollen et 23 du nectar et du pollen. Ces deux derniers représentent 13,27% et 23,47%.

d) Dans la zone de Nazinga, 47 espèces soit 47,96% sont intensément visitées par les abeilles, 27 espèces (27,55)% moyennement visitées et 24 espèces (24,49%) faiblement visitées (Tab. IV).

54

Parinari curatellifolia

Cochlospermaceae

Cochlospermum planchonii

Cochlospermum tinctorium

A

h

h

++

+++ N

+++ N

N

Pseudocedrela kotschyi

A

+++ N

Meliaceae

Sapotaceae

Vitellaria paradoxa

Solanaceae

Datura innoxia

Sterculiaceae

A

H

+++

NP

+++ NP

Sterculia setigera A +++ N

+

NP

H

Waltheria indica

57

H

+++ N

Cissus populnea

Tiliaceae

Grewia cissoides

Ar

+

N

Grewia bicolor

Ar

+

N

Triumfetta lepidota

H

+

NP

Verbenaceae

Gmelina arborea

A

++

N

Vitex doniana

A

+++

N

Vitex simplicifolia

A

+++

N

Vitaceae

A : Arbre, Ar : Arbuste ; H : Herbe : l :Liane ligneuse ; h h

; L liane ; L : émic pt h te

ry op y

T.B. : Type Biologique ; I.B. : Intensité de Butinage ; : N tr e t

N . u im n

ut

N : Nectar ; P : Pollen ; r et olle ; Js

NP : Necta p n : Jus sucré.

NB : Les espèces Combretum pan a

icul tum et Khay s e al s fleurissent de a en g en is

décembre à janvier.

1.1.3. Discussio n

La présenc e d'espèces mellifère s dans une zone est l'un des premiers critères d'évaluation de son potentiel mellifère.

Les tableaux III et IV montrent une di er té in on le d

v si tra z a es e è s

sp ce

butinées. Cette diversité floristique a été constatée par Guinko e a

t l. (1992) et

Sawadogo (1993) dans la région e t aussi par Latham (2000) en République

Ou st e

Démocratiq ue du Congo. Elle est due à la sélection des espèce s à butiner r s

pa le abeilles (Lobreau-Ca llen et Damblon, 1994). Cette sélection est influencée par la morphologie florale, la phénologie et la composition floristique (M T ll a, 9

c e ri 1 93 et

a

Lobreau-Callen, 199 4). Cette dive é s e st g le en in r on le C q

rsit flori tiqu e é a m t te z a . e ui corrobore l'idée de D e Layens et Bonnier (1997) qui disent qu'une plante peut être mellifère dans une zone et ne pas l'être da une autre zone. De plus le co

ns efficient

de Jaccard appliqué aux flores lli s s e x zon s montre un degré de

me fère de d u e

similitude de 51,59%. Ce degré est beaucoup plus marqué chez les herbacées (68,75%) que chez les ligneux (4 %) Cet différence s'explique par les activités

1 . te

anthropiques de l'H omme dans la zone de Garango. En effet, de vastes peuplement

s

boisés sont tra nsformés par l'hom e p d lt es monospéc m en cham s e cu ur

ifiques ne

laissant que les es pèces utiles co e

mm Parkia l o , bax costatum Lannea

big ob sa Bom ,

microcarpa etc. Tandis que la Zone de Nazinga est toujours une savane boisée. La

réduction du nombre d'espèces ligneuse m s bi é de sélection des

s li ite la po si lit

abeilles surtout en saison sè che, période de floraison de celles-ci. Cela a été constaté par Lobreau-Callen (1987 P e le ab il s ti en pr tiq emen su

). our lle, s e le bu n t a u t r

toute espèce e n fleurs en saison s e

èch .

L'intensité de visites des abeilles sur les différentes espèces est variable. Certaines sont int ensément butiné d

es, 'autres y en n m nt u ib m n u é s.

mo e e o fa le e t b tin e Près de 50% des espèces mellifères sont intensément butinées dans les deux zones. Cette intensité de butinage est fonction de la qualité du nectar. En effet, les abeilles ne butinent que les fleurs dont la teneur en sucre est supérieure à 15% (Philippe, 1991).

En plus de la qualité du nectar, il faut que celui-ci soit produit en qu antité. L'un des critères de production du nectar en quantité est sans doute la durée de floraison bien que, selon Philippe (1988 et 1991), Crane (1990), O'Toole et Raw (1991), De layens et Bonnier (1997), Fluri (2001 a et b) la quantité de nectar produite dépend aussi du climat, du sol, de l'état sanitaire de la plante, de l'altitude, de la latitude et des facteurs héréditaires de la plante. Un autre critère de production abondante du nectar est l'activité de butinage des abeilles elle-même car la production du nectar est un processus actif, stimulé chaque fois que le nectar est enlevé (Jean-Prost, 1987 et Crane, 1990), d'où la nécessité d'avoir de fortes colonies.

L'étude de la diversité floristique et de l'intensité de visites mettent en évidence le fait que :

- La présence d'espèces mellifères est un indicateur d'évaluation du potentiel mellifère.

- Les abeilles sélectionnent les espèces à visiter en fonction de leur diversité

- La majorité des espèces mellifères des deux zones est intensément butinée.

1.2. Disponibilité florale dans les deux zones

Le suivi de la période de floraison montre une disponibilité en fleurs pendant toute l'année avec cepen dant des périodes d'abondantes floraisons qui alternent avec des périodes de faibles floraisons dans les deux zones (Fig. 11).

Dans la zon e de Garango, les périodes d'abondantes floraisons vont de janvier à mars et correspondent à la floraison des espèces ligneuses et, de juillet à

septembre où la floraison des herbacée s annuelles est dominante. Les périodes de

faibles floraisons vont d'avril à juin et d'octobre à décembre.

45

40

25

20

50

35

30

15

10

5

0

d'espèces en

N o m b re

fleurs

Janvier

Nazinga Garango

Fevrier

Mars

Avril

Mai

Juin

Juillet

AoCit

Septembre

tobre

Oc

Novembre

Decembre

Mois

Figure 11 : Disponibilité florale dans les deux zones

Dans la zone de Nazinga, les pics de floraisons vont de février à avril et sont dominés par la floraison des espèces ligneuses et, de juillet à septembre où la floraison des herbacées est abondante. Les périodes de faible floraison vont de mai à juin et d'octobre à janvier.

D'une manière générale, le nombre d'espèces herbacées en fleurs est plus importante que celui des ligneux dans les deux zones.

1.2.1. Calendrier floral

Le suivi phénologique des différentes espèces mellifères a permis de dresser pour chaque zone un calendrier de leurs floraisons (Fig. 12 et Fig. 13). Ces figures montrent que la saison des pluies est dominée par la floraison des herbacées annuelles, spontanées ou cultivées.

56,04% des espèces fleurissent en saison de pluies dans la zone de Nazinga et 65,96% dans celle de Garango.

Cependant quelques espèces ligneuses fleurissent aussi en saison pluvieuse. Ce sont : 39,37% de la flore mellifère pour la zone de Garango et 11,84% pour celle de Nazinga.

La saison sèche coïncide avec la floraison d'espèces ligneuses. 43,96% dans la zone de Nazinga et 34,04% dans celle de Garango.

Figure 12: Calendrier de floraison des espèces mellifères de la zone de Garango

Figure 13 : Calendrier de floraison des espèces mellifères de la zone de Nazinga

1.2.2. Discussion

Les périodes de floraison sont importantes dans l'étude des potentialités mellifères. Elles indiquent les périodes de disponibilité des nutriments pour les abeilles dans chaque zone car les plantes ne fleurissent pas simultanément d'une zone à une autre. Selon les travaux de Guinko (1984), lorsqu'une espèce est répartie sur tout le territoire, du Sud au Nord, les individus ne fleurissent pas de façon simultanée. De plus la période de floraison peut varier dans le temps, dans l'espace et d'une année à une autre. En effet, la floraison d'une même espèce ne se produit pas toujours à la même date d'une année à l'autre (Guinko, 1984) et suivant des conditions d'humidité exceptionnelle, elle peut fleurir en faible quantité (FAQ, 1986).

Le suivi de la floraison des espèces dans les deux zones a montré une disponibilité en nutriments pour les abeilles pendant toute l'année avec des périodes d'abondance couvrant pratiquement sept mois. Les abeilles ne connaissent donc pas des périodes de manque de nutriments à l'instar de leurs consoeurs européennes qui doivent être nourries pendant l'hiver.

Cependant cette disponibilité florale ne se traduit pas forcément par une disponibilité constante et importante des ressources alimentaires pour les abeilles (Crane, 1990 ; Sawadogo, 1993). En effet, les mois d'août et de septembre qui présentent un grand nombre d'espèces mellifères en fleurs conduisent paradoxalement à une faible production de miel. Cette situation est due d'une part à la sélection des espèces à butiner par les abeilles, laquelle s'exerce beaucoup plus en saison pluvieuse où la diversité floristique est importante (Lobreau-C allen et Damblon, 1994) et d' autre part, au fait que cette période est dominée par la floraison d'herbacées à petites fleurs productrices plus de pollen que de nectar et surtout qui

ont une durée de vie qui ne dépasse généralement pas deux semaines. Elle peut aussi s'expliquer par l'action des pluies qui empêchent la sortie des abeilles, diluent le nectar. Enfin cette période est selon Sawadogo (1993) consacrée à l'élevage du couvain.

La variation de floraison va se répercuter donc sur la disponibilité des nutriments et par conséquent sur la production de miel, entraînant des fluctuations au niveau de deux miellées successives par exemple (Jean-Prost, 1987).

Le calendrier floral qui indique la succession des floraisons des espèces mellifères permet de suivre la disponibilité en nutriments. Il est un outil indispensable pour les aménagements apicoles car il indique les périodes d'abondantes floraisons des espèces mellifères susceptibles de conduire à une accumulation de miel dans les ruches et aussi les périodes de faibles floraisons. Il donne une idée précise des espèces qui fleurissent dans un mois. Enfin il est un outil indispensable dans l'identification des grains de pollen lors des analyses polliniques des produits de la ruche.

Cependant le calendrier floral d'une zone n'est pas figé ; il est susceptible de variations liées au fait que la floraison des espèces suit la variation climatique, notamment le début, la durée et la quantité de pluies tombées au cours de l'année. Ce n'est donc pas un guide infaillible dans les aménagements apicoles (FAQ, 1986).

En conclusion on retiendra que la végétation met à la disposition des abeilles des fleurs toute l'année avec cependant deux pics de floraison pour chaque zone. Cette disponibilité florale ne traduit pas forcement une disponibilité en nutriments à cause de la sélection exercée par les abeilles et l'action de facteurs externes tels que la pluie. La plupart des espèces fleurissant en saison sèche sont des ligneux alors

que ce sont les herbacées qui fleurissent plus en saison des pluies.

II. Variation du poids des ruches

Le poids d'une ruche est fonction de celui de la colonie et des réserves de miel ou de pollen. Mais sa variation est plus liée à celle des quantités de réserves alimentaires qui y sont accumulées (Crane, 1980).

Une hausse du poids de la ruche correspond à la période de miellée et une baisse du poids à la période de disette.

2.1. Variation du poids des ruches dans la zone de Garango

L'évolution du poids des ruches (Fig. 14) montre des périodes de hausse allant de février à avril et de juillet à novembre alternant avec des périodes de baisse entre mai et juin et entre décembre et janvier.

- Deux pics de poids de 40,24 kg et de 27 kg sont notés respectivement en avril et novembre. Ils correspondent à un accroissement de 20,84 kg et 7,6 kg du poids des ruches.

- Les baisses de poids sont de 16 kg et de 7,28 kg.

2.2. Variation du poids des ruches dans la zone de Nazinga

Les variations du poids des ruches (Fig. 14) se présentent comme suit :

- Deux pics respectivement de 38,4 et 28,66 kg en mars et octobre. Ils correspondent à une hausse de 19 kg et 9,26 kg du poids des ruches.

- Les baisses de poids sont de l'ordre de 16,75 kg d'avril à mai et de 7,6 kg de novembre à janvier.

D'une manière générale, les périodes de hausse de poids correspondant à une accumulation de réserves dans les ruches couvrent neuf mois dans les deux zones. Les

quantités de miels effectivement récoltés pendant ces périodes de hausse de poids des ruches sont de 8 kg de miel extrait pendant la première hausse et 4 kg pendant la deuxième, soit un total de 12 kg de miel/ruche/an.

P oids (K g) 45

40

25

20

35

30

15

10

5

0

Janvier

Fevrier

Nazinga Garango

Mars

Avril

Mai

Juin

Juillet

Aoat

Septembre

Octobre

Novembre

Decembre

Mois

Figure 14 : Variation mensuelle du poids des ruches des zones de Garango et Nazinga (moyenne des années 1999, 2000 et 2001)

2.3. Succession des miellées et disettes

Les figures (15 A et 18 B) montrent que la première période de miellée intervient en saison sèche : elle est dite miellée de saison sèche ou grande miellée ou enc re miellée principale et, la deuxième période de miellée intervenant en saison

o

des p luies est appelée miellée de saison pluvieuse ou petite miellée ou encore miellée secondaire.

- Dans la zone de Nazinga, la grande miellée débute en fin janvier, atteint son maxim um en mars et prend fin en début avril.

- Dans la zone de Garango, elle commen ce en début février, atteint son maximum en avril et s'achève en début mai.

La petite miellée commence en fin juin avec l'installation des pluies ; e lle se poursuit jusqu'au début de novembre, avec un maximum du poids des ruches

en octobre.

Les périodes de disettes ou de pénurie vont de :

- début avril à fin juin et début novembre à début février pour la zone de Nazinga.

- début mai à fin juin et début novembre à fin janvier pour la zone de Garango.

Décembre

Janvier

Février

Octobre

Mars

Avril

Août

Mai

Janvier

Décembre

Octobre

Mars

Avril

Période

Mai

Juillet

Juin

Septembre

Septembre

A : Nazinga

B : Garango

Novembre Février

Petite miellée

Petite miellée

Période De disette

Période
isette

de disette

Grande miellée

Grande miellée

Figure 15: Succession des périodes de miellée et de disette des zones de Nazinga et de Garango

2.4. Discussion

Le poids d'une ruche prend en compte celui des abeilles adultes, du couvain, de la cire, et des réserves de miel et pollen (Crane, 1990 ; Marceau et al., 1990). Mais sa variation est due plus à la différence entre ce qui est apporté à la ruche et ce qui est utilisé par les abeilles. Cependant le stock de miel pesant au moins dix fois le poids des abeilles et contribuant pour plus de 50% au poids total d'une ruche (Crane, 1980), le gain pondéral d'une ruche serait donc un indicateur de la production d e miel. Les autres éléments (quantité de couvain, population d'abeilles adultes, réserve de pollen) contribuent pour 10% de ce poids total (Mclellan, in Crane, 1990).

La quantité de miel effectivement récoltée par ruche et par an dans les deux zones se rapproche de celle trouvée par Villières (1987 a) pour l'Afrique tropicale et qu'il situe entre 8 et 12 kg de miel. Par contre elle est différente de celle trouvée par Sawadogo (1993) qui est de 16,80 kg pour la zone Quest du Burkina Faso et par Castag né (1983) qui a trouvé une moyenne de 20 kg de miel au Congo-Brazzaville produi t par la même race d'abeille.

Cep endant il convient de noter que la production de miel des ruches peut être améliorée par des aménagements apicoles spécifiques (notamment en détruisant les colonies faibles). En effet selon De Layens et Bonnier (1997), les poids des ruches sont différents ; une différence liée à l'intensité du travail de chaque colonie.

Les successions de miellées et disettes établies pour les deux zones (Fig. 15) montrent que celles de la zone de Nazinga se rapproche de celles de la zone Quest du Burkina établies par Sawadogo (1993). Ce qui n'est pas étonnant car ces deux zones appartiennent au même secteur phytogéographique Sud soudanien (Guinko et Fontès 1995). Par contre le calendrier de la zone de Garango qui appartient au

secteur Nord soudanien, est différent de celui de la zone de Nazinga et de la zone Quest surtout au niveau des pics de miellées.

2.5. Comparaison des miellées des deux zones

La courbe d'évolution du poids des ruches dans les deux zones à la figure 14 montre que le pic de poids des ruches de saison sèche de la zone de Nazinga précède celui de la zone de Garango, ainsi que ceux des pics de miellées de saison pluvieuse. Les pics de poids des ruches de saison sèche sont supérieurs à ceux de la saison pluvieuse.

Cela s'explique par la différence entre les espèces visitées, leurs périodes de floraison et aussi par d'autres facteurs comme le feu d'aménagement ou feu précoce utilisé surtout dans la zone de Nazinga pour aménager le ranch ; ce feu provoque un début précoce de floraison chez certaines espèces.

2.6. Conclusion sur la variation du poids des ruches

Une moyenne annuelle de 12 kg de miel extrait par ruche a été trouvée pour les deux zones. C'est une moyenne proche de celle généralement admise en Afrique tropicale. La miellée couvre sept mois au cours desquels les colonies stockent des quantités excédentaires de miel dans les ruches ; les autres mois de l'année (5 mois) correspondent à des périodes de pénuries dues au nombre peu élevé d'espèces mellifères ou aux facteurs climatiques.

III. Analyse quantitative de la végétation

Les résultats des études quantitatives de la flore mellifère des deux zones sont résumés en Annexe 6

3.1. Abondance

Les espèces abondantes (N>100) de la zone de Garango sont Vitellaria paradoxa, Sclerocarya birrea, Lannea microcarpa, Combretum glutinosum, Balanites aegyptiaca, Anogeissus leiocarpus et Acacia dudgeoni. En outre, une plantation d'Eucalyptus camaldulensis avec une densité de près 700 individus à l'hectare, est rencontrée dans le voisinage du rucher.

Dans la zone de Nazinga, les espèces abondantes sont : Anogeissus leiocarpus , Pseudocedrela kotschyi, Piliostigma thonningii, Terminalia avicennioides et Vitellaria paradoxa.

Les espèces abondantes sont peu représentées dans les deux zones.

3.2. « Importance Value Index » (IVI)

Les espèces mellifères présentant un IVI au niveau de la flore sont : Sclerocarya birrea, Vitellaria paradoxa, Parkia biglobosa, Lannea microcarpa, B alanites aegyptiaca, Anogeissus leiocarpus, Acacia dudgeoni dans la zone de Garango et, Vitellaria paradoxa, Pseudocedrela kotschyi, Piliostigma thonningii, Anogeissus leiocarpus, Terminalia avicennioides, Pterocarpus erinaceus, et Combretum glutinosum dans la zone de Nazinga.

3.3. Classes de diamètre

L'analyse des classes de diamètre (Fig. 16) permet de noter la prédominance des individus appartenant à la classe 10<D<25 cm dans la zone de Garango tandis que ce sont les individus de la classe 5<D<10 cm qui domin ent au niveau de Nazinga. Elle in dique une structure horizontale homogène de la végétation avec cependant peu de jeunes individus dans la zone de Garango. Cela est lié aux difficultés de régénération et à leur coupe lors des aménagements culturaux.

Nombre d'individus

4 0 0

2 0 0

8 0 0

7 0 0

6 0 0

5 0 0

3 0 0

1 0 0

0

D > 5 0 2 5 < D < 5 0 1 0 < D < 2 5 5 < D < 1 0

G a ra ng o N a zing a

Classes

Figure 16 : Répartition des principales espèces mellifères en classe de diamètre

Les zones de Garango et de Nazinga malgré le nombre peu élevé d'espèces abonda ntes, ont de réelles potentialités mellifères car ces espèces sont non seulement des ligneux intensément butinés avec une floraison abondante s'étalant sur au moins un mois et, surtout, représen tées par une centaine d'individus. Ces espèces abondantes peuvent ains i servir d'appellation ou d'identification des miels. Les classes de diam ètre et les IVI montrent le manque de régénération dans la zone de Ga rango. Cela constitue un problème que si on n'y prend garde peut avoir à long terme des répercussions négatives sur le potentiel mellifère.

IV. Facteurs influençant la variation du poids des ruches

Plusieurs facteurs en plus de ceux intrinsèques aux colonies peuvent avoir une influence sur la variation du poids des ruches

4.1. Nombre d'espèces mellifères en fleurs

Si les périodes de disettes coïncident en général avec une diminution du nombre d'espèces mellifères en fleurs (Fig. 17), il n'en est pas toujours de même pour les périodes de miellées où l'on devrait s'attendre à un nombre élevé d'espèces mellifères en fleurs. En effet, en saison s èche le nombre d'espèces mellifères en fleurs précédant le pic de poids des ruches est faible, alors que le poids des ruches est élevé. Cela s'explique par le fait que ces pics succèdent la floraison d'espèces de haute valeur mellifère (Guinko et al 1992) présentant une abondante floraison (Nombré et al., 2001) que sont : Eucalyptus camaldulensis, Vitellaria paradoxa, Lannea microcarpa, Lannea acida, Lannea kerstengii, Sclerocarya birrea, Daniellia oliveri, Afzelia africana, Isoberlinia doka, Pterocarpus erinaceus, Parkia biglobosa, Acacia sieberiana, Acacia dudgeoni, Vitex doniana, Gmelina arborea et Xeroderris stuhlmannii. Par contre la saison des pluies avec un nombre élevé d'espèces en fleurs conduit à une miellée secondaire.

En plus du nombre peu élevé d'espèces mellifères en fleurs, les périodes de disettes peuvent aussi s'expliquer par l'action des facteurs climatiques notamment les vents d'harmattan qui gênent le butinage des abeilles pendant les mois de novembre, de décembre et de janvier ; et qui de plus assèche le nectar.

ruches (k g )

P o id s des

4 5

4 0

3 5

3 0

2 5

2 0

1 5

1 0

5

0

Janvier

P o id s des ruches (N a zin g a ) P o id s des ruches (G a ra n g o )

N o m b re d 'e s p è c e s e n fle u rs (N a zin g a ) N o m b re d 'e s p è c e s e n fle u rs (G a ra n g o )

Fevrier

Mars

Avril

Mai

Juin

Juillet

AoOt

Septembre

Octobre

Novembre

N o m b re
d 'e s p è c e s
m e llifè re s e n
fle u rs

Decembre

M o is

4 5

4 0

5 0

3 5

3 0

2 5

2 0

5

0

1 5

1 0

Figure 17 : Disponibilité florale et évolution du poids des ruches

Les droites de régression de la variation mensuelle du poids des ruches en fonction du nombre d'espèces mellifères en fleurs par mois se présentent sous la forme d'une équation de droite y = 0,3056 x + 21,818 pour la zone de Nazinga et

y = 0,1049 x + 23,02 pour la zone de Garango.

La représentation graphique de ces deux équations nous donne des courbes croissantes avec des pentes faibles, une répartition des nuages de point autour des droites de régressions non uniformes (Fig. 18). Le coefficient de détermination R2 indique que seulement 23,88% de la variation mensuelle du poids des ruches sont expliquées par le nombre d'espèces mellifères en fleurs par mois dans la zone de

Garango alors qu'il est de 39,01% pour la zone de Nazinga.

30

25

20

15

P o id s des ru ch es

5 10 15 20 25 30 35 40

N o m b re d 'esp èces en fleu rs

y = 0,1049x + 23,02
R 2 = 23,88%

P o i d s des
r u c h e s

4 5

y = 0 ,3 0 5 6 x + 2 1 ,8 1 8

R = 3 9 , 0 1 %

2

4 0

3 5

3 0

2 5

2 0

1 5

n o m b r e d ' e s p è c e s e n f l e u r s

1 0

5 1 5 2 5 3 5 4 5

N A Z I N G A

Figure 18 : Droites de régression de la variation du poids des ruches en
fonction du nombre d'espèces mellifères en fleurs

4.2. Abondance et IVI des espèces mellifères

Les droites de régression de la variation mensuelle du poids des ruches en fonction de l'IVI (Fig. 19) ou de l'abondance (Fig. 20) présentent des pentes variables.

Dans la zone de Garango, 78,65% de la variation du poids en saison des pluies sont dues à la floraison des espèces ligneuses (Fig. 19, G. c). Cela peut s'expliquer par les activités anthropiques de l'Homme qui transforme la végétation en champs de cultures surtout de Graminées (Pennisetum glaucum, Sorghum bicolor, Zea mays) qui sont pollinifères et surtout anémogames (Valdeyron, 1984 et Fohouo et al., 2002). La variation du poids est plus due à la floraison des quelques espèces ligneuses (39,37%) et dont certaines sont abondantes (Annexe 6) comme le confirme la droite G. c' avec un R² = 51,02%. Pendant la miellée principale, la variation du poids des ruches est due plus à l'abondance des individus des espèces mellifères qu'à leur IVI. En effet, 74,32% de la variation du poids son t expliquées par l'abondance de ces espèces (Fig. 20, G. b') contre 35,11% par leur IVI (Fig. 19, G. b).

3

2

2

1

P_P 4 s Ng( Eli

45

40

35

10

0

5

0

5

5

0

0 50 100 150

y = 0,0114x + 26,954

R2 = 0,65%

IVI (%)

Poids (kg)

25

30

15

10

0

5

0

0 10 20 30

y = -0,0115x + 27,035
R2 = 78,56%

IVI (%)

G. b G. a G. c

Poids_(kg)

45

40

35

25

20

15

10

0

5

0

0 10 20 30 40

y = 0,2945x + 22,653
R2 = 64,21%

IVI (%)

2

2

1

1

Poids Oc_saj

35

30

5

0

5

0

5

0

0 5 10 15 20

y = 0,0507x + 25,084
R2 = 3,35%

IVI (%)

IVI (%)

y = -0,0637x + 36,251
R2 = 35,11%

0 2 0 40 60 80 100 120

50

40

30

20

Poids (ka)

10

0

0 20 30 40

Poids (kg)

40

50

30

20

10

0

IVI (%)

= 23x + 17,628

= 86,95%

N. b N. a N. c

Figure 19 : Droite de régression de la variation du poids des ruches en fonction des IVI des principales espèces mellifères G. : Garango ; N. : Nazinga ; a : toute l'année ; b : miellée principale ; c : miellée secondaire

Abondance

y = -0,0133x + 42,868
R2 = 74,32%

200 450 700 950 1200

50

40

30

20

Poids (kg)

10

0

Poids (kg)

45

40

35

30

25

20

15

10

5

0

0 5 00 1000

y = 0,0036x + 26,279

_R2

= 5, %

78

Abo danc

n e

Poids (kg)

27,05

26

26

26

26

26

26,9

26,8

26,7

26,6

,95

,85

,75

,65

,55

27

0 50 1 00 150 200

y = -0,0013x + 27

R2 =

Ab dan on ce

51,02%

G. b' G. a' G. c'

Poids (kg)

40

20

50

30

10

0

0 40

y 03 0,

= 7

bonda e

Poids (kg)

40

50

30

20

10

0

0 200 400 600

y = 0,0173x + 22,978

R2 = 50,46%

Abondance

2

2

3

3

1

1

1 200 3 400

,0053x + 3

R2 = 18,0

N. b' ' N. c'

N. a

Figure 20 : Droite de regression de la variation du poids des ruches en fonction des IVI des princip e c

ales spè es mellifères G. : Garango ; N. : Nazinga ; a' : toute l'année ; b' : miellée princi ; m é c a

pale c' : iell e se ond ire

Résultats et discussion : Facteurs de variation du poids des ruches

Dans la zone de Nazinga, les droites présentent des pentes positives. Les coefficients de déterminations montrent que 64,21% de la variation du poids des ruches sont dues à l'IVI des espèces mellifères (Fig. 19, N. a) et 50,46% à leur abondance (Fig. 20, N a'). Ces coefficients sont importants surtout pendant la miellée principale (86,95% et 96,97%). Par contre en saison pluvieuse, où seulement 11,84% des ligneux fleurissent et, dont deux sont abondantes (Piliostigm a thonningii et Anogeissus leiocarpus), les coefficients sont 3,35% et 18,04% respectivement pour l'IVI (Fig. 19, N. c) et l'abondance (Fig. 20, N. c'). Ces faibles corrélations montrent effectivement que la variation du poids des ruches est due à la floraison des espèces ligneuses surtout représentées en grand nombre.

4.3. Conclusion

La variation du poids des ruches présente des corrélations divers es en fonction des différents facteurs. La corrélation est faible en fonction du nombre d'espèces mellifères en fleurs par mois. Elle est moyenne en fonction de l'IVI et est plus marquée en fonction de l'abondance.

V. Etude des grains de pollen d'espèces mellifères

L'analyse des pollens d'échantillons de miel des deux zones permet de compléter les résultats des observations directes de butinage. Cette analyse nécessite dans un premier temps une bonne collection de lames de référence et aussi une description des grains de pollen des espèces mellifères.

5.1. Lames de référence

L'acétolyse des grains de pollen des espèces en fleurs prélevées autour des différents ruchers dans l'aire de butin e des abeilles a permis de con

ag stitu er 46 lames de

référence des grains de po d'espèces mellifères reparties 4

llen en 2 genres et 24

familles (Annexe 3). Ces lames sont déposées au Laboratoire de Biologie et Ecologie Végétales de l'Unité de Formation et de Recherche en Sciences de la Vie et de la Terre (UFR/SVT) de l'Université de Ouagadougou.

écrits (Annexe 4 et

5.2. Description des grains de pollen

Vingt un (21) grains de pollen d'espèces mellifères ont été d 5). Cette description montre :

t :

- Deux types de grains de pollen en fonction de leur association. Ce n

so

* les monades constituées d'un seul grain de pollen. Ils sont dominants au niveau des pollens décrits (19 espèces) ;

* les polyades constituées de plusieurs grains de pollen qui se rencontrent essentiellement chez les Mimosaceae.

- Une variation de leur dimen . Les dimensions vont des très petits pollens (D < 20

sion

um) qui comprend les pollens de Terminalia avicennioides, Lonchocarpus laxiflorus,

Feretia apodanthera, Mitragyna inermis, Eucalyptus camaldulensis, Psidium guajava, Anogeissus leiocarpus aux larges pollens (50<D<100 um) chez Parkia biglobosa.

- Que le nombre ou la forme des apertures est également varié. En effet On distingue :

* des apertures de forme arrondie ou subcirculaire : on parle de pore ou « porus » et le pollen est dit poré;

* des apertures de forme allongée ; on parle de sillon ou « colpus » et le pollen est colpé lorsque l'endoaperture est absent, ou colporé lorsque l'endoaperture est présente.

En fonction du nombre de pores ou de sillons on note :

** des pollens monoporés qui se rencontrent chez Pennisetum glaucum ; ** des pollens triporé s chez Piliostigma thonningii ;

** des pollens polyporés chez Acacia polyacantha et Parkia biglobosa ;

** des pollens tétracolporés chez Vitellaria paradoxa et Khaya senegalensis ; ** des pollens tricolpés chez Vitex doniana et Stereopermum kunthianum ;

** des pollens tricolporés et hexalo bés chez Anogeissus leiocarpus, Combretum paniculatum et Terminalia avicennioides ;

*d es pollens tricolporés et Trilobés dans les autres familles.

- Enfin elle montre que l'ornementation de la surface des grains de pollen est :

* réticulée chez Stereospermum kunthianum, Mitragyna inermis et Psidium guajava ;

* perforée chez Piliostigma thonningii, Lonchocarpus laxiflorus, Vitellaria paradoxa et Vitex doniana ;

* striée chez Terminalia avicennioides, Lannea microcarpa, Sclerocarya birrea ; * lisse chez Eucalyptus camaldulensis ;

* striato-perforée chez Feretia apodanthera ;

* scabrée chez Pennisetum glaucum.

Nous pouvons constater donc que les pollens des espèces visitées sont variés tant par leurs dimensions, leur ornementation, que par leur système apertural. Ces caractères ne semblent donc pas influencer le mécanisme de butinage de Apis mellifera adansonii Lat (Nombré et al. 2002 c). La valeur nutritive du grain de pollen, notamment sa teneur en azote, joue le rôle attractif car les abeilles ne récoltent du pollen que lorsque sa teneur en azote es t supérieure à 35% (Louveaux, 1984). De plus, le rôle attractif des abeilles semble êt re exercé aussi par la présence du pollencoat dans l'exine (Lobreau-Callen, 1985). En effet des substances lipoïdes contenues dans le pollen-coat renferment des corps volatiles, odorants, avec un très fort pouvoir attractif pour les abeilles (Dobson, 1983 ; Lobreau-Callen, 1994).

Les pollens de taille inférieure à 30 um avec 16 espèces semblent être les plus visités au détriment des pollens de tailles supérieures à 30 um. Cela corrobore les résultats de Andrew cité par Lobreau-Callen (1987) qui montrent que les abeilles recherchent prioritairement les pollens de petite taille en laissant de côté les gros pollens.

VI. Matériel et techniques apicoles traditionnels dans les zones de Garango et de Nazinga

Le matériel et les techniques apicoles traditionnels observés dans les zones de Garango et Nazinga présentent une grande similarité avec ceux décrits par Damblon (1986) et Schweitzer (2002) au Maroc, Castagné (1983) au Congo-Brazzaville, Romet (2000) au Cameroun, Hertz (1994) en Gambie, Kepaletswe (1997) au Botswana, Ratia (1991) au Rwanda et Van Der Woerd (1997) au Mali. Cependant nous avons relevé quelques particularités au niveau du matériel utilisé et des techniques apicoles elles-mêmes.

6.1. Matériel apicole traditionnel

6.1.1. Ruches

Les ruches traditionnelles utilisées ont des formes variées. Les matériaux u tilisés pour leur confection sont aussi divers. Il y a :

- les ruches coniques en paille tressée de graminées (Andropogon pseudapricus, Cymbopogon schoenanthus subsp. proximus, Ctenium newtonii, Sporobolus pyramidalis). L'ouverture est fermée par un disque fabriqué à partir d'un mélange d'argile et d'herbe (planche I. 2). Sur ce disque sont aménagées des perforations q ui constituent les trous d'entrée. Ces ruches se rencontrent surtout dans la zone de Garango.

- Les ruches cylindriques en écorces ou en troncs évidés de gros arbres (Isob erlinia doka, Afzelia africana, Daniellia oliveri). Les extrémités sont fermées par des pierres plates (planche I. 1). Ces ruches se rencontre nt surtout dans la zone de Nazinga.

Planche I

Ruches traditionnelles en espèces végétales.

Fig. 1 : Tronc d'arbre évidé ; la troisième ouverture médiane fermée ici par une pierre plate.

Fig. 2 : Ruche conique en tiges de Ctenium newtonii tressées.

(a) : Plateau d'argile avec des trous servant d'entrée ;

(b) : Deuxième ouverture qui laisse échapper les abeilles lors des opérations de récolte.

Fig. 3 : Trou naturel d'un arbre transformé en ruche.

Planche I

- Les ruches en pots d'argile cuite (planche II.) de grand volume (jarre) ou, de petit volume (canari). Les canaris peuvent être installés seuls ou en double, renversés l'un sur l'autre.

Toutes ces ruches ont une ouverture à chaque extrémité et parfois une troisième ouverture médiane pour les ruches en troncs évidés ou en écorces.

Outre ces ruches traditionnelles qui nécessitent un travail de construction de la part des apiculteurs, certains apiculteurs aménagent des trous naturels se trouvant dans des arbres (planche I. 3). L'ouverture est réduite au maximum à l'aide d'un bouchon en pierre.

Dans le cas d es ruches cylindriques à deux ouvertures, la récolte se fait à partir des extrémités, ce qui permet d'épargner le couvain généralement localisé au centre de la ruche (Sawadogo, 1993).

Les ruches en paille, en tronc ou écorces d'arbres sont vulnérables aux feux de brousse, à l'eau de pluies et aux actions des termites. D'où la tendance des apiculteurs des deux zones à utiliser d'avantage les ruches en pots d'argile.

6.2. Techniques utilisées en apiculture traditionnelle

6.2.1. Préparation des ruches pour le piégeage des essaims

6 .2.1.1. Techniques utilisées.

La préparation des ruches en vue de capturer les essaims est exécutée avec le maximum de soins de manière à attirer efficacement les essaims d'abeilles. Dans un premier temps, l'intérieur des ruches est enduit d'un mélange d'eau, de bouse fraîche de vache (pour les ruches en pot d'argile et en écorce) et d'argile (pour les ruches en paille) ; l'ensemble est séché pendant plusieurs jours.

Planche II

Ruches traditionnelles en argile cuite

Fig.1 : Canari

Fig. 2 : Deux canaris renversés l'un sur l'autre ; on peut observer les pierres qui servent à obstruer les trous d'entrée.

Fig. 3 : Jarre

Planche II

Résulats et et discussion

ésultats discussion : : MatérielMatériel et e techniques

techniques apicoles apicoles traditonels

traditionnels

Ce crépissage permet de protéger les abeilles de la lumière, des actions néfastes des variations de température, des infiltrations des eaux de pluie. Il permet également une meilleure rétention des essences lors de l'enfumage.

Dans un second temps, la ruche est enfumée (planche III. 1). Dans un trou creusé dans le sol, de diamètre égal à celui de l'ouverture de la ruche, différents organes végétaux (Tab. V) y sont déposés en association avec de la bouse de vache. Le tout est al lumé et leur combustion dégage un parfum qui attire les essaims d'abeilles.

6 .2.1.2. Produits végétaux utilisés

Au total quinze (15) espèces végétales appartenant à 10 familles botaniques sont utilisées seules ou en association pour enfumer les ruches afin d'attirer les essaims d'abeilles (Tab. V).

Tableau V : Plantes utilisées pour attirer les essaims d'Apis mellifera

adansonii Lat. dans la zone de Garango ou de Nazinga

Famille	Espèces	Organes utilisés
Caesalpiniaceae	Piliostigma reticulatum	- Fruits secs
	Piliostigma thonningii
Combretaceae	Combretum glutinosum	- Tiges feuillées
	Guiera senegalensis
Asteraceae	Dicoma tomentosa	- Tiges feuillées
Dioscoreaceae	Dioscorea dumetorum	- Tubercules
Ebenaceae	Diospyros mespiliformis	- Jeunes feuilles
		- Fruits secs
Lamiaceae	Hyptis spicigera	- Tiges feuillées
	Leucas martinicensis
	Ocimum americanum
Mimosaceae	Acacia seyal	- Fruits secs
	Parkia biglobosa	- Décocté des graines bouillies
Poaceae	Cymbopogon schoenanthus subsp.	- Inflorescences sèches
	Proximus
Polygalaceae	Securidaca longepedunculata	- Racines
Sapotaceae	Vitellaria paradoxa	- Ecorces

Les plantes utilisées pour enfumer les ruches sont généralement aromatiques à l'instar de Hyptis spicigera, Leucas martinicensis, Ocimum americanum de la famille des Lamiaceae ou de Cymbopogon schoenanthus (Poaceae) dont les extrémités fleuries sont très parfumées (Millogo/Rasolodimby et al., 1998). Les Caesalpiniaceae ont été citées par Arbonnier (2000) comme intervenant dans l'enfumage des ruches. Quant à Dicoma tomentosa de la famille des Asteraceae, son nom vernaculaire en langue Bissa est « Zorka » ou dard d'abeille. Cela présente une homonymie avec le nom de l'abeille (« Zor »). Enfin l'eau des graines bouillies de Parkia biglobosa est utilisée à cause de son parfum. Securidaca longepedunculata est reconnue comme répulsif de serpents (Arbonnier, 2000) et pourrait être utilisée ici pour protéger les ruches contre ces reptiles.

6.2.2. Récolte du miel

La récolte se déroule toujours la nuit et essentiellement pendant la saison sèche. Elle peut s'effectuer deux à trois fois par an. Une importante phase de préparation précède récolte proprem

l'opération de ent dite. Au cours de cette phase,

certains apiculteurs se frottent le corps avec les feuilles d'Annona senegalensis, de Solanum aethiopicum ou de Nicotiana tabacum ; tandis que d'autres s'enduisent simplement le bras de miel.

Les ruches sont enfumées avec des torches de paille allumées afin d'éloigner les abeilles (Planche III. 2). Pour les ruches à une ouverture (canaris, ruches coniques) la récolte se fait par le trou d'entrée, mais les abeilles peuvent toujours s'échapper du côté opposé par un ou plusieurs trous prévus à cet effet (Planche I. 2).

Planche III

Techniques apicoles traditionnelles

Fig. 1 : Ruche en tiges de Cymbopogon schoenanthus en train d'être enfum ée ; on peut noter ici les organes des espèces végétales utilisés pour e nfumer les ruches.

Fig. 2 : Echelle et torch e de paille utilisées par les apiculteu rs traditionnels pour grim per dans les hauts arbres et pour enfumer les ruches lors des récoltes.

Fig. 3 : Technique destructive et meurtrière : ici un gros arbre abattu pour récolter du miel.

Planche III

L'apiculteur propriétaire de ruches traditionnelles a en général une bonne connaissance des périodes de récolte du miel. L'une intervient en saison sèche pendant la pleine floraison de Parkia biglobosa et l'autre pendant l'épiaison du Pennisetum glaucum. Ensuite, peu d'abeilles ou de couvain sont tuées ou détruits lors des opérations de récolte chez les api culteurs de Nazinga et de Garango (Nombré et al., 2002 b) contrairement à la plupart des apiculteurs traditionnels d'ailleurs qui tuent les abeilles lors des récoltes (Zahan, 1968 ; FAO,1986 ; Kokoye, 1993). Dans ces zones, les apiculteurs utilisent uniquement la fumée de leur torche de paille éteinte sur la quelle ils soufflent pour enfumer les ruches.

Le miel utilisé pour recouvrir les bras de l'apiculteur limite considérableme nt la mobilité des abeilles. Les organes des plantes que ces apiculteurs utilisent pour se frotter le corps avant d'aller récolter du miel sont des anti-inflammatoires. En effet, ces plantes possèden t des propriétés anti-inflammatoires, anti histaminiques et piégeurs de radicaux libres (Nacoulma/O uedraogo, 1996 et Nacoulma/Ouedraogo et al., 1998). Cette pratique a été signalée aussi par Hertz (1994) chez les apiculteurs de la Gambie. Elle vise à donner aux apiculteurs du courage, à leur apporter de la chance,

mais aussi à lutter contre l'agressivité

des abeilles et surtout réduire l'effet

in flammatoire de leurs piqûres (Villières, 1987 b). Toutes ces pratiques permettent dans l'ensemble de préserver les populations d'abeilles (Ratia, 1991). La destruction des colonies voire des ruches ou des arbres (planche III. 3) est le fait de cueilleurs ou chasseurs de miel et autres cambrioleurs qui n'hésitent pas à brûler les ruches avec toute la colonie, à briser la ruche et pire à utiliser des insecticides.

6.2.3. Extraction du miel

Les brèches gorgées de miel sont transportées à la maison. Un tri permet de

séparer les rayons de pollen, de couvain et de miel. Ce tri permet d'éviter la prolifération des larves de la fausse teigne (Galleria mellonella ou Achroia grisella). Les professionnels trient uniquement les gâteaux de miel operculés qu'ils conservent dans des pots fermés hermétiquement avec de l'argile. Ce miel est utilisé à l'occasion de certaines cérémonies ou rituels et pour le traitement de certaines maladies. Les amateurs fondent les gâteaux de miel dans des récipients secs. Ces récipients sont déposés directement sur du feu ou au soleil. Certains utilisent le bain-marie ou déposent le récipient contenant les gâteaux de miel sur un autre contenant des braises ardentes. Enfin d'autres pressent directement les rayons de miel à la main. Ce miel est ensuite filtré et conservé dans des bouteilles.

Mais malgré les soins des apiculteurs, la qualité du miel reste altérée par les récipients utilisés lors de la récolte et de l'extraction, la cendre des torches de pailles et les débris de cire, de larves et d'abeilles mortes (Nombré et al., 2002 b). De plus, l'extraction par la technique de la fonte détruit les propriétés organoleptiques et les propriétés médicinales du miel (Carrol, 1997). Le miel pressé ou fondu donne une mixture de miel, de pollen, de gelée royale, de couvain et de cire (Nombré et al., 2002 a). Ce miel, même après écumage des débris ne peut pas avoir une bonne qualité (Damblon, 1986 et Schweitzer 2002) et surtout, fermente facilement à cause de l'excès d'eau ou de sa contamination par des levures lors du pressage. Par contre les gâteaux operculés triés et déposés dans des canaris peuvent se conserver pendant longtemps.

6.3. Utilisation des produits de la ruche

Dans les zones de Garango et Nazinga, le miel est le produit le plus connu et le plus

utilisé. La propolis, le pollen et souvent le couvain le sont accessoirement. Les autres produits (venin, gelée royale, cire) dont la récolte et le conditionnement nécessitent une technologie plus élaborée sont très peu utilisés.

Le miel récolté est destiné avant tout à l'autoconsommation, aux présents ou à la vente. Il est gardé comme un bien précieux aux vertus multiples et de haute valeur alimentaire, prophylactique et thérapeutique. Il est utilisé comme médicament, soit à l'état pur, soit mélangé à d'autres remèdes, et son usage est aussi bien externe qu'interne (Tab. VI).

Tablea u VI : Utilisations des produits de l'abeille dans la thérapeutique locale

Indications	Produits	Traitement
Morsure de serpen		Bien malaxer la propolis pour la rendre molle

Propolis et en faire une boule. Tâter avec la boule le

point de morsure pour retirer les crochets du serpent restés dans la peau.

Constipation Pollen Prendre du pollen en rayon, ajouter de l'eau

chaude, filtrer et boire à volonté trois fois pa r

Début de furoncle	Miel liquide	Masser la zone douloureuse
Démangeaisons	Miel liquide	Appliquer en cataplasme trois fois par jour jusqu'à guérison.

jour pendant trois jours.

Fracture de Miel liquide

membres

Maux de ventre Miel liquide

Poudre de racines de Cassia sieberiana

Hernie Miel liquide

Poudre de racines de Nauclea latifolia, de Strychnos innocua et d e Hymenocardia acida Eau

Rougeole Miel liquide

Peau d'éléphant

Eau

Les membres immobilisés après fracture perdent leur mobilité. Un massage de ce membre matin et soir permet de rétablir rapidement sa flexibilité.

Mélanger les deux et prendre une cuillerée à café trois fois par jour pendant trois jours pour les hommes et pendant quatre jours pour le s femmes.

En période de crise, prendre une pincée de la poudre, ajouter le miel et l'eau ; boire trois fois par jour pendant trois jours.

Laisser la peau d'éléph ant macérer dans l'eau pendant une demi-heure, ajouter le miel et boir puis se laver la face trois fois par jour pendant trois jours

Manger à volonté le miel en gâteau, ou boire à volonté trois fois par jour pendant trois jou rs pour un bébé garçon et pendant quatre jours pour un bébé fille l'eau farineuse mélangée au miel. Manger à volonté directement le rayon de couvain. Broyer puis filtrer le couvain. Ajouter de la farine et boire à volonté ou en faire un e bouillie et le prendre trois fois par jour pendant trois jours.

Réduire les racines et écorces en poudre fin e. Prendre une cuillerée à soupe dans un demilitre d'eau, ajouter le miel et boire à volonté trois fois par jour pendant trois jours.

Miel en gâteau ou extrait

Farine de Pennisetum glaucum

Eau

Rayon de couvain Farine de pennisetum glaucum

Eau

Miel liquide Racine de Cassia sieberiana, de Securidaca

longepedunculata, de Achyranthes argentea, de Leptadenia hastata. Racines et écorces de Entada africana

Eau

Maux de ventre après

accouchement

Montée du lait dans les seins (galactogène)

Vers intestinaux

Dans les zones de l'étude, le miel est utilisé aussi bien dans l'alimentation que dans le traitement de certains maux. En effet, il possède des propriétés antibactériennes dues à sa haute teneur en sucre et à la présence d'inhibines et des propriétés antimicrobiennes à cause de sa forte concentration en sucre et une pression osmotique élevée (Hakim, 1989 ; Cortopassi-Laurino et Gelli, 1991 ; Donadieu, 1993 ; Bogdanov et al, 1995 ; Fleché et al. 1997). Les différentes indications thérapeutiques recensées au tableau VI viennent complèter celles recensées par Guinko et al. (1989 a) dans la zone Quest et par Nacoulma et Rasolodimby-Millogo (1995) dans le plateau central.

6.4. Conclusion sur les techniques apicoles traditio nnelles

L'activité apicole traditionnelle est en régression dans les deux zones de l'étude à cause des perturbations climatiques et de la pression démographique. En

effet, les changements climatiques se traduisent par une dégradation des formations végétales, ce qui affecte négativement la disponibilité en qualité et en quantité des nutriments fournis aux abeilles. L'évolution démographique, quant à elle, s'acco mpagne de mauvaises pratiques agricoles qui entraînent la destruction des formations végétales. Cette régression est aussi liée à certaines mauvaises pratiques que sont le vol, la coupe des gros arbres dont les troncs constituent souvent des abris pour les essaims d'abeilles, la destruction des ruches, la destruction des colon ies par le feu ou par les insecticides dont le plus rencontré est le Dichloro-Diphényl Trichloroéthane (D.D.T.).

VII. Productivité de différents types de ruches

Depuis l'exécution dans la zone Quest du projet FAQ/PNUD/Gouvernement du Burkina Faso de « développement et de vulgarisation de l'apiculture améliorée en milieu paysan », la pratique de l'apicultu re moderne s'est répandue sur tout le territoire avec l'utilisation de plusieurs types de ruches dont les plus connues sont la ruche kenyane, la ruche Dadant et la ruche rectangulaire à cadres (Fig.10).

Il est vrai que la productivité d'une ruche est fonction de la force de la colonie d'abeilles et de la flore mellifère qui l'environne. Mais lorsque ces conditions sont réunies (des colonies fortes installées dans un même rucher), la production dépend d'autres facteurs que sont le type de ruche utilisée et les facilités de manipulation de ces ruches. La comparaison de la production de trois types de ruches (kenyane, rectangulaire à cadres, Dadant) montre une faible production de miel du Dadant (3,900 kg) alors que celle des deux autres est moyenne (respectivement 8,000 kg et 8,800 kg) (Tab. VII). Les difficultés d'utilisation sont importantes au niveau du Dadant (Tab. VII).

La technique d'extraction qui permet d'apprécier le rendement de chaque technique donne un taux d'extraction de 62% pour la technique d'égouttage, tandis que la centrifugation donne une valeur (66%) (Tab. VII).

Tableau VII : Quantité de miel obtenu et les difficultés d'utilisation par type de Ruches et le taux d'extraction

Type de ruche	Moyenne de production (kg)	Difficultés de manipulation	Taux d'extraction
			Egouttage	Centrifugation
Dadant	3,9	+++	62%	66%
Rectangulaire	8	++
Kenyane	8,8	+

a) La faible quantité de miel de la ruche Dadant (Tab. VII) s'explique par l'absence de stock de miel dans les hausses au moment de la récolte. Or le stock de miel dans le corps de ruche est destiné à l'alimentation de la colonie et ne doit pas être récolté. Avec un volume intérieur total équivalent à celui de la ruche rectangulaire à cadres (Tab. II) qui, pourtant, a une production en miel supérieure, on peut penser que la ruche Dadant et, en général, les ruches à hausses, ne semblent pas être adaptées à l'apiculture locale. De plus, leur utilisation est difficile et demande une technologie appropriée (chasse abeille, soufflet etc). Cette difficulté d'utilisation pourrait avoir une influence sur la qualité de récolte et par conséquent sur la production de miel. Lorsque le couvercle est enlevé, tous les «bee-space» (77 mm d'espace au total) se retrouvent libres et des abeilles y sortent massivement pour se ruer sur l'apiculteur.

b) La ruche rectangulaire à cadres, à extension horizontale, fournit une moyenne de production comparable à celle trouvée par Villières (1987 b) au Bénin. De plus les rayons de miel soutenus aux quatre côtés sont solides et l'extraction du miel peut se faire par centrifugation. Ce qui permet d'avoir un miel de bonne qualité et des cadres avec des rayons vides, intacts qui peuvent être retournés à la ruche. Cette ruche peut donc être recommandée pour un programme de production de miel à large échelle. Mais elle présente tout de même quelques difficultés lors de sa manipulation. Les cadres avec leurs angles supérieurs prolongés par des pointes (Fig. 10, b) sont très fragiles et une fois recouvertes de propolis, les pointes peuvent s'arracher pendant la manipulation entraînant la détérioration des cadres. De plus, les longueurs de ces pointes devant réaliser les «bee-space» au niveau des parois des ruches sont difficiles à respecter surtout par les fabricants locaux de ruches.

Cela conduit les abeilles à construire leurs rayons de travers, rendant difficile la récolte. Enfin lorsqu'une planc hette (13 cm), est enlevée, elle libère 4 cadres et 5 «bee-space» par lesquels s'échappent des abeilles pour se ruer sur l'apiculteur.

c) La ruche kenyane est facile à manipuler car ses barrettes sont jointives et lorsqu'une barrette est enlevée, l'espace correspondant (3 cm) est facile à contrôler. Elle semble donc pratique pour les abeilles tropicales trop agressives (Villières, 1987 a; Adjaré, 1990; Hertz, 1994). La seule difficulté est que l'extraction du miel se fait par égouttage, ce qui entraîne surtout la perte d'une quantité non négligeable de miel resté dans les brèches et du temps (au moins 24 heures). Le pourcentage de miel obtenu par centrifugation (66 %) est supérieur à celui obtenu par égouttage (62%) . L'idéal serait donc de transformer les barrettes de la ruche kenyane en cadres trapézoïdaux adaptés à l'extraction par centrifugation. Ces « ruches kenyanes améliorées » avec des cadres trapézoïdaux sont en cours d'expérimentation dans les ruchers du Laboratoire de Biologie et Ecologie Végétales de l'Unité de Formation et de Recherches en Sciences de la Vie et de la Terre (UFR/SVT) de l'Université de Ouagadougou.

En somme, les principales ruches utilisées présentent un volume intérieur sensiblement identique. Elles présentent des difficultés d'utilisations variables. La technique d'extraction par centrifugation donne un bon rendement et un miel de qualité. Elle permet une économie de temps aussi bien pour l'apiculteur que pour les abeilles.

CONCLUSION GENERALE

ET PERSPECTIVES

Conclusion générale et perspectives

Au terme de cette étude sur les potentialités mellifères de deux zones du Burkina Faso, nous pouvons retenir les principales conclusions ci-après :

- les abeilles réalisent une sélection des espèces végétales à butiner. Dans la zone de Garango et de Nazinga, 96 et 97 espèces végétales sont respectivement visitées. La présence d'espèces mellifères dans un milieu donné est un critère essentiel dans l'appréciation de son potentiel mellifère.

- Le suivi de la période de floraison a permis de dresser un calendrier de floraison des espèces mellifères dans chaque zone et donc de disponibilité de nutriments. Le nombre d'espèces mellifères en fleurs par mois n'a pas d'influence notable sur la variation du poids des ruches.

- La variation mensuelle du poids des ruches montre deux périodes de miellées qui alternent avec des périodes de disettes plus ou moins longues. Les miellées de la zone de Nazinga précèdent d'un mois celles de la zone de Garango. Elles comprennent :

* une miellée principale en saison sèche due à la floraison des espèces ligneuses hautement mellifères ;

* une miellée secondaire en saison des pluies due à la floraison de quelques ligneux et surtout de celle des herbacées annuelles.

- L'évaluation quantitative de la végétation ligneuse montre que la végétation

autour des ruchers forme des groupements plus ou moins homogène. Certaines espèces telles que Vitellaria paradoxa, Lannea microcarpa, Sclerocarya birrea, Piliostigma thonningii peuvent constituer des espèces d'appellation d'origine botanique des miels. Elle montre surtout que l'abondance des espèces mellifères est un facteur important dans l'appréciation du potentiel mellifère.

- Un outil indispensable pour les analyses polliniques des produits de la ruche a été constitué par la constitution de 46 lames de référence d'espèces mellifères et la description de 21 grains de pollens.

- L'enquête « ethnoapicole » a permis de noter une similarité des techniques apicoles dans les deux zones et dans d'autres pays africains. Les apiculteurs propriétaires des ruches ont une attention particulière dans la préparation des ruches avant leur installation et au cours des opérations de récolte. Les méthodes destructives sont surtout l'oeuvre de cambrioleurs. Le miel récolté est utilisé aussi bien dans l'alimentation, le commerce que dans le traitement de certaines maladies.

- L'étude de la productivité des trois types de ruches montre que la kenyane présente deux atouts (productive et facile à manipuler). Pour résoudre les difficultés d'extraction, nous proposons la transformation des barrettes en cadre trapézoîdal. Cette ruche appelée « kenyane améliorée est actuellement en pleine vulgarisation.

En perspectives il faudra :

- Etendre cette étude aux différentes zones agroécologiques du Burkina Faso en vue de parvenir à dresser d'une part une liste de la flore mellifère nationale tel que recommandé par Guinko et al. (1989 b) et d'autre part fournir des données fiables aux partenaires intervenant dans le domaine du développement apicole.

- Augmenter le nombre des lames de référence des grains de pollen et enrichir l'atlas de pollen en acétolysant des pollens d'autres espèces mellifères de manière à couvrir un grand nombre d'espèces mellifères. Cela facilitera le travail de détermination des origines botanique et géographique des miels, de contrôle des appellations d'origine et de la sériation des miels.

- Faire des analyses polliniques des produits de la ruche pour affiner et compléter les résultats des observations directes de butinage et, établir un spectre pollinique pour chaque zone.

- Réaliser des analyses physico-chimiques des miels afin d'établir des normes nationales de qualités.

- Promouvoir l'apithérapie.

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ANNEXES

Annexes

Annexe 1 : Fiche d'enquête «ethnoapicole»

Fiche d'enquête «ethnoapicole» N°:

Date : Nom, prénoms et âge :

1) Avez-vous des ruches ?

2) Quels sont les matériaux que vous utilisez pour confectionner les ruches ?

3) Comment préparez-vous les ruches avant de les installer ?

4) A quels moments placez-vous les ruches pour capturer les essaims ?

5) Une ruche installée peut-elle rester pendant combien d'années ?

6) Comment procédez-vous pour récolter le miel ? Présente-t-elle des avantages ?

7) Combien de récoltes faites-vous par an et, quelles sont les périodes ?

8) Quelles quantités (seau) de miel récoltez-vous par ruche et par an ?

9) Comment faites-vous pour extraire et conditionner le miel récolté ?

10) Quelles sont les utilisations alimentaires du miel que vous connaissez ?

11) Quels sont vos besoins pour une amélioration des pratiques apicoles ? Fiche d'apithérapie N°:

Date : Nom, prénoms, âge :

Indications

Mode de préparation

Posologie

Annexe 2 : Fiche descriptive des grains de pollen

N° lame

Année :

Traitement :
Espèce, auteur :

Famille :

Ville, localité : Date de récolte :

N° Collection :

Dimensions		Forme	Symétrie	Ornementation	Apertures	Coupes
L	E					V pol	V mer
Moy. L
Moy. E
L/E
Max.
Min.
Mode

Annexe 4 : Index des espèces représentées dans l'atlas

Acacia polyacantha (Mimosaceae) Planche : VI

Anogeissus leiocarpus (Combretaceae) Planche : IV

Bombax costatum (Bombacaceae) Planche : IV

Cassia mimosoides (Caesalpiniaceae) Planche : IV

Cleome viscosa (Capparidaceae) Planche : IV

Cochlospermum planchoni ( Cochlospermaceae) Planche : V

Combretum paniculatum (Combretaceae) Planche : IV

Eucalyptus camaldulensis (Myrtaceae) Planche : V

Feretia apodanthera (Rubiaceae) Planche : V

Khaya senegalensis (Meliaceae) Pla nche : V

Lannea microcarpa (Anacardiaceae) Planche : V

Lonchocarpus laxiflorus (Fabaceae) Planche : VI

Melanthera abyssinica (Asteraceae) Planch e : VI

Mitragyna inermis (Rubiaceae) Planch e : VII

Parkia biglobosa (Mimosaceae) Planche : VI

Pennisetum glaucum (Poaceae) Planche : VI

Piliostigma thonningii (Caesalpiniaceae) Planche : VI

Psidium guajava (Myrtaceae) Planche : VII

Sclerocarya birrea (Anacardiaceae) Planche : VII

Securinega virosa (Euphorbiaceae) Planche : VII

Stereospermum kunthianum (Bignoniaceae) Planche : VIII

Terminalia avicennioides (Combretaceae) Planche : VIII

Vitellaria paradoxa (Sapotaceae) Planche : VIII

Vitex doniana Verbenaceae) Planche : VIII

Annexe 5 : Atlas descriptif des grains de pollens des espèces mellifères des deux zones

Acacia polyacantha Willd. var. Campylacantha Planche VI

Famille : Mimosaceae

Lame N° 09

R écolté Lergo, Burkina Faso

à

A ire de distribution : Sénégal, Cameroun, Soudan, Afrique tropicale. Espèce c ommun , souvent grégaire.

e

Intérêt mellifère : Nectarifère

Symétrie et forme

Pollen hétéropolaire, polyporé, subsphérique. Polyade calymmé constitué de 16 m onades.

Dimensions (um)

De larges grains de pollens

D = 35,18 Max. = 38,75 Min. = 35 Mode = 35

A pertur es

Un pore à l'angle de chaque monade, aperture simple.

Ornementation de l'exine Ectex ine lisse.

Famille : Combretaceae

Lame N° 04

Récolté à Nazinga, Burkina Faso

Aire de distribution : Sénégal, Cameroun, Afrique centrale et orientale. Asse z commune, localement abondante et grégaire.

Intérêt mellifère : Nectarifère et pollinifère.

Symétrie et forme

La symétrie est d'ordre trois.

Pollen isopolaire, hétérocolporé, longiaxe. Il est circulaire et hexalobé en vue polaire, elliptique en vue méridienne.

Dimensions (um)

Pollen de très petite taille

L = 12,08 Max. = 12,5 Min = 11,25 Mode = 11,25

E = 10,38 Max. = 11,25 Min = 8,75 Mode = 10
L/E = 1,16

Apertures

Trois colporus alternant avec trois pseudocolpus. L'ectoaperture est un sillon à marges nettes. L'endoaperture est circulaire e t allo é lat ralem nt.

ng é e

Ornementation

L'ectexine columellaire est finement striato-réticulée. L'endexine est mince.

Bombax costatum Planche : IV

Famille : Bombacaceae

Lame N^° 28

Récolté à Nazinga

Aire de distribution : Arbre des savanes et forêts sèches, se repartit du Sénégal au Centre de l'Afrique, de la Guinée au Sud du Tchad en passant par le Ghana et le Nigeria. Espèce assez commune, localement abondante.

Intérêt mellifère : pollinifère.

Symétrie et forme

La symétri e est d'ordre trois.

Pollen isopolaire, ellipsoïdal, tricolporé, longiaxe, subangulaire, trilobé et planaaperturé en vue polaire, elliptique en vue méridienne.

Dimensions (um)

Pollens de taille moye nne.

L= 32,36 Max. = 40 Min. = 27,5 Mode = 31,25

E = 24,03 Max. = 30 Min. =18,75 Mode = 23,75

L/E = 1,35

Apertures

Trois colporus. L'ectoaperture est un court sillon. L'endoaperture est circulaire avec un épaississement périapertural.

Ornementation de l'exine

L'ectexine épaisse est réticulée et homobrochée. La lumière du réseau est large et pourvue de bacules. Le mur des réseaux est également simplibaculé. Endexine large de 1 um.

Cassia mimosoides Famille : Caesalpiniaceae Lame N° 47 Récolté à Nazinga Aire de distribution : Pays tropicaux du vieux monde. Intérêt mellifère : pollinifère

Planche : IV

Symétrie et forme

La symétrie est d'ordre trois.

Pollen isopolaire, rhomboïdal, tricolporé, longiaxe, circulaire et trilobé en vue polaire, elliptique en vue méridienne.

Dimensions (um)

Pollens de taille moyenne.

L= 35,58 Max. = 38,75 Min. = 33,75 Mode = 35

E = 28,33 Max. = 30 Min. = 25 Mode = 27,5
L/E = 1,25

Apertures

Trois colporus présentant une syncolpie. L'ectoaperture est un sillon large de 3 um à marge nette avec une constriction médiane. L'endoaperture est quadrangulaire avec un épaississement périapertural.

Ornementation de l'exine

L'ectexine est scabre. Endexine mince

Cleome viscosa Planche : IV

Famille : Capparidaceae

Lame N^° : 35

Récolté à Lergo, Burkina Faso

Aire de distribution : Îles du Cap-Vert, Soudan et Australie tropicale.

Intérêt mellifère : Pollinifère

Symétrie et forme

La symétrie est d'ordre trois.

Pollen isopolaire, ellipsoïdal, tricolporé, longiaxe, circulaire et trilobé en vue polaire, elliptique en vue méridienne.

Dimensions (um)
Très petits pollens

L= 14,21 Max. = 15 Min. = 12,25 Mode = 15

E = 11,33 Max. = 12,5 Min. =10 Mode = 11,25

L/E = 1,25

Apertures

Trois colporus. L'ectoaperture est un sillon. L'endoaperture est circulaire avec un annulus.

Ornementation de l'exine

L'ectexine striato-réticulée, porte des bacules. L'endexine est mince.

Planche : V

Cochlospermum planchoni Famille : Cochlospermaceae Lame N^° 35

Récolté à Lergo, Bu rkina Faso

Aire de distribution : espèce p antropicale Intérêt mellifère : Nectarifère

Symétrie et forme

La symétrie est d'ordre trois.

Pollen isopolaire, ellipsoïdal, tricolporé, subéquiaxe, circulaire et trilobé en vue polaire, elliptique en vue méridienne.

Dimensions (um) Très petits pollens L= 12,46 Max. = 15 Min. = 11,25 Mode = 12,5

L/E = 1,09

Apertures

Trois colporus présentant une syncolpie. L'ectoaperture est un sillon avec une constriction médiane. L'endoaperture n'est pas bien définie.

Ornementation de l'exine

L'exine est scabre et baculée. L'endexine est mince.

Combretum paniculatum Planche : IV

Famille : Combretaceae

Lame N^° 59

Récolté à Nazinga, Burkina Faso

Aire de distribution : Savanes, lisières et galeries forestières, Sénégal, Gambie et Burkina Faso. Se repartit seulement au Sud du Sahel.

Très répandue et commune, localement abondante et grégaire.

Intérêt mellifère : Nectarifère

Symétrie et forme

La symétrie est d'ordre trois.

Pollen isopolaire, hétérocolporé, subéquiaxe, circulaire et hexalobé en vue polaire, elliptique en vue méridienne.

Dimensions (um) Pollens de petite taille

L = 20,95 Max. = 23,75 Min = 20 Mode = 20

E = 19,4 Max. = 21,25 Min = 17,5 Mode = 18,75

L/E = 1,08

Apertures

Trois colporus alternant avec trois pseudocolpus. L'ectoaperture est un sillon à marges nettes. L'endoaperture est subcirculaire.

Ornementation

L'ectexine est finement striée. L'endexine est mince.

Eucalyptus camaldulensis Planche : V

Famille : Myrtaceae

Lame N° 53

Récolté à Lergo, Bu rkina Faso

Aire de distribution : Originai re d'Australie et actuellement plantée dans les zones subtropicales, méditerranéennes et semi-arides. Espèce pantropicale.

Intérêt mellifère : Nectarifère.

Symétrie et forme

La symétrie est d'ordre trois

Pollen isopolaire, tricolporé, triangulaire et anguloape e e polaire et al

rturé n vu longé

avec une constriction médiane en vue méridienne

Dimensions (um)

Pollen de très petite taille

L = 17,55 Max. = 18,75 Min. = 15 Mode = 17,5

E = 9,3 Max. = 10 Min. = 7,5 Mode 10

L/E = 1,89

Apertures

Trois colporus formant souvent une syncolpie et un vestibulum. L'ectoaperture est un sillon et l'endoaperture circulaire.

Ornementation de l'exine

L'ectexine scabre. L'endexine est mince

Feretia apodanthera Planche : V

Famille : Rubiaceae

Lame N° 41

Récolté à Nazinga, Burkina Faso

Aire de distribution : Sud du Sahel, du Sénégal au Soudan, Kenya. Espèce Commune.

Intérêt mellifère : Nectarifère

Symétrie et forme

La symétrie est d'ordre trois.

Pollen isopolaire, ellipsoïdal, tricolporé, longiaxe, circulaire et trilobé en vue polaire, elliptique en vue méridienne.

Dimensions (um) Très petit po llen

L= 19,88 Max. = 25 Min. = 16,25 Mode = 18,75

E = 15,88 Max. = 21,25 Min. =12,5 Mode = 15

L/E = 1,25

Apertures

Trois colporus présentant une parasyncolpie avec un triangle médian (vestibulum) de 4um de côté. L'ectoaperture est un sillon à marge nette. L'endoaperture est circulaire avec des bords nets.

Ornementation de l'exine

L'ectexine est réticulée et baculée. Endexine large de 1 um.

Khaya senegalensis Planche : V

Famille : Meliaceae

Lame N^° 33

Récolté à Nazinga, Burkina Faso

Aire de distribution : Du Sénégal au Soudan et en Ouganda. Au Sud jusqu'à la zone de la forêt humide. Espèce commune et plantée.

Intérêt mellifère : N ectarifère.

Symétrie et forme

La symé trie est d'ordre quatre.

Le pollen e st isopolaire, ellipsoïdal, subbréviaxe et tétracolporé. Il est circulaire et tétralobé en vue polaire et subsphérique en vue méridienne.

Dimensions (um) Pollens de petite taille.

L = 24,63 Max. = 27,5 Min. = 22,5 Mode = 23,75

E = 25,17 Max. = 27,5 Min. = 22,5 Mode = 25

L/E = 0,98

Apertures

Quatre colporus. L'ectoaperture est un court sillon mesurant 15 um à marge nette. L'endoaperture large de 2 um de diamètre est entouré d'un épaississement.

Ornementation de l'exine

L'ectexine est lisse. L'endexine est mince.

Lannea microcarpa Planche : V

Famille : Anacardiaceae

Lame N° 34

Récolté à Lergo, Burkina Faso

Aire de distribution : Savane soudanienne de l'Afrique occidentale, Sud du Sahel, Cameroun et la république Centrafricaine. Parfois conservé dans les cultures pour ses fruits comestibles et son écorce fibreuse. Espèce peu commune.

Intérêt mellifère : Nectarifère.

Symétrie et forme

Symétrie d'ordre trois.

Pollen isopolaire, tricolporé, longiaxe, circulaire et trilobé en vue polaire, elliptique en vue méridienne.

Dimensions

Pollens de petite taille

L = 22,63 Max. = 2 7,5 Min. = 21,25 Mode = 22,5

E = 20,55 Max. = 22,5 Min. = 15 Mode = 20

L/E = 1,10

Apertures

Trois colporus. L'ectoaperture est un sillon à marges nettes avec une constriction médiane. L'endoaperture est indistinctement délimité.

Ornementation de l'exine

L'ectexine est striée. Les stries d'épaisseur uniforme sont allongées, enchevêtrées et
plus ou moins anastomosée s. Les lirés sont larges et simpli à duplibaculées.

L'endexine est mince Lonchocarpus laxiflorus Famille : Fabaceae Lame N° 23 Récolté à Lergo, Burkina Faso

Planche : VI

Aire de distribution : Sénégal, Cameroun, Soudan et Ouganda. Peu commune. Intérêt mellifère : Nectarifère.

Symétrie et forme

La symétrie est d'ordre trois.

Le pollen est isopolaire, ellipsoïdal, tricolporé, longiaxe. Il est subangulaire en vue polaire et el liptique en vue méridienne.

Dimensions (um)

Pollen de très petite taille.

L = 18,38 Max. = 2 0 Min. = 16,25 Mode = 17,5

E = 16,75 Max. = 18,75 Min. = 13,75 Mode = 16,25

L/E = 1,10

Apertures

Trois colporus. L'ectoaperture est un sillon à marge nette avec une constriction

médiane. L'endoaperture est très large (4 um) et allongé transversalement.

Ornementati on de l'exine

L'ectexine tecté est perforé. L'endexine est mince.

Melanthera abyssinica Planche :VI

Famille : Asteraceae

Lame N° 52

Récolté à Lergo, Burkina Faso

Aire de distribution : Soudan, Ethiopie, Afrique Occidentale.

Intérêt mellifère : Nectarifère et pollinifère.

Symétrie et forme

La symétrie est d'ordre trois.

Pollen hétéropolaire, sphéroïdal, tricolporé, circulaire et trilobé en vue polaire.

Dimensions (um)

Pollens de petites tailles.

D = 22,5 Max. = 23,75 Min. = 21,25 Mode = 22,5

Apertures

Trois colporus. L'ectoaperture est court sillon. L'endoaperture est circulaire.

Ornementation de l'exine

L'ectexine échinulée est finement baculée. L'endexine est mince.

Famille : Rubiaceae

Lame N° 42

Récolté à Nazinga, Bu rkina Faso

Aire de distribution : Du Sahel à la République Démocratique du Congo, en Côte d'Ivoire, au Togo, Bénin et même jusqu'au bord de la mer.

Intérêt mellifère : Ne ctarifère et pollinifère.

Symétrie et forme

Pollen isopolaire, ellipsoïdal, tricolporé, breviaxe, circulaire et trilobé en vue polaire, elliptique en vue méridienne.

La symétrie est d'ordre trois.

Dimensions

Pollen de très petite taille.

L = 11,38 Max. = 13,75 Min. = 10 Mode = 11,25

E = 13,25 Max. = 15 Min. = 12,5 Mode = 13,75

L/E = 0,86

Apertures Trois colp u

or s. L 'ectoaperture u

est n sillon large de 3 um à marge nette. L'endoaperture circulaire est entouré d'épaississement.

Ornementation de l'exine

L'ectexine tectée, réticulée est distinctement simplibaculée. L'endexine est mince .

Parkia biglobosa Planche VI

Famille : Mimosaceae

Lame N^° 40

Récolté à Lergo, Burkina Faso.

Aire de distribution : Sénégal, Cameroun, Soudan. Amérique tropicale, Inde Occidentale. Espèce très commune, localement abondante et grégaire.

Intérêt mellifère : Nectarifère et pollinifère.

Symétrie et forme

Pollen hétéropolaire, polyporé, subsphérique. Polyade calymmé constitué de 32 monades.

Dimensions (um)

De larges grains de pollens

D = 77,58 Max. = 86,25 Min. = 72,5 Mode = 78,75

Apertures

Un pore à l'angle de chaqu e monade, aperture simple.

Ornementation de l'exine Ectexine scabrée.

Famille : Poaceae

Lame N^° 37

Récolté à Lergo, Burkina Faso Aire de distribution :

Intérêt mellifère : Pollinifère

Symétrie et forme

Pollen hétéropolaire , uniporé, circulaire en vue polaire, elliptique en vue méridienne.

Dimensions (um)

Pollens de taille moyenne.

L= 47,67 Max. = 50 Min. = 40 Mode = 45

E = 35,75 Max. = 40 Min. =27,5 Mode = 37,5

L/E = 1,33

Apertures

Aperture sim ple, circulaire a 5 um de diamètre. Il est entouré d'un annulus.

Ornementation de l'exine

L'ectexine est scabre. L'endexine est mince.

Piliostigma thonningii Planche : V

Famille : Caesalpiniaceae

Lame N° 45

Récolté au Burkina Faso

Aire de distribution : Toute l'Afrique, dans les savanes arborées et les galeries forestières, aussi dans les forêts secondaires. Très commune.

Intérêt mellifère : Nectarifère et pollinifère.

Symétrie et forme

La symétrie est d'ordre trois.

Pollen isopolaire, sphérique, triporé et circulaire en vue polaire, elliptique en vue méridienne. Pollen se présentant fréquemment en vue polaire.

Dimensions (um)

Pollen de taille moyenne.

D = 32,42 Max. = 32,5 Min. = 27,5 Mode = 30

Apertures

Trois pores entourés chacun d'un épaississement périapertural.

Ornementations d e l'exine

L'ectexine tectée porte des bacules. Elle est perforée et spinulée. L'endexine est m ince.

Psidium guajava Planche : VII

Famille : Myrtaceae

Lame N° 01

Récolté à Lergo, Burkina Faso

Aire de distribution : Espèce pantropicale originaire du Brésil, répandu du Sénégal au Cameroun.

Intérêt mellifère : Nectarifère.

Symétrie et forme

La symétrie est d'ordre trois.

Pollen isopolaire, tr icolporé, breviaxe, subtriangulaire en vue polaire et elliptique en vue méridienne.

Dimension (

s um)

Ce sont des pollens de très petite taille.

L = 10,58 Max.= 11,25 Min = 10 Mode = 10

E = 14,8 Max. = 16,25 Min. = 13,75 Mode = 15

L/E =0,71

Apertures

Trois colporus. L'ectoaperture est un sillon à marges nettes présentant une syncolpie. L'endoaperture est circulaire.

Ornementations de l'exine

L'ectexine est tectée et réticulée. L'endexine est mince.

Sclerocarya birrea Planche : VII

Famille : Anacardiaceae

Lame N° 39

Récolté à Lergo, Burkina Faso

Aire de distribution : Au Nord du 9^e parallèle en Afrique de l'Ouest, au Sénégal, Cameroun, Ouganda et en Ethiopie.

Intérêt mellifère : Nectarifère.

Symétrie et forme

La symétrie est d'ordre trois.

Pollen isopolaire, tricolporé, longiaxe, subangulaire aux angles arrondis en vue polaire et elliptique en vue méridienne.

Dimensions (um) Pollens de petite taille

L = 26,43 Max. = 31,25 Min. = 22,5 Mode = 27,5

E = 21,88 Max. = 26,25 Min. = 18,75 Mode = 22,5

L/E = 1,21

Apertures

Trois colporus. L'ectoapertu re est un sillon à marges nettes à bords parallèles formant un triangle équatorial de dimensions 4 um souvent une syncolpie. L'endoa perture circulaire est allongé longitudinalement.

Ornementations de l'exi ne

L'exine est striée. St ries de même taille à mur large et simplibaculées sont dirigées vers les pôles et apparaissant enchevêtrées. L'endexine est mince.

Securinega virosa Planche : VII

Famille : Euphorbiaceae

Lame N° 32

Récolté à Lergo, Bu rkina Faso

Aire de distribution : Sénéga l, Cameroun, Afrique tropicale, et Australie. Elle est répandue au Sahel et dans la zone soudano-sahélienne. Espèce commune et disséminée mais distribuée irrégulièrement.

In térêt mellifère : Nectarifère.

Symétrie et forme

La symétri es rdre trois.

e t d'o

Le pollen est isopolaire, ellipsoïdal, tric lporé

o , longiaxe. Il est circulaire en vue polaire

et elliptique en vue méridienne.

Dimensions (um)

Pollen de très petite taille.

L = 17,13 Max. = 20 Mi n. = 15 Mode = 17,5

E = 13,42 Max. = 15 Min. = 12,5 Mode = 13,75

L/E = 1,28

Apertures

Trois colporus. L'ectoaperture est un sillon à marge nette avec un attrium saillant. L'endoapertu re circulaire est entouré d'un épaississement périapertural.

Ornementation de l'exine

L'ectexine est réticulée et simplibaculéee. L'endexine est mince.

Stereospermum kun thianum Planche : VIII

Famille : Bignoniaceae

Lame N° 15

Récolté à Lergo, Burkina Faso

Aire de distribution : Se rencontre dans les savanes africaines (tropicale et orientale) du Sénégal au Cam eroun, jusqu'en Ethiopie, de l'Ouganda au Malawi.

Intérêt mellifère : Necta rifère.

Symétrie et forme

La symétrie est d'ordre trois.

Pollen isopolaire, ellipsoïdal, tricolpé, longiaxe, circulaire et subangulaire en vue polaire, ellip tique en vue méridienne.

Dimensions (um) Pollens de petite taille.

L = 30,71 Max. = 36,25 Min. = 25 Mode = 27,5

E = 23,83 Max. = 27,5 Min. = 17,5 Mode = 26,25

L/E = 1,29

Apertures

Trois colpi. L'ectoaperture est un long sillon à marge nette. Les ectoapertures se rejoignent à l'équateur formant un triangle médian équilatéral de 12 um de côté.

Ornementation de l'exin e

L'ectexine est tectée, baculée et réticulée homobrochée. L'endexine est mince.

Terminalia avicennioides Planche : VIII

Famille : Combretaceae

Lame N° 48

Récolté à Nazinga, Burkina Faso

Aire de distribution : Sénégal, Tchad et Ethiopie. Assez commune.

Intérêt mellifère : Nectarifère.

Symétrie et forme

La symétrie est d'ordre trois.

Le Pollen est isopolaire, ellipsoïdal, tricolporé, hétérocolpé, longiaxe. Il est hexalobé en vue polaire et elliptique en vue méridienne.

Dimension (

s um)

Très petit pollen.

L = 16,13 Max. = 18,75 Min. = 16,25 Mode = 15

L/E = 1,19

Apertures

Trois colporus alternent ave c trois pseudocolpus. L'ectoaperture est un sillon étroit à

marges nettes. L'endoaperture est circulaire.

Ornementation de l'exine

L'ectexine est rugulée. Endexine est mince.

Planche : VIII

Vitellaria paradoxa

Lame N° 26

Famille : Sapotaceae

Récolté à Nazinga, Burkina Fa so

Symétrie et forme

La symétri es rdre trois.

e t d'o

Pollen isop

o ire, e

la llipsoïdal, trétr acolp ré, lo

o ngiaxe, subcirculaire et tétralobé en vue

Aire de distribution : Se distribue à l'extrême Sud du Sahara, dans la savane voisine soudanienne et Gu inéenne. Peuplements denses en Guinée, Mali, Burkina Faso, Niger, ainsi qu'au Nord de la Côte d'Ivoire, du Ghana, du Togo, du Bénin, Du Nigeria et du Cameroun. Plus à l'Est quelques petites étendues en Afrique centrale et en Ouganda.

In térêt mellifère : Nectarifère et pollinifère.

polaire, elliptique en vue méridienne.

Dimensions (um) Pollen de petite taille.

L = 27,71 Max. = 30 Min. = 25 Mode = 27,5

E = 19,71 Max. = 22,5 Min. = 17,5 Mode = 20

L/E = 1,41

Apertures

Quatre colporus. L'ectoaperture est un long sillon à marge nette avec une constriction médiane. L'endoaperture circulaire est entouré d'un épaississement.

Ornementati on de l'exine

L'ectexine tectée, fossulée à perfo rée. Endexine est mince.

Vitex doniana Planche : VIII

Famille : Verbenace ae

Lame N° 18

Récolté à Lergo, Burkina Faso

Aire de distribution : Toute l'Afrique, savanes côtières, forêts secondaires ou sèches. In térêt mellifère : Nectarifère et pollinifère.

Symétrie et forme

La symétri es rdre trois.

e t d'o

Pollen isop o la ire, tr icolpé subéqui axe, c ircula ire et trilobé en v ue p olaire, elliptique en vue méridienne.

Dimensions (um) Pollen de petite taille

L =20,7 Max. = 22,5 Min. = 18,75 Mode = 20

E =17,7 Max. = 20 Min. = 15 Mode = 17,5

L/E = 1,17

Apertures

Trois colpi. L'ectoaperture est un sillon à marges nettes, à bords parallèles et formant en vue polaire un triangle équato de e

rial dim nsion 4 um. L'en oape

s d rture circulaire

est entouré d 'un épaississement.

Ornementations de l'exine

L'ectexine est épaisse, tectée et perforée. L'endexine est épais de 1 um.

Planche IV : 1-5 Anogeissus leiocarpus ; 6-9 Bombax costatum ; 10-15 Cassia mimosoides ; 16-20 Cleome viscosa ; 21 Combretum paniculatum.

(1) : coupe méridienne (x1000) ; (2) et (3) : coupe polaire, pollen hexalobé (x1000) ; (4) : vue subpolaire ;(5) : aperture vue de face avec un colpus diffus ; (6) et (7) : vue polaire (x1000), L. O. Analyse ; (8) : vue polaire de surface ; (9) : ornementation de l'exine avec des bacules présents dans les luminae.(10) (11) : LO Analyse montrant l'amincissement de l'endexine (x1000) ; (12) : coupe subpolaire présentant une syncolpie (x1000) ; (13) : intercolpium scabre ; (14) : aperture vue de face avec ectoaperture à bords nets présentant une constriction médiane ; (15) : ornementation scabre de l'exine ; (16) et (17) : coupe méridienne (x1000) ; (18) : colpus granuleux ; (19) : apocolpium ; (20) : ornementation striato perforée ; (21) : coupe polaire.

Planche V : 1-5 Feretia apodanthera ; 6-10 Khaya senegalensis ; 11-15 Lannea microcarpa ; 16-17 Cochlospermum planchonii ; 18-21 Eucalyptus camaldulensis.

(1) : coupe méridienne (x1000) ; (2) : vue polaire (x1000) ; (3) : apocolpium ; (4) : colporus avec une endoaperture à marge nette ; (5) : ornementation microréticulée de l'exine ; (6) ; vue méridienne (x1000) ; (7) et (8) : vue subpolaire ; (9) : aperture complexe avec une endoaperture circulaire et une ectoaperture (court colpus) ; (10) : ornementation lisse ; (11) : vue méridienne (x1000) ; (12) et (13) : vue polaire, LO Analyse (x1000) ; (14) intercolpium strié avec la membrane du colpus granuleuse ; (15) : ornementation striée ; (16) : coupe meridienne (x1000); (17) : vue polaire (x1000) ; (18), (19) : coupe équatorial, LO Analyse (x1000) ; (21) : vue syncolpiale ; (20) : ornementation scabre.

Planche VI : 1-3 Parkia biglobosa ; 4-5 Acacia polyacantha ; 6-8 Pennisetum glaucum ; 9-12 Piliostigma thonningii ; 13-16 Lonchocarpus laxiflorus ; 17-19 Melanthera abyssinica.

(1) et (3) : polyade constitué de 32 monades ; (2) : surface microperforée de l'exine ; (5) et (6) polyade constitué de 16 monades à ornementation lisse ; (7) et (8) : pollen monoporé à aperture en forme circulaire entourée d'un annulus ; (9) : surface scabre de l'exine ; (10 et (11) : LO Analyse de la vue méridienne (x1000) ; (12) : vue aperturale avec un sillon court ; (13) : ornementation microperforée et spinulée de l'exine ;(14) : coupe méridienne (x1000) ; (15) et (16) : vue polaire (x1000) ; (17) : ornementation perforée de l'exine ; (18) : LO Analyse (x1000) ; (19) : coupe polaire (x1000) ; (20) : vue de surface, ornementation échinulée ; (19) : vue polaire.

Planche VII : 1-4 Psidium guajava ; 5-10 Sclerocarya birrea ; 11-14 Securinega virosa ; 15-19 Mitragyna inermis.

(1) : coupe méridienne (x1000) ; (2) et (3) : vue polaire, LO Analyse (x1000) ; (4) : exine scabre montrant une syncolpie ; (5) : coupe méridienne (x1000) ; (6) et (7) : coupe polaire, LO Analyse (x1000) ; (8) : ornementation striée ; (9) colporus avec le colpus à marge diffuse ; (10) : syncolpie; (11) et (12) : coupe méridienne ; LO Analyse (x1000) ; (13) : vue polaire avec un attrium saillant ; ; (14) ornementation réticulée ; (15) : vue méridie nne ave LO Analyse (x1000) ; (16) : vue polaire, LO Analyse (x1000), ectexine baculée ; (17) :vue polaire; (18) : ornementation supraréticulée ; (19) : intercolpium réticulé.

Planche VIII : 1-5 Stereospermum kunthianum ; 6-9 Terminalia avicennioides ; 10-14 Vitellaria paradoxa ; 15-18 Vitex doniana.

(1) et (2) : vue méridienne, LO Analyse (x1000) ; (3) vue polaire ; (4) : ornementation supra-réticulée ; (5) : intercolpium; (6) : coupe méridienne LO Analyse (x1000) ; (7): vue subpolaire (x1000) ; (8) : vue subpolaire, hexalobé avec des pseudosillons ; (9) : ornementation rugulée ; (10) et (11) : vue méridienne LO Analyse (x1000) ; (12) : vue subpolaire (x1000) ; (13) : vue subpolaire; (14) : ornementation scabre de l'exine ; (15) : vue méridienne LO Analyse (x1000) ; (16) : vue polaire (x1000) ; (17) : vue polaire avec un apocolpium ; (18) : ornementation perforée.

Annexe 6 : Analyse quantitative de la végétation des deux zones

Analyse quantitative de la végétation dans la zone de Garango

Espèces	N	D. R. (%)	F. R. (%)	d. R. (m2/ha)	%IVI
Ziziphus mucronata*	13	0,5	0,01	0,05	0,56
Ziziphus mauritiana*	23	0,88	0,02	0,08	0,98
Ximenia americana*	40	1,53	0,03	0,45	2,005
Vitex doniana*	18	0,69	0,01	1,32	2,019
Vitellaria paradoxa*	134	5,13	0,04	7,67	12,83
Terminalia avicennioides*	32	1,22	0,01	0,33	1,57
Tamarindus indica*	26	0,99	0,01	1,88	2,886
Strychnos spinosa	14	0,54	0,01	0,05	0,6
Stereospermum kunthianum*	8	0,31	0,01	0,12	0,437
Securinega virosa*	73	2,79	0,06	0,01	2,863
Securidaca longepedunculata*	2	0,08	0	0,1	0,179
Sclerocarya birrea*	327	12,5	0,07	21,5	34,08
Pterocarpus erinaceus*	6	0,23	0	0,19	0,427
Psidium guajava*	1	0,04	0	0,02	0,062
Prosopis africana	65	2,49	0,02	3,07	5,573
Piliostigma thonningii*	70	2,61	0,06	0,32	2,983
Piliostigma reticulatum*	43	1,64	0,02	0,95	2,614
Parkia biglobosa*	92	3,52	0,04	13,1	16,65
Mitragyna inermis*	6	0,23	0	0,11	0,347
Maytenus senegalensis*	32	1,22	0,02	0,37	1,615
Mangifera indica*	7	0,27	0	1,27	1,538
Maerua angolensis	6	0,23	0	0,03	0,26
Lonchocarpus laxiflorus*	2	0,08	0	0,02	0,102
Lannea microcarpa*	251	9,6	0,06	17,3	26,98
Lannea acida*	40	1,53	0,02	1,62	3,178
Khaya senegalensis*	13	0,5	0,01	2,1	2,612
Guiera senegalensis*	29	1,11	0,02	0,01	1,148
Grewia bicolor*	28	1,07	0,02	0,14	1,232
Gardenia ternifolia*	19	0,73	0,01	0,02	0,757
Gardenia erubescens*	2	0,08	0	0,09	0,168
Ficus gnaphalocarpa	4	0,15	0	0,66	0,82
Feretia apodanthera*	70	2,68	0,04	0,25	2,968
Faidherbia albida*	13	0,5	0	0,63	1,132
Dichrostachys cinerea*	13	0,5	0,01	0,1	0,604
Diospyros mespiliformis	191	7,31	0,05	4,22	11,58
Combretum paniculatum*	9	0,34	0,01	0,01	0,358
Combretum molle*	16	0,61	0,01	0,15	0,777
Combretum glutinosum*	103	3,94	0,07	0,11	4,125
Celtis integrifolia	1	0,04	0	0,01	0,049
Cassia sieberiana	11	0,42	0,01	0,08	0,512
Capparis corymbosa	13	0,5	0,01	0,02	0,528
Bombax costatum*	9	0,34	0	0,57	0,914
Balanites aegyptiaca*	126	4,82	0,02	2,86	7,702
Azadirachta indica	9	0,34	0,01	0,12	0,474
Anogeissus leiocarpus*	186	7,12	0,04	9,16	16,31
Annona senegalensis*	77	2,95	0,06	0,07	3,084
Acacia sieberiana*	75	2,87	0,02	1,82	4,704
Acacia seyal*	38	1,45	0,02	0,85	2,321
Acacia polyacantha*	9	0,34	0,01	0,37	0,718
Acacia pennata*	1	0,04	0	0,01	0,046
Acacia gourmaensis*	38	1,45	0,02	0,63	2,105
Acacia dudgeoni*	247	9,45	0,04	2,96	12,45

Analyse quantitative de la végétation de la zone de Nazinga

Espèces		N		D. R.(%)		F. R. (%)		d. R.(%) (m2/ha)		I.V.I.
Ziziphus mucronata*		6		0,23		0		0		0,23
Ximenia americana*		56		2,12		0,03		0		2,15
Xeroderris stuhlmannii*		39		1,48		0,01		0		1,49
Vitex simplicifolia*		1		0,04		0		0		0,04
Vitex doniana*		2		0,08		0		0		0,08
Vitellaria paradoxa*		436		16,5		0,07		0,5		17,1
Terminalia macroptera*		14		0,53		0,01		0		0,54
Terminalia laxiflora*		50		1,9		0,03		0		1,93
Terminalia avicennioides*		126		4,78		0,04		0,02		4,84
Tamarindus indica*		31		1,18		0,02		0		1,2
Strychnos spinosa		11		0,42		0,01		0		0,42
Strychnos innocua		15		0,57		0,01		0		0,58
Stereospermum kunthianum*		33		1,25		0,03		0		1,28
Sterculea setigera*		5		0,19		0,01		0		0,19
Securinega virosa*		12		0,46		0,01		0		0,46
Securidaca longepedunculata		4		0,15		0		0		0,15
Saba senegalensis*		18		0,68		0,01		0		0,69
Pterocarpus erinaceus*		65		2,46		0,03		0,11		2,61
Pteleopsis suberosa		9		0,34		0,01		0		0,35
Pseudocedrela kotschyi*		136		5,16		0,02		0,02		5,2
Prosopis africana		4		0,15		0		0		0,16
Piliostigma thonningii*		266		10,1		0,07		0,06		10,2
Parkia biglobosa*		37		1,4		0,02		0,02		1,45
Ozoroa insignis		1		0,04		0		0		0,04
Oncoba spinosa	24		0,91		0,01		0		0,92
Nauclea latifolia*	48		1,82		0,02		0		1,85
Mitragyna inermis*	23		0,87		0,01		0		0,88
Maytenus senegalensis*	15		0,57		0,01		0		0,58
Lonchocarpus laxiflorus*	49		1,86		0,01		0		1,87
Lannea velutina*	15		0,57		0,01		0		0,58
Lannea microcarpa*	25		0,95		0,02		0,01		0,97
Lannea kerstengii*	30		1,14		0,03		0 ,02		1,18
Lannea acida*	55		2,09		0,04		0,01		2,14
Khaya senegalensis*	14		0,53		0,01		0 ,01		0,55
Isoberlinia doka*	56		2,12		0,01		0,03		2,16
Hymenocardia acida*	4		0,15		0		0		0,16
Hexalobus monopetalus*	3		0,11		0		0		0, 12
Grewia cissoides*	5		0,19		0,01		0		0,19
Grewia bicolor*	24		0,91		0,02		0		0,93
Gmelina arborea*	11		0,42		0,01		0		0,42
Gardenia ternifolia*	2		0,08		0		0		0,08
Gardenia erubescens*	54		2,05		0,0 2		0		2,07
Gardenia aqualla*	5		0,19		0,01		0		0,19
Ficus platyphylla	2		0,08		0		0		0, 08
Ficus gnaphalocarpa	3		0,11		0		0		0,12
Ficus glumosa	1		0,04		0		0		0,04
Feretia apodanthera*	11		0,42		0,01		0		0,42
Eucalyptus camaldulensis*	2		0,08		0		0		0,08
Diospyros mespiliformis	137		5,19		0,04		0 ,06		5,3
Dichrostachys cinerea*	7		0,27		0		0		0,27
Detarium microcarpum*	49		1,86		0,03		0		1,89
Daniellia oliveri*	33		1,25		0,02		0		1,27
Crossopterix febrifuga*	21		0,8		0,01		0		0, 81
Combretum paniculatum*	6		0,23		0		0		0,23
Combretum nigricans*	14		0,53		0,01		0		0, 54
Combretum molle*	14		0,53		0,01		0		0,54
Combretum glutinosum*	86		3,26		0,04		0		3,31
Combretum fragrans*	59		2,24		0,03		0		2,27
Combretum collinum*	64		2,43		0,03		0		2,46
Cissus populnea*	1		0,04		0		0		0,04
Cassia siamea*	19		0,72		0		0		0,73
Cassia sieberiana*	10		0,38		0,01		0		0, 39
Burkea africana*	7		0,27		0,01		0		0,27
Bridelia scleroneura	4		0,15		0		0		0,15
Bridelia micrantha	1		0,04		0		0		0,04
Bombax costatum*	9		0,34		0,01		0		0,35
Azadirachta indica	1		0,04		0		0		0,04
Anogeissus leiocarpus*	12 3		4,66		0,04		0,08		4,78
Annona senegalensis*	9		0,34		0,01		0		0,35
Albizia chevalieri	15		0,57		0,01		0		0,58
Afzelia africana*	25		0,95		0,01		0 ,01		0,97
Adansonia digitata*	3		0,11		0		0		0,12
Acacia sieberiana*	5		0,19		0,01		0		0,19
Acacia seyal*	9		0,34		0,01		0		0,35
Acacia polyacantha*	1		0,04		0		0		0,04
Acacia erhenbergiana*	2		0,08		0		0		0,08

N : Abondance ; D. R. : Densité Relative ; F. R. : Fréquence Relative ; d. R. : dominance Relative ; IVI : Importance Value Index

* : Espèce mellifère

Annexe 7 : Liste générale des espèces végétales citées dans le texte

Abelmoschus esculentus (L) Moench 47, 51, 57, 58, Annexe 3 ( MALVACEAE) Acacia dudgeoni Craib ex Holl. 30, 48, 51, 57, 58, 67, 70,

Annexe 6 (MIMOSACEAE)

Acacia erhenbergian a Hayne Annexe 6 (MIM OSA CEAE)

Acacia gourmaensis A.Chev. 48, 57, Annexe 6 (MIMOS ACEAE)

Acacia macrostachya enth 48, 51 (MIMO EAE)

Reich. ex B . , 58 SAC

Acacia nilotica var. ada nsonii (Guill.& Perr.) O. Ktze. 48, 57 ( MIMO SACEAE) Acacia pennata (Linn.) Willd. 48, 57, An nexe 6 ( MI MOSACEAE)

Acacia polyacantha Willd. Subsp. campylacantha.(Hochst. Ex A. Rich.) Brenan 48, 57, 78, Annexe 3, 4 , 5, 6 (MIMOSACEAE)

Acacia sieberiana DC. , 58 0, Ann 6 (MIMOSACEAE

48, 51, 57 , 7 exe )

Acacia seyal Del. 4 8, 49, 57, 84, Ann ex e 6 (M IMO SACEAE)

Achyranthes arge ntea Lam. 90 (A MARA NTHAC EA E)

Adansonia digitata Linn. 29, Annexe 6 ( BOMB ACA CEAE)

Afrormosia laxiflora (B enth. Ex Ba k.) Harms 51, 58 , Annexe 3 (F ABACEAE) Afzelia africana Sm. 30, 50, 58, 70, 80, Annexe 6 ( CA ESALPINIACEAE) Albizia chevalieri Harms 6 (MI OSAC )

Annexe M EAE

Allium cepa Linn. 30, 47 57 (LILI ACE AE)

Anacardium occidentale Linn. 46 57 (ANACARDIACEAE)

Andropogon ascinodis C. B . Cl. 3 0 (POACEAE)

Andropogon gayanus K unth 30, 2,

48, 5 57, 58 (POACEAE)

Andropogon pseudapricus Stapf 80

30, (POA CEAE)

Annona senegalensis Pers. 46, 5 7, , An

0, 5 58, 85 nexe 6 (ANNONACEAE) Anogeissus leiocarpus (DC.) Guill. & Perr. 29, 30, 46, 50, 57, 58, 67, 76, 78, Annexe 3, 4, 5, 6 (

)

(Linn.) Del. , 57

46 , 67 (BALANITACEAE)

nn. 48, 52, 5 7, 58 (NYCTAGINACEAE)

48, 52, 57 , 5 8 (N YCTA GIN ACEAE)

Pell. & Vuill. 46, 49, 50, 53, 57, 58 (BOMBACACEAE)

COMBRETACEAE)

Arachis hypogaea L inn. 29, 47, 5 , 5

1 57 8 (FA EAE)

BAC

Aspilia bussei O. H offm. & Muschl. 51 ( RAC

ASTE EAE)

Azadirachta indica A . Juss. 29, A exe

nn 6 (ME LIAC E

EA Balanites aegyptiaca Boerhavia diffusa Li Boerhavia erecta Linn. Bombax costatum

Borassus aethiopum Mart. 46, 57 ECACEAE)

(AR

Borreria filifolia (Schu m. & Thonn . Sc

.) K hum. 48, , 57, (RUBIACEAE

52 )

Borreria scabra (Schum. & Thonn . S

.) K chum. 52, 57 (R

48, , 58 UBIACE AE)

Borreria stachydea (DC.) Hutch. & Dalz. 48, 52, 57, 58 (RUBIACEAE)

Bridelia micrantha

(Hochst.) Baill. nne A xe 6 (EUPHORBIACEAE)

Bridelia scleroneura Müll. Arg. Annexe 6 (EUPHORBIACEAE) Burkea africana Hook. Annexe 6 (CAESALPIANIACEAE) Capparis corymbosa Lam. Annexe 6 (CAPPARIDACEAE)

Cassia mimosoides Linn. 46, 50, 57, 58, Annexe 3, 4, 5 (CAESALPINIACEAE) Cassia occidentalis Linn. 46, 57 (CAESALPINIACEAE)

Cassia siamea Lam. Annexe 6 (CAESALPINIACEAE) Cassia sieberiana DC. 89, 90 (CAESALPINIACEAE) Cassia singueana Del. Annexe 6 (CAESALPINIACEAE) Cassia tora Linn. 29 (CAESALPINIACEAE)

Ceiba pentandra (Linn.) Gaertn. 46, 57, Annexe 3 (BOMBACACEAE)

Celosia trigyna Linn. 46, 57 (AMARANTHACEAE) Celtis integrifolia Lam. 29, Annexe 6 (ULMACEAE)

Cissus populnea Guill. & Perr. 52, 58, Annexe 6 (VITACEAE) Citrus aurantifolia Linn. 58, Annexe 3 (RUTACEAE)

Cleome gynandra Linn. 46, 50, 57, 58 (CAPPARIDACEAE)

Cleome viscosa Linn. 46, 50, 57, 58, Annexe 6 (CAPPARIDACEAE) Cochlospermum planchoni Hook. F. 46, 50, 57, 58,

Annexe 3, 4, 5 (COCHLOSPERMACEAE)

Cochlospermum tinctorium A. Rich. 46, 50, 57, 58 (COCHLOSPERMACEAE) Colocynthis citrullus (Linn.) O. Kze. 47 (CUCURBITACEAE)

Combretum aculeatum Vent. 46, 57, Annexe 6 (COMBRETACEAE)

Combretum collinum Fress. 50, 58, Annexe 6 (COMBRETACEAE)

Combretum fragrans Hoff. 50, Annexe 6 (COMBRETACEAE)

Combretum glutinosum Perr. ex DC. 30, 46, 50, 57, 58, 67, 84 (COMBRETACEAE) Combretum micranthum G. Don 47, 53 57, Annexe 3 (COMBRETACEAE) Combretum molle R. Br. ex G. Don 47, 50, 57, 58, Annexe 3, 6 (COMBRETACEAE) Combretum nigricans Lepr. ex Guill. & Perr. 50, 58, Annexe 6 (COMBRETACEAE) Combretum paniculatum Vent. 47, 51, 53, 57, 58,

Annexe 3, 4, 5, 6 (COMBRETACEAE)

Commelina benghalensis Linn. 47, 51, 57, 58 (COMMELINACEAE)

Crossopteryx febrifuga (Afzel. ex D. Don) Benth. 52, 58, Annexe 6 (RUBIACEAE) Crotalaria goreensis Guill. & Perr. 47, 57 (FABACEAE)

Crotalaria retusa Linn. 47, 51, 57 (FABACEAE)

Ctenium elegans Kunth 29 (POACEAE)

Ctenium newtonii Hack. 30, 80 (POACEAE)

Cyanotis lanata Benth. 47, 51, 57, 58 (COMMELINACEAE)

Cymbopogon schoenanthus subsp. proximus (Hochst. ex A. Rich.) M. & W. 29, 80, 84, 85 (POACEAE)

Cyperus esculentus Linn. 47, 51, 57, 58 (CYPERACEAE)

Daniellia oliveri (Rolfe) Hutch. & Dalz. 50, 58, 70, 80,

Annexe 6 (CAESALPINIACEAE)

Datura innoxia Mill. 52 (SOLANACEAE)

Detarium microcarpum Guill. & Perr. 30, 50, 58, Annexe 6 (CA ESALPINIACEAE) Dichrostachys cinerea (L.) W. et Am. 48, 51, 57, 58, Annexe 6 (MIMOSACEAE) Dicoma tomentosa Cass. 84, 85 (ASTERACEAE)

Dioscorea dumetorum (Kunth) Pax 84 (DIOSCOREACEAE)

Diospyros mespiliformis Hochst. ex A. DC. 84, Annexe 6 (EBENACEAE) Echinochloa colona (Linn.) Link 29 (POACEAE)

Entada africana Guill. & Perr. 50, 58, 90, Annexe 6 (MIMOSACEAE) Eucalyptus camaldulensis Dehnhard 29, 48, 51, 57, 58, 70, 78,

Annexe 3, 4, 5 (MYRTACEAE)

Faidherbia albida (Del.) A. Chev. 29, 48, 57, Annexe 6 (MIMOSACEAE) Feretia apodanthera Del. 48, 52, 57, 58, 78, Annexe 3 , 4, 5, 6 (RUBIACEAE) Ficus glumosa Del. Annexe 6 (MORACEAE)

Ficus gnaphalocarpa (Miq.)Steud. ex A. Rich. Annexe 6 (MORACEAE) Ficus platyphylla Del. Annexe 6 (MORA CEAE)

Gardenia aqualla Stapf & Hutch. Annexe 6 (RUBIACEAE)

Gardenia erubescens Stapf & Hutch. 30, 48, 52, 57, 58, Annexe 6 (RUBIACEAE) Gardenia sokotensis Hutch. 52, 58, Annexe 6 (RUBIACEA E)

Gardenia ternifolia Schum. & Thonn. 48, 52, 57, 58, Annexe 6 (RUBIACEAE) Gmelina arborea Roxb 49, 52, 57, 58, 70, Annexe 3, 6 (VERBENACEAE) Gossypium barbadense Linn. 51, 58 (MALVACEAE)

Grewia bicolor Juss. 49, 52, 57, 58, Annexe 3, 6 (TILIACEAE)

Grewia cissoides Hutch. & Dalz. 52 Annexe 6 (TILIACEAE)

Guiera senegalensis J. F. Gmel. 47, 57, 84, Annexe 3, 6 (COMBRETACEAE) Hexalobus monopetalus (A. Rich.) Engl. & Diels Annexe 6 (ANNONACEAE) Hibiscus cannabinus Linn. 47, 51 (MALVACEAE)

Hibiscus sabdariffa Linn. 47? 57 (MALVACEAE)

Hoslundia opposita Vahl 47 (LAMIACEAE)

Hymenocardia acida Tul. 51, 89 (HYMENOCARDIACEAE)

Hyparrhenia smithiana (Hook.) Stapf 30 (POACEAE)

Hyparrhenia subplumosa Stapf 30 (POACEAE)

Hyptis spicigera Lam. 84, 85 (LAMIACEAE)

Indigofera leprieurii Bak. 47, 51, 57, 58 (FABACEAE)

Ipomoea aquatica Fursk 47, 51, 57, (CONVOLVULACEAE)

Ipomoea eriocarpa R. Br. 47, 51, 57, 58 (CONVOLVULACEAE)

Isoberlinia doka Craib & Stapf 50, 58, 70, 80 , Annexe 6 (CAESALPINAICEAE) Ludwigia senegalensis (DC.) Brenan 48 58 (ONAGRACEAE)

Khaya senegalensis (Desv.) A. Juss. 29, 48, 49, 51, 53, 57, 58, 78,

Annexe 3, 4, 5, 6 (MELIACEAE)

Lagenaria siceraria (Mol.) Standl. 20, 30 (CUCURBITACEAE)

Lannea acida A. Rich. 30, 46, 50, 57, 58, Annexe 6 (ANACARDIACEAE) Lannea kerstingii Engl. & K. Krause 50, 58, 70 Annexe 6 (ANACARDIACEAE) Lannea microcarpa Engl. & K. Krause 29, 46, 50, 53, 57, 58, 67, 70, 78, 96, Annexe 3, 4, 5, 6 (ANACARDIACEAE)

Lannea velutina A. Rich. 50, Annexe 6 (ANACARDIACEAE)

Leptadenia hastata (Pers.) Decne. 46, 50, 57, 58, 90 (ASCLEPIADACEAE) Leucaena leucocephala (DC.) Benth. Annexe 3 (MIMOSACEAE)

Leucas martinicensis (Jacq.) Ait. 47, 84, 85 (LAMIACEAE)

Lonchocarpus laxiflorus Guill. & Perr. 47, 51, 57, 58, 77, 78,

Annexe 3, 4, 5, 6 (FABACEAE)

Loudetia togoensis (Pilger) C. E. Hubbard 30 (POACEAE)

Lycopersicum esculentus Mill. 30 (SOLANACEAE)

Maerua angolensis DC. Annexe 6 (CAPPARIDACEAE)

Mangifera indica Linn. 29, 46, 49, 57, Annexe 6 (ANACARDIACEAE)

Maytenus senegalensis (Lam.) Exell 46, 50, 57, 58, Annexe 6 (CELASTRACEAE)

Melanthera abyssinica (Sch. Bip.) Oliv. & Hiern 47,57,

Annexe 3, 4, 5 (ASTERACEAE)

Melothria maderaspatana (Linn.) Cogn. 47, 57 (CUCURBITACEAE) Microchloa indica (Linn.) P. Beauv. Ess. Agrost. 30 (POACEAE) Mitracarpus scaber Zucc. 48, 52, 57 (RUBIACEAE)

Mitragyna inermis (Willd.) O. Kze. 48, 52, 57, 58, 78,

Annexe 3, 4, 5, 6 (RUBIACEAE)

Nauclea latifolia Sm. 52, 58, 89 (RUBIACEAE)

Nicotiana tabacum L inn. 85 (SOLANACEAE)

Ocimum americanum Linn. 84, 85 (LAMIACEAE)

Oncoba spinosa Frorsk. Annexe 6 (FLACOURTIACEA E) Oryza sativa Linn. 29 (POACEAE)

Parinari curatellifolia Planch. ex Benth. 52 , 58, Annexe 3 (CHRYSOBALANACEAE) Parkia biglobosa (Jacq.) Benth. 29, 48, 51, 53, 57, 58, 67, 70, 78, 84, 85, 86, Annexe 3, 4, 5, 6 (MIMOSACEAE)

Pennisetum glaucum (Linn.) R. Br. 29, 48, 52, 57, 58, 73, 78, 86, 89, 90, Annexe 3, 4, 5 (POACEAE)

Pennisetum pedicellatum Trin. 52 (POACEAE)

Pennisetum polystachion (Linn.) Schult. 52 (POACEAE) Phyllanthus reticulatus Poir. 47, 57 (EUPHORBIACEAE)

Piliostigma reticulatum (DC.) Hochst. 46, 57, 84, Annexe 3, 6 (CAESALPINIACEAE) Piliostigma thonningii (Schum.) Milne-Redhead 46, 50, 57, 58, 67, 76, 78, 84, 96, Annexe 3, 4, 5, 6 (CAESALPINIACEAE)

Prosopis africana (Guill. & Perr.) Taub. Annexe 6 (MIMOSACEAE)

Pseudocedrela kotschyi (Schweinf.) Harms 51 , 58, 67, Annexe 3, 6 (MELIACEAE) Psidium guajava Linn. 48, 57, 78, Annexe 3, 4, 5, 6 (MYRTACEAE)

Pteleopsis suberosa Engl. & Diels. 30, Annexe 6 (COMBRETACEAE) Pterocarpus erinaceus Poir. 51, 58, 67, 70, Annexe 6 (FABACEAE) Saba sengalensis (A. DC.) Pichon 50, 58, Annexe 6 (APOCYNACEAE)

Schizachyrium sanguineum (Retz.) Alston Suppl. Fl. Ceylon 3 0 (POACEAE) Schoenefeldia gracilis Kunth 29 (POACEAE)

Sclerocarya birrea (A. Rich.) Hochst. 46, 57, 67, 70, 78, 96, Annexe 3, 4, 5, 6 (ANACARDIACEAE)

Securidaca longepedunculata Fres. 84, 85, 90, Annexe 6 (POLYGALACEAE)

Securinega virosa (Roxb. ex Willd.) Baill. 47, 51, 57, 58,

Annexe 3, 4, 5, 6 (EUPHORBIACEAE)

Sesbania pachycarpa DC. 47, 57 (FABACEAE)

Sida acuta Burm. 47, 51, 57, 58 (MALVACEAE)

Sida alba Linn. 47, 51, 57, 58 (MALVACEAE)

Sida cordifolia Linn. 29 (MALVACEAE)

Sida rhombifolia Linn. 51, 58 (MALVACEAE)

Solanum aethiopicum Linn. 85 (SOLANACEAE)

Solanum melongena Linn. 29 (SOLANACEAE)

Sorghum bicolor (Linn.) Moench. 29, 48, 52, 57, 58, 73 (POACEAE) Sporobolus pyramidalis P. Beauv. 80 (POACEAE)

Sterculia setigera Del. 52, Annexe 6 (STERCULIACEAE) Stereospermum kunthianum Cham. 46, 50, 57, 58, 78,

Annexe 3, 4, 5, 6 (BIGNONIACEAE)

Strychnos innocua Del. 89, Annexe 6 (LOGANIACEAE)

Strychnos spinosa Lam. Annexe 6 (LOGANIACEAE)

Tamarindus indica Linn. 29, 46, 50, 57, 58, Annexe 6 (CAESALPINIACEAE) Terminalia avicennioides Guill. & Perr. 30, 47, 51, 57, 58, 67, 77, 78, Annexe 3, 4, 5, 6 (COMBRETACEAE)

Terminalia laxiflora Engl. 51, 58, Annexe 6 (COMBRETACEAE)

Terminalia macroptera Guill. & Perr. 51, 58, Annexe 6 (COMBRETACEAE) Tridax procumbens Linn. 47, 51, 57, 58, Annexe 3 5 (ASTERACEAE) Triumfetta lepidota K. Schum. 49, 52, 57, 58, Annexe 3 (TILIACEAE) Vernonia pauciflora (Willd.) Less. 47, 51, 57, 58, Annexe 3 (ASTERACEAE) Vigna unguiculata (Linn.) Walp. 47, 51, 57 (FABACEAE)

Vitellaria paradoxa Gaertn. 29, 30, 48, 52, 57, 58, 67, 70, 78 , 84, 96, Annexe 3, 4, 5, 6 (SAPOTACEAE)

Vitex doniana Sweet 49, 52, 57, 58, 70, 78, Annexe 3, 4, 5, 6 (VERBENACEAE) Vitex simplicifolia Oliv. 52, Annexe 6 (VERBENACEAE)

Waltheria indica Linn. 49, 52, 57, 58, Annexe 3 (STERCULIACEAE) Wissadula amplissima (Linn.) R. E. Fries 47, 51 57 (MALVACEAE) Xeroderris stuhlmannii (Taub.) Men 51, 58, 70, Annexe 6 (FABACEAE) Ximenia americana Linn.48, 52, 57, 58, Annexe 3, 6 (OLACACEAE) Zea mays Linn. 29, 48, 52, 57, 58, 73 (POACEAE)

Ziziphus mauritiana Lam. 29, 48, 57, Annexe 3, 6 (RHAMNACEAE) Ziziphus mucronata Willd. 48, 52, 57, Annexe 3, 6 (RHAMNACEAE)

Annexe 8 : Planches photographiques

Ruches et ruchettes modernes installées sur support ou dans un arbre.

Fig. 1 : Ruche kenyane.

Fig. 2 : Ruche rectangulaire.

Fig. 3 : Ruche Dadant (ici corps de ruche sans sa hausse).

Fig. 4 : Ruchette utilisée pour capturer les essaims.

Planche IX

Ruchers apicoles (ensemble de plusieurs ruches)

Fig. 1 : Rucher couvert.

Fig. 2 : Rucher installé sous de gros arbres.

Planche X

Activités de butinage de l'abeille domestique Apis mellifera adansonii Lat.

Fig. 1 : Activité de récolte de nutriments sur Guiera senegalensis et sur Cochlospermum planchoni (en haut à gauche)

Fig. 2 : Activité de récolte de l'eau

Planche XI

Rayons de miels operculés prêts à être récoltés.

Fig. 1 : Cadre avec pointes d'une ruche rectangulaire.

Fig. 2 : Cadre trapézoïdal d'une ruche kenyane améliorée.

Fig. 3 : Barrette d'une ruche kenyane.

Fig. 4 : Cadre en section pour la production de miel en section.

Planche XII

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Opérations d'extraction et de conditionnement du miel

Fig. 1 : Désoperculation de cadres de miel operculés à l'aide d'une herse et d'un bac à désoperculer.

Fig. 2 : Extraction de miel. Ici un extracteur centrifuge (a) combiné à un bac à désoperculer (b) et un maturateur (c).

Fig. 3 : Miel extrait à l'extracteur et mis en pot ; observer la diffé rence de couleur due à leur origine végétale différente.

Fig. 4 : Miel traditionnel ; (a) miel provenant de vieux rayons, (b) miel provenant de nouveaux rayons. Observer les impuretés.

Planche XIII

Matériels apicoles

Fig. 1 : Tenue apicole

(a) : Chapeau avec voile ;

(b ) : Combinaison apicole ;

(c) : Paire de gants ;

(d) : Enfumoir ;

(e) : Paire de bottes ;

(f) : Brosse à abeilles, lève cadres et couteau.

Fig. 2 : Approvisionnement des abeilles en eau ; ici un canari posé sur un support.

Fig. 3 : autres matériels apicoles

(a) : Grille pour récolter la propolis ;

(b) : Cadre pour la production de miel en section ;

(c) : Grille à reine ;

(d) : Trappe pour la récolte du pollen.

Planche XIV

Quelques ennemis et leurs dégâts des abeilles

Fig. 1 : Scarabée noir (Aethina tumida Murray) ; se nourrit du pollen stocké dans les alvéoles.

Fig. 2 : Fourmi noire ; empêche la colonisation des ruches.

Fig. 3 : Dégâts de la fausse teigne (Galleria mellonela) ; très nocif surtout pour les faibles colonies.

Planche VI

Annexe 9 : Publicatio

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