WOW !! MUCH LOVE ! SO WORLD PEACE !
Fond bitcoin pour l'amélioration du site: 1memzGeKS7CB3ECNkzSn2qHwxU6NZoJ8o
  Dogecoin (tips/pourboires): DCLoo9Dd4qECqpMLurdgGnaoqbftj16Nvp


Home | Publier un mémoire | Une page au hasard

 > 

Influence du mode d'incubation sur le fitness et la qualité biochimique des larves de saumon atlantique (salmo salar) destinées au repeuplement dans le bassin mosan.

( Télécharger le fichier original )
par Bradford Emmanuel BAYARD
Université de Liège/Unamur - Master de spécialisation en Gestion des Ressources Aquatiques et Aquaculture 2016
  

précédent sommaire

Bitcoin is a swarm of cyber hornets serving the goddess of wisdom, feeding on the fire of truth, exponentially growing ever smarter, faster, and stronger behind a wall of encrypted energy

V. CONCLUSIONS ET PERSPECTIVES

Cette étude a montré que les conditions du milieu d'incubation du saumon Atlantique (rivières vs écloserie) affectent significativement le taux de survie et non la qualité des larves à l'émergence en termes de poids vif et qualité des lipides corporels. Elle a aussi montré que les modes d'incubation en écloserie pourraient jouer un rôle dans le développement des alevins destinés au repeuplement. Une incubation en écloserie sur substrat et avec une eau de bonne qualité, peut permettre d'avoir des larves à l'émergence de bonne qualité, quasi similaire à une incubation semi-naturelle en rivière. L'incubation dans le système tiroir alimenté avec l'eau de forage et dans les claies avec galets, ont permis d'avoir les plus grandes larves à l'émergence. Les longueurs et poids de ces larves sont très similaires à ceux trouvés en rivières après incubation semi-naturelle. L'adaptation aux conditions d'élevage au début de la phase post-émergence a confirmé la bonne qualité des larves issues des modalités du système tiroir alimenté en eau de forage en termes de survie. Mais cette supériorité n'a pas été confirmée en termes de capacité de croissance car aucune différence n'a été détectée entre les diverses conditions d'incubation testées en écloserie. De plus, la composition en acides gras chez les larves issues d'incubation tiroir en eau de forage n'est pas significativement meilleure comparativement à celle des larves issues d'incubation du même système mais alimenté en eau de rivière.

Les résultats de notre étude ne permettent donc pas d'affirmer de manière précise le mode d'incubation le plus adapté pour les programmes de repeuplement. Pour des juvéniles destinés au repeuplement, il serait préférable de faire plus d'analyses biochimiques sur les muscles, afin de mieux associer les résultats à certaines fonctions biologiques comme la capacité de nage et la réponse inflammatoire. Il serait intéressant également de tester le comportement anti-prédateur des alevins afin de mieux évaluer leur chance de survie en milieu naturel.

31

VI. REFERENCES

(c) FAO 2004-2017.

Programme d'Information sur les espèces aquatiques cultivées. Salmo salar. Programme d'Information sur les espèces aquatiques cultivées. Texte par Jones, M. Dans: Département des pêches et de l'aquaculture de la FAO [en ligne]. Rome. Mis à jour 1 Janvier 2004. [Cité le 14 Avril 2017]. http://www.fao.org/fishery/culturedspecies/Salmo_salar/fr

(c) FAO 2005-2017.

Programme d'Information sur les espèces aquatiques cultivées. Oncorhynchus mykiss. Programme d'Information sur les espèces aquatiques cultivées.Texte par Cowx, I. G. Dans: Département des pêches et de l'aquaculture de la FAO [en ligne]. Rome. Mis à jour 15 Juin 2005. [Cité le 14 August 2017]. http://www.fao.org/fishery/culturedspecies/Oncorhynchus_mykiss/fr

Ackman, R. G., & Takeuchi, T. (1986). Comparison of fatty acids and lipids of smolt in hatchery-fed and wild Atlantic salmon Salmo salar. Lipids, 21(2), 117-120.

Albokhadaim, I., Hammond, C. L., Ashton, C., Simbi, B. H., Bayol, S., Farrington, S., & Stickland, N. (2007). Larval programming of post-hatch muscle growth and activity in Atlantic salmon (Salmo salar). Journal of Experimental Biology, 210(10), 1735-1741.

Altukhov, Y. P., Salmenkova, E. A., & Omelchenko, V. T. (2008). Salmonid fishes: population biology, genetics and management. John Wiley & Sons. Atlantic salmon (Salmo salar). Evolution. 54:628-639.

Armstrong, J. D. 1997. Self-thinning in juvenile sea trout and other salmonid fishes revisited. Journal of Animal Ecology 66: 519-526

Armstrong, J. D., Kemp, P. S., Kennedy, G. J. A., Ladle, M., & Milner, N. J. (2003). Habitat requirements of Atlantic salmon and brown trout in rivers and streams. Fisheries research, 62(2), 143-170.

Arts, M. T., Ackman, R. G., & Holub, B. J. (2001). " Essential fatty acids" in aquatic ecosystems: a crucial link between diet and human health and evolution. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences, 58(1), 122-137.

Audic, M. (2006). Etude de la nutrition des saumons et contribution à la création d'une filière de production de saumons label rouge. Thèse de doctorat. Ecole Nationale Vétérinaire de TOULOUSE.

32

Bagheri, T., Hedayati, S. A., Yavari, V., Alizade, M., & Farzanfar, A. (2008). Growth, survival and gut microbial load of rainbow trout (Onchorhynchus mykiss) fry given diet supplemented with probiotic during the two months of first feeding. Turkish Journal of Fisheries and Aquatic Sciences, 8(1), 43-48.

Bamberger, A. (2009). Semi-natural incubation techniques for atlantic salmon, salmo salar: Opportunities and limitations for restocking. Aquaculture, 293(3-4), 221-230. doi:10.1016/j. Aquaculture. 2009.03.040

Bardonnet, A., & Baglinière, J. L. (2000). Fresh water habitat of Atlantic salmon (Salmo salar). Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences, 57(2), 497-506

Barnabé, G. 1991. Bases biologiques et écologiques de l'aquaculture. Coll. TEC & DOC. Lavoisier (ed). 489 p.

Beau, A. (2002). Contribution à l'étude de la restauration du saumon atlantique (Salmo salar Linné) dans le bassin de l'Adour.Thèse de doctorat. Université de Toulouse.

Bell, M. V., Henderson, R. J., & Sargent, J. R. (1986). The role of polyunsaturated fatty acids in fish. Comparative Biochemistry and Physiology Part B: Comparative Biochemistry, 83(4), 711719.

Berg, O. K., Arnekleiv, J. V., & Lohrmann, A. (2006). The influence of hydroelectric power generation on the body composition of juvenile Atlantic salmon. River research and Applications, 22(9), 993-1008.

Berg, O. K., Hendry, A. P., Svendsen, B., Bech, C., Arnekleiv, J. V., & Lohrmann, A. (2001). Maternal provisioning of offspring and the use of those resources during ontogeny: variation within and between Atlantic salmon families. Functional Ecology, 15(1), 13-23.

Bize, J., Grenet, B., & Maneglier, H. (1981). Le pouvoir épurateur du complexe alluvial en bordure de rivière. Techniques et Sciences Municipales-L'eau, 393-401.

Bligh, E. G., & Dyer, W. J. (1959). A rapid method of total lipid extraction and purification. Canadian journal of biochemistry and physiology, 37(8), 911-917.

Bley P.W. & Moring J.R. (1988). Freshwater and ocean survival of Atlantic salmon and steelhead: A synopsis, U.S. Fish and Wildlife Service, Biological Report, 88 (9), 22 p.

Boglione, C., Gagliardi, F., Scardi, M., & Cataudella, S. (2001). Skeletal descriptors and quality assessment in larvae and post-larvae of wild-caught and hatchery-reared gilthead sea bream (Sparus aurata L. 1758). Aquaculture, 192(1), 1-22.

33

Bourg, A. (1992). Effet filtre des berges et qualité des eaux pompées en nappe alluviale. Courants, 14, 14-19.

Bourre, J. M., Oaland, O., & Lea, T. B. (2006). Les teneurs en acides gras oméga-3 des saumons Atlantique sauvages (d'Écosse, Irlande et Norvège) comme références pour ceux d'élevage. Médecine et nutrition, 42(1), 36-49.

Burkhalter, D. E., & Kaya, C. M. (1977). Effects of prolonged exposure to ammonia on fertilized eggs and sac fry of rainbow trout (Salmo gairdneri). Transactions of the American Fisheries Society, 106(5), 470-475.

Cahu, C., Zambonino, J., Villeneuve, L., & Gisbert, E. (2004). Nutrition, développement et morphogenèse chez les larves de poisson. UMR 1067 Nutrition. Aquaculture et génomique. IFREMER Brest. Aquafilia, 2004, 6: 5-9

Cazeneuve, L., et Lascaux, J.M., (2008). Synthèse des capacités d'accueil en juvéniles et géniteurs de Saumon atlantique (Salmo salar L.) des cours d'eau du bassin de la Dordogne. 41 p. (Rapport MI.GA.DO. 19D-08-RT).

Chapman, D. W. (1988). Critical review of variables used to define effects of fines in redds of large salmonids. Transactions of the American Fisheries Society, 117(1), 1-21.

Chatain, B. (1994). Abnormal swimbladder development and lordosis in sea bass (Dicentrarchus labrax) and sea bream (Sparus auratus). Aquaculture, 119(4), 371-379.

Chérot F., Cammaerts R. et Richez S. (2008). Qualité biologique du réseau hydrographique wallon. Contrôle d'enquete. Rapport concernant la pollution du saumon du 11 juin 2008: analyse sur base de l'indicateur Macroinvertébrés, SPW : DGO Agriculture, Ressources naturelles et Environnement (DGARNE-SPW).

Chittenden, C. M., Biagi, C. A., Davidsen, J. G., Davidsen, A. G., Kondo, H., McKnight, A., & Zuehlke, B. (2010). Genetic versus rearing-environment effects on phenotype: hatchery and natural rearing effects on hatchery-and wild-born coho salmon. PLoS One, 5(8), e12261.

Clave, D., gracia, S., Sénamaud, J. C., & Guilhen, L. (2013). Restauration du saumon atlantique (salmo salar l.) sur le bassin de la Dordogne: production, alevinages et suivis, année 2012. (Rapport MI.GA.DO. 28-13-RT)

34

Cowey, C. B., Bell, J. G., Knox, D., Fraser, A., & Youngson, A. (1985). Lipids and lipid antioxidant systems in developing eggs of salmon (Salmo salar). Lipids, 20(9), 567-572.

Crisp, D. T. (1996). Environmental requirements of common riverine European salmonid fish species in fresh water with particular reference to physical and chemical aspects. Hydrobiologia, 323(3), 201-221.

Crisp, D. T. (1993). The environmental requirements of salmon and trout in fresh water. In Freshwater forum (Vol. 3, No. 3, pp. 176-202).

Cuinat R. (1971). Écologie et repeuplement des cours d'eau à truites (1ère partie). Bulletin français de pisciculture, (240), 71-106.

Czerniawski, R., Pilecka-Rapacz, M., Domagaa, J., & Krepski, T. (2010). Larval rearing of Atlantic salmon and sea trout using nauplii of Artemia salina. Sea, 99, 0-40.

Czesny, S., Rinchard, J., & Dabrowski, K. (2005). Intrapopulation variation in egg lipid and fatty acid composition and embryo viability in a naturally spawning walleye population from an inland reservoir. North American Journal of Fisheries Management, 25(1), 122-129

Descroix, A., Desvilettes, C., Bec, A., Martin, P., & Bourdier, G. (2010). Impact of macro invertebrate diet on growth and fatty acid profiles of restocked Atlantic salmon ( Salmo salar ) parr from a large European river (the Allier). Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences, 67(4), 659-672

Doussan, C., Ledoux, E., Poitevin, G., & Detay, M. (1995). Transferts rivière-nappe et effet filtre des berges. Application aux transferts de l'azote. La Houille Blanche, (8), 16-21.

Dumas J., Darolles V. (1999). Caractéristiques environnementales et survie embryo larvaire du Saumon atlantique, Salmo salar L., dans un cours d'eau du piémont pyrénéen, la Nivelle (France), Cybium, 23 (1) suppl., 29-44.

Dumas, J., & Marty, S. (2006). A new method to evaluate egg-to-fry survival in salmonids, trials with Atlantic salmon. Journal of Fish Biology, 68(1), 284-304.

Dumas, J., Olaïzola, M., & Barrière, L. (2007). Survie embryonnaire du saumon Atlantique (Salmo salar L.) dans un cours d'eau du sud de son aire de répartition, la Nivelle. Bulletin Français de la Pêche et de la Pisciculture, (384), 39-60.

35

Durville, P., P. Bosc, R. Galzin and C. Conand (2003). Aptitude à l'élevage des post-larves de poissons coralliens. Bulletin de la CPS, 11: 21-30

Einum, S., & Fleming, I. A. (2000). Selection against late emergence and small offspring in Atlantic salmon (Salmo salar). Evolution, 54(2), 628-639.

Einum, S., Thorstad, E. B., & Næsje, T. F. (2002). Growth rate correlations across life-stages in female Atlantic salmon. Journal of Fish Biology, 60(3), 780-784.

Elskus, A. A., Collier, T. K., & Monosson, E. (2005). Interactions between lipids and persistent organic pollutants in fish. Biochemistry and molecular biology of fishes, 6, 119-152

Fishelson, L. (1995). Comparative morphology and cytology of the olfactory organs in moray eels with remarks on their foraging behaviour. Anat. Rec. 243: 403-412.

Fjelldal, P. G., Glover, K. A., Skaala, Ø., Imsland, A., & Hansen, T. J. (2009).Vertebral body mineralization and deformities in cultured Atlantic salmon (Salmo salar L.): effects of genetics and off-season smolt production. Aquaculture, 296(1), 36-44.

Gaignon, J. L., & Prouzet, P. (1982). Élevage du saumon atlantique (Salmo salar) en écloserie: essai d'utilisation de substrats durant la résorption vitelline. Bulletin Français de Pisciculture, (287), 1-5.

Garcia de Leaniz, C., Fleming, I. A., Einum, S., Verspoor, E., Jordan, W. C., Consuegra, S.,& Webb, J. H. (2007). A critical review of adaptive genetic variation in Atlantic salmon: implications for conservation. Biological Reviews, 82(2), 173-211.

Gatesoupe J., Zambonino-Infante J.-L, Cahu, C., & Bergot P (1999). Ontogenèse, développement et physiologie chez les larves de poissons in nutrition et alimentation des poissons (Editions INRA). http://archimer.ifremer.fr/doc/00086/19713/

Gibson, R. J. (1993).The Atlantic salmon in fresh water: spawning, rearing and production. Reviews in Fish Biology and Fisheries, 3(1), 39-73.

Gjerde, B., Pante, M. J. R., & Baeverfjord, G. (2005). Genetic variation for a vertebral deformity in Atlantic salmon (Salmo salar). Aquaculture, 244(1), 77-87.

Greig S.M., Sear D.A., Smallman D & Carling P.A. (2005). Impact of clay particles on the cutaneous exchange of oxygen across the chorion of Atlantic salmon eggs, Journal of Fish Biology, 66, 1681-1691.

Jonsson, B., Jonsson, N., & Hansen, L. P. (2003). Atlantic salmon straying from the River Imsa. Journal of Fish Biology, 62(3), 641-657.

36

Guergazi, S., & Achour, S. (2005). Caractéristiques physico-chimiques des eaux d'alimentation de la ville de Biskra. Pratique de la chloration. Larhyss Journal, 4, 119-127.

Guerrin, F., & Dumas, J. (2001). Knowledge representation and qualitative simulation of salmon redd functioning. Part I: qualitative modeling and simulation. Biosystems, 59(2), 75-84.

Gueguen, J. C., & Prouzet, P. (Eds.). (1994). Le saumon atlantique: biologie et gestion de la ressource. Editions Quae.

Hansen, T., & Torrissen, K. R. (1984). Artificial hatching substrate and different time of transfer to start feeding: effect on growth and protease activities of the Atlantic salmon (salmo salar). ICES, Coun. Meet. 1984 (F:22).

Hansen, T., Christiansen, R., Nortvedt, R., Stefansson, S., & Taranger, G. L. (1990). Artificial hatching substrates improve growth and yolk absorption of salmonids. Canadian Technical Report of Fisheries and Aquatic Sciences, 1761, 69-75.

Heggberget, T. G., & Wallace, J. C. (1984). Incubation of the Eggs of Atlantic Salmon, Salmo salar, at low temperatures. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences, 41, 2, 389-391.

Heggenes, J., and T. Traaen. 1988. Downstream migration and critical water velocities in stream channels for fry of four salmonid species. Journal of Fish Biology 32: 717-727.

Heinimaa, S., & Heinimaa, P. (2004). Effect of the female size on egg quality and fecundity of the wild Atlantic salmon in the sub-arctic River Teno. Boreal Environment Research, 9(1), 55-62.

Henderson, R. J., & Tocher, D. R. (1987). The lipid composition and biochemistry of freshwater fish. Progress in lipid research, 26(4), 281-347.

Jobling M., Jorgensen E.H., Christiansen J.S., Arnesen A.M., Palsson J.O. (1992). Investigation of growth requirements and aquaculture potential of Arctic charr (Salvelinus alpinus). Aquaculture of Arctic charr and brown trout. In S. Adalsteinsson Ed., Reykjavik, sous presse.

Jonsson, B., & Jonsson, N. (2006). Cultured Atlantic salmon in nature: a review of their ecology and interaction with wild fish. ICES Journal of Marine Science: Journal du Conseil, 63(7), 11621181.

Louhi, P., Mäki-Petäys, A., & Erkinaro, J. (2008). Spawning habitat of Atlantic salmon and brown trout: general criteria and intra gravel factors. River Research and Applications, 24(3), 330-339.

37

Julien, H. P., & Bergeron, N. E. (2006). Effect of fine sediment infiltration during the incubation period on Atlantic salmon (Salmo salar) embryo survival. Hydrobiologia, 563(1), 61-71.

Jungwirth M., Winkler H.(1984). The temperature dependence of embryonic development of grayling (Thymallus thymallus), Danube salmon (Hucho hucho), Arctic charr (Salvelinus alpinus) and brown trout (Salmo trutta fario). Aquaculture, 38, 315-327

Kallio-Nyberg, I., Romakkaniemi, A., Jokikokko, E., Saloniemi, I., & Jutila, E. (2015). Differences between wild and reared Salmo salar stocks of two northern Baltic Sea rivers. Fisheries Research, 165, 85-95.

Kane, T. R. (1988). Relationship of temperature and time of initial feeding of Atlantic salmon. The Progressive Fish-Culturist, 50(2), 93-97.

Kirkland, D. (2012). A review of factors influencing artificial salmonid incubation success and a spate river-specific incubator design. Fisheries Management and Ecology, 19(1), 1-9.

Krieg, F., Guyomard, R., Maisse, G., & Chevassus, B. (1988). Influence du substrat et du génotype sur la croissance et la survie au cours de la résorption vitelline chez la truite commune (Salmo trutta L.). Bulletin Français de la Pêche et de la Pisciculture, (311), 126-133.

Laffineur, B., (1982). Interprétations des résultats et analyses physico-chimiques et biologiques d'une rivière ardennaise, l'Aisne (influence des camplings). Mémoire d'Agronomie, faculté agronomique de Gembloux

Lapointe, M. F., Bergeron, N. E., Bérubé, F., Pouliot, M. A., & Johnston, P. (2004). Interactive effects of substrates and silt contents, redd-scale hydraulic gradients, and interstitial velocities on egg-to-emergence survival of Atlantic salmon (Salmo salar). Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences, 61(12), 2271-2277.

Larsson, S., Linnansaari, T., Vatanen, S., Serrano, I., & Haikonen, A. (2011).Feeding of wild and hatchery reared Atlantic salmon (Salmo salar L.) smolts during downstream migration. Environmental Biology of Fishes, 92(3), 361-369.

Lenders, H. J. R., Chamuleau, T. P. M., Hendriks, A. J., Lauwerier, R. C. G. M., Leuven, R. S. E. W., & Verberk, W. C. E. P. (2016). Historicalrise of water power initiated the collapse of salmon stocks. Scientific Reports, 6.

38

Lubzens, E., Young, G., Bobe, J., & Cerdà, J. (2010). Oogenesis in teleosts: how fish eggs are formed. General and Comparative Endocrinology, 165(3), 367-389.

MacCrimmon, H. R., & Gots, B. L. (1986). Laboratory observations on emergent patterns of juvenile Atlantic salmon, Salmo salar, relative to sediment loadings of test substrate. Canadian journal of zoology, 64(6), 1331-1336.

Macqueen, D. J., Robb, D. H., Olsen, T., Melstveit, L., Paxton, C. G., & Johnston, I. A. (2008). Temperature until the `eyed stage'of embryogenesis programmes the growth trajectory and muscle phenotype of adult Atlantic salmon. Biology Letters, 4(3), 294-298.

Massa, F. (2000). Sédiments, physico-chimie du compartiment interstitiel et développement embryo-larvaire de la truite commune (Salmo trutta): Etude en milieu naturel anthropisé et en conditions contrôlées (Doctoral dissertation, INAPG).

Matschak, T. W., Stickland, N. C., Mason, P. S., &Crook, A. R. (1997). Oxygen availability and temperature affect embryonic muscle development in Atlantic salmon (Salmo salar L.). Differentiation, 61(4), 229-235

McCormick, S. D., Shrimpton, J. M., Carey, J. B., O'dea, M. F., Sloan, K. E., Moriyama, S., & Björnsson, B. T. (1998). Repeated acute stress reduces growth rate of Atlantic salmon parr and alters plasma levels of growth hormone, insulin-like growth factor I and cortisol. Aquaculture, 168(1), 221-235.

Médale, F., Lefèvre, F., & Corraze, G. (2003). Qualité nutritionnelle et diététique des poissons. Cahiers de Nutrition et de Diététique, 38, 37-44.

Mellinger, J. (1995). Les réserves lipidiques de l'oeuf des poissons. Annee Biologique, 34(2), 6390.

Murray, C. B., & Beacham, T. D. (1986). Effect of incubation density and substrate on the development of chum salmon eggs and alevins. The Progressive Fish-Culturist, 48(4), 242-249.

Murzina, S. A., Nefedova, Z. A., Pekkoeva, S. N., Veselov, A. E., Efremov, D. A., & Nemova, N. N. (2016). Age-Specific Lipid and Fatty Acid Profiles of Atlantic Salmon Juveniles in the Varzuga River. International journal of molecular sciences, 17(7), 1050.

Nislow, K. H., Folt C. L., and Parrish D. L. (2000). Spatially explicit bioenergetic analysis of habitat quality for age-0 Atlantic salmon. Transactions of the American Fisheries Society 129: 1067-1081.

Prevost, E., & Rivot, E. (2004). Aide à la décision pour la gestion des populations naturelles de saumon Atlantique (Salmo salar). INRA-CIRAD. Rapport.

39

O'Connor W.C.K., Andrew T.E. (1998). The effects of siltation on Atlantic salmon, Salmo salar L., embryos in the River Bush, Fisheries Management and Ecology, 5, 393-401.

Okland, F., Jonsson, B., Jensen, A. J., & Hansen, L. P. (1993). Is there a threshold size regulating seaward migration of brown trout and Atlantic salmon? Journal of Fish Biology, 42(4), 541-550.

Ottaway, E. M., & Forrest D. R. (1983). The influence of water velocity on the downstream movement of alevins and fry of brown trout. Journal of Fish Biology 19: 135-145

.

Pauwels S.J. & Haines T.A. (1994). Survival, hatching, and emergence success of Atlantic Salmon eggs planted in three Maine streams, North American Journal of Fisheries Management, 14, 125130.

Peng, J., Larondelle, Y., Pham, D., Ackman, R. G., & Rollin, X. (2003). Polyunsaturated fatty acid profiles of whole body phospholipids and triacylglycerols in anadromous and landlocked Atlantic salmon (Salmo salar L.) fry. Comparative Biochemistry and Physiology Part B: Biochemistry and Molecular Biology, 134(2), 335-348.

Pepper, V. A. (1984). Deep-substrate incubators: a field guide for Atlantic salmon enhancement (Vol. 71). Dept. of Fisheries and Oceans.

Peterson, R. H., & Martin-Robichaud, D. J. (1995). Yolk utilization by Atlantic salmon (Salmo salar L.) alevins in response to temperature and substrate. Aquacultural Engineering, 14(1), 85-99.

Peterson, R. H., Spinney, H. C. E., &Sreedharan, A. (1977). Development of Atlantic salmon (Salmo salar) eggs and alevins under varied temperature regimes. Journal of the Fisheries Board of Canada, 34(1), 31-43.

Phillipart, J. C. P. (1989). Ecologie des populations de poissons et caractéristiques physiques et chimiques des rivières dans le bassin de la Meuse belge. Bulletin de la Société Géographique de Liège, 25, 175-198.

Poon, D.C. (1977). Quality of salmon fry from gravel incubators. Ph.D. Thesis, Oregon State University, Corvallis, OR., 253 p.

Porcher, J. P., & Bagliniere, J. L. (2001). Le Saumon atlantique. Atlas des poisons d'eau douce de France, 240-243.

Sutterby, R. & Greenhalgh, M. (2005). Atlantic salmon: an illustrated natural history. Shropshire: Merlin Unwin Books.

40

Rossignol, O. (2011).Ontogénie des capacités physiologiques du saumon atlantique (Salmo salar L.): héritabilité et tactique de reproduction (Doctoral dissertation, Université Laval).

Rowe, D. K., Thorpe, J. E., & Shanks, A. M. (1991). Role of fat stores in the maturation of male Atlantic salmon (Salmo salar) parr. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences, 48(3), 405-413.

Rubin J.-F. (1995). Estimating the success of natural spawning of salmonids in streams. Journal of Fish Biology, 46, 603-622.

Saltveit, S. J., & Brabrand, Å. (2013). Incubation, hatching and survival of eggs of Atlantic salmon (Salmo salar) in spawning redds influenced by groundwater. Limnologica-Ecology and Management of Inland Waters, 43(5), 325-331.

Sear, D. A., Jones, J. I., Collins, A. L., Hulin, A., Burke, N., Bateman, S., & Naden, P. S. (2016). Does fine sediment source as well as quantity affect salmonid embryo mortality and development? Science of the Total Environment, 541, 957-968.

Selly, S. L. C., Hickey, J., & Stevens, J. R. (2014). A tale of two hatcheries: Assessing bias in the hatchery process for Atlantic salmon (Salmo salar L.). Aquaculture, 434, 254-263.

Serrano, I., Rivinoja, P., Karlsson, L., & Larsson, S. (2009). Riverine and early marine survival of stocked salmon smolts, Salmo salar L., descending the Testebo River, Sweden. Fisheries Management and Ecology, 16(5), 386-394

Silverstein, J. T., Shearer, K. D., Dickhoff, W. W., & Plisetskaya, E. M. (1999). Regulation of nutrient intake and energy balance in salmon. Aquaculture, 177(1), 161-169.

Solberg, M. F., Zhang, Z., & Glover, K. A. (2015). Are farmed salmon more prone to risk than wild salmon? Susceptibility of juvenile farm, hybrid and wild Atlantic salmon Salmo salar L. to an artificial predator. Applied Animal Behaviour Science, 162, 67-80

Sontheimer, H. (1980). Experience with river bank filtration along the Rhine River. Journal American Water Works Association, 386-390

Stoknes, I. S., Økland, H. M., Falch, E., & Synnes, M. (2004). Fatty acid and lipid class composition in eyes and brain from teleosts and elasmobranchs. Comparative Biochemistry and Physiology Part B: Biochemistry and Molecular Biology, 138(2), 183-191.

41

Thorstad, E. B., Whoriskey, F., Rikardsen, A. H., & Aarestrup, K. (2011). Aquatic nomads: the life and migrations of the Atlantic salmon. Atlantic salmon ecology, 1, 6.

Tkilbrei, O. T., & Holm, M. (1998). Effects of long-term exercise on survival, homing and straying of released Atlantic salmon smolts. Journal of Fish Biology, 52(5), 1083-1086.

Vallée, C. (2004). Sélection des sites de fraye chez l'omble de fontaine Salvelinus fontinalis (Mitchill) et succès reproducteur associé dans deux rivières naturelles (Doctoral dissertation, Université du Québec à Trois-Rivières).

Vaz-Serrano, J., Ruiz-Gomez, M. L., Gjøen, H. M., Skov, P. V., Huntingford, F. A., Øverli, Ø., & Höglund, E. (2011). Consistent boldness behaviour in early emerging fry of domesticated Atlantic salmon (Salmo salar): decoupling of behavioural and physiological traits of the proactive stress coping style. Physiology & behavior, 103(3), 359-364.

Vibert, R. (1959). Dispositif vertical d'incubation en masse. Bulletin Français de Pisciculture, (192), 104-115.

Webographie 1: http://www.petitecamarguealsacienne.com/fr/la-pisciculture/activite-piscicole.html,

consulté le 6/13/2017

Webographie 2: http://www.aquamerik.com/catalogue/produits.cgi?category=incubation_tapisastroturf, consulté le 7/8/2017

Wiegand, M.D., Kitchen, C. & Hataley, J.M. (1991) Incorporation of yolk fatty acids into body lipids of goldfish (Carassius auratus L.) larvae raised at two different temperatures. Fish Physiol. Biochem. 9, 199-213

Wiegand, M. D. (1996). Composition, accumulation and utilization of yolk lipids in teleostfish. Reviews in Fish Biology and Fisheries, 6(3), 259-286.

Annexe 1

Paramètres physico-chimiques

II

Concentration en oxygène dissous, turbidité, température et pH dans la

rivière Aisne

20

15

10

5

0

Oxygene dissous (mg/l) Turbidité (FAU) Température (°C) pH

conductivité -Rivière Aisne

150

125

100

75

50

25

0

conductivité (uS/cm)

23 Fev

27 Fev

3 Mars

7 Mars

10 Mars

14 Mars

17 Mars

23 Mars

27 Mars

31 Mars

4 Avril

10

Avril

19

Avril

14

Avril

Concentration en oxygène dissous, turbidité, température et pH dans la
rivière Samson

20

15

10

5

0

Oxygene dissous (mg/l) Turbidité (FAU) Température (°C) pH

Figure 1: Paramètres physico-chimiques enregistrés dans les rivières

conductivité -Rivière Samson

600 500 400 300 200 100

0

 

conductivité (uS/cm

Figure 2: paramètres physico-chimiques enregistrés dans les rivières (suite)

Suivi de température, oxygène dissous, pH et de turbidité: conditions Claies et tiroir à eau de rivière

18 16 14 12 10 8 6 4 2 0

 

Température (°C) oxygène (mg/l) pH

Turbidité (FAU)

23 fev

27 fev

3
mars

7 mars

10 mars

14 mars

17 mars

23 mars

27 mars

31 mars

4 avril

10

avril

14

avril

Suivi de température, oxygène dissous, pH et de turbidité: conditions tiroir à eau de forage

14 12 10 8 6 4 2 0

 

Température (°C) oxygène (mg/l) pH

23 fev

27 fev

3
mars

7 mars

10 mars

14 mars

17 mars

23 mars

27 mars

31 mars

4 avril

10

avril

14

avril

Figure 3 : Paramètres physico-chimiques enregistrés en écloserie

IV

vitesse du courant (m/s)-Rivière Aisne

m/s

1,20 1,00 0,80 0,60 0,40 0,20 0,00

 
 
 
 
 

Radier 1
Radier 2
Radier 3

22 Fev24 Fev27 Fev2 Mars6 Mars8 Mars11 Mars14 Mars17 Mars20 Mars23 Mars28 Mars31 Mars3 Avril7 Avril

Hauteur d'eau (cm)-Rivière Aisne

cm

50 40 30 20 10

0

 
 
 
 

Radier 1
Radier 2
Radier 3

17
Mars

3 Avril

28
Mars

23
Mars

20
Mars

31
Mars

2 Mars 6 Mars 8 Mars 11 14

Mars Mars

Figure 4 : Vitesse courant et hauteur d'eau enregistrées dans la rivière Aisne

V

m/s

1,20

1,00

0,80

0,60

0,40

0,20

0,00

Radier 1
Radier 2
Radier 3

50

40

30

20

10

0

Radier 1
Radier 2
Radier 3

vitesse du courant (m/s)-Rivière Aisne

22 Fev24 Fev27 Fev2 Mars6 Mars8 Mars11 Mars14 Mars17 Mars20 Mars23 Mars28 Mars31 Mars3 Avril7 Avril

Hauteur d'eau (cm)-Rivière Aisne

cm

2 Mars 6 Mars 8 Mars 11 14

Mars Mars

Figure 5 : Vitesse courant et hauteur d'eau enregistrées dans la rivière Aisne

17
Mars

3 Avril

23
Mars

31
Mars

28
Mars

20
Mars

vitesse du courant (m/s)-Rivière Samson

Radier 1
Radier 2
Radier 3

31
Mars

23
Mars

27
Mars

14

19

Avril

Avril

4 Avril 10

Avril

23 Fev 27 Fev 3 Mars 7 Mars 14 17

Mars Mars

70

cm

60

Hauteur d'eau (cm)-Rivière Samson

50

Radier 1
Radier 2
Radier 3

4 avril 10

avril

0

19

14

avril

avril

40

30

20

10

23 fev 27 fev 3 mars 7 mars 14 17

31 mars

27 mars

23

mars mars mars

Figure 6 : Vitesse courant et hauteur d'eau enregistrées dans la rivière Samson

1,5

(m/s)

1,0

0,5

0,0

Annexe 2

Tests statistiques ( ANOVA)

VII

A) SURVIE A L'EMERGENCE

Test de Hartley : homogénéité des variances (P=0,95)
S : Samson ; A : Aisne

 

Radier 1-S

Radier 2-S

Radier 3-S

Radier 1-

A

Radier 2-A

Radier 3-A

 

32.7

43.3

56.0

8.7

44.7

44.7

 

6.0

0.0

57.3

0.0

40.0

42.7

 

28.7

50.7

36.7

6.0

20.0

31.3

 

19.3

47.3

28.0

50.7

4.0

2.7

moy

21.7

35.3

44.5

16.4

27.2

30.4

var

140.2963

563.8519

210.1852

537.63

353.3892

374.6233

ni

4

 
 
 
 
 

dl

3

 
 
 
 
 

na

6

 
 
 
 
 

dl

5

 
 
 
 
 

H calculé

4.019007

 
 
 
 
 

H tabulé

62

 
 
 
 
 

Concl

Homogénéité var ok

 
 
 

Test d'ANOVA

 
 
 
 
 
 
 
 

SCE

dl

CM

Fobs

P-value

 

Total

8535.925

23

 
 
 
 

Fact

1995.998

5

399.1995

1.098726

0.395116

ns

Res

6539.928

18

363.3293

 
 
 

B) SURVIE POST-EMERGENCE

Test de Hartley : homogénéité des variances (P=0,95)

 

Tiroir eau rivière

Tiroir eau forage

Claie substrat

Claie vide

 

32.5925

59.4936

45.2915

16.6667

 

26.6666

73.4177

50.4273

1.3333

 

41.8518

83.1223

31.1965

20

MOYENNE

33.70363

72.0112

42.3051

12.66666667

VAR

58.57354

141.0625

99.14485588

99.11162222

ni

3

 
 
 

dl

2

 
 
 

na

4

 
 
 

dl

3

 
 
 

H calculé

2.408298

 
 
 

H tabulé

142

 
 
 

conclusion: Htab>Hcal, homogéneité des variances ok

VIII

Test d'ANOVA

 
 
 
 
 
 
 
 

SCE

dl

CM

Fobs

P-value

 

Total

6245,789

11

 
 
 
 

Fact

5450,004

3

1816,6679

18,2629

0,000615

sss

Res

795,7851

8

99,4731

 
 
 

C) POIDS A L'EMERGENCE

Test de Hartley : homogénéité des variances (P=0,95)

 

Samson

Aisne

Tiroir+eau de rivière

Tiroir+eau de forage

Claie+
substrat

Claie sans substrat

MOYENNE

142.3519

139.8704

128.1296

137.9259

138.1296296

107.3704

VAR

254.6852

195.8131

175.7753

134.6359

146.3413697

173.181

ni

54

 
 
 
 
 

dl

53

 
 
 
 
 

na

6

 
 
 
 
 

dl

5

 
 
 
 
 

Hcal

1.891659

 
 
 
 
 

Htab

2.11

 
 
 
 
 

conclusion: Htab>Hcal, homogeneite des variances ok

Test d'ANOVA

 
 
 
 
 
 
 
 

SCE

dl

CM

Fobs

P-value

 

Total

103857,6

323

 
 
 
 

Fact

46594,67

5

9318,933

57,7516

3,6E-39

sss

Res

57262,89

318

180,072

 
 
 

D) LONGUEUR A L'EMERGENCE

Test de Hartley : homogénéité des variances (P=0,95)

 

Samson

Aisne

Tiroir+eau de rivière

Tiroir+eau de forage

Claie+
substrat

Claie sans
substrat

MOYENNE

26.66667

27.57407

25.81481

27.22222

27.31481

26.24074074

VAR

 

0.867925

0.664221

0.719776

0.591195

0.521663

0.752271139

ni

54

 
 
 
 
 
 

dl

53

 
 
 
 
 
 

na

6

 
 
 
 
 
 

dl

5

 
 
 
 
 
 

Hcal

1.663764

 
 
 
 
 
 

Htab

2.11

 
 
 
 
 

conclusion: Htab>Hcal, homogéneité des variances ok

IX

Test d'ANOVA

 
 
 
 
 
 
 
 

SCE

dl

CM

Fobs

P-value

 

Total

344,75

323

 
 
 
 

Fact

126,54

5

25,3092

36,8845

8,98E-30

sss

Res

218,20

318

0,6861

 
 
 

E) TAUX DE CROISSANCE SPECIFIQUE (SGR)

Test de Hartley : homogénéité des variances (P=0,95)

 

Tiroir eau
rivière

Tiroir eau
forage

Claie substrat

Claie vide

 

4.33

4.37

4.90

4.24

 

3.69

4.15

4.19

5.60

 

4.14

4.37

4.15

5.75

MOYENNE

4.1

4.3

4.4

5.2

VAR

0.11

0.02

0.18

0.69

ni

3.00

 
 
 

dl

2.00

 
 
 

na

4.00

 
 
 

dl

3.00

 
 
 

H calculé

42.10

 
 
 

H tabulé

142.00

 
 
 

conclusion: Htab>Hcal, homogéneité des variances ok

Test d'ANOVA

 
 
 
 
 
 
 
 

SCE

dl

CM

Fobs

P-value

 

Total

4.18

11.00

 
 
 
 

Fact

2.10

3.00

0.70

 
 
 

Res

11.02

8.00

1.38

0.51

0.69

ns

X

F) Lipides totaux

Test de Hartley : homogénéité des variances (P=0,95)

 

Claie+
substrat

Claie sans
substrat

Samson

Aisne

Tiroir+eau de rivière

Tiroir+eau de forage

MOYENNE

171.7

192.7

184.1

185.3

210.2

193.5

VAR

179.93719

148.67173

327.850052

64.895099

160.87075

233.18772

Max var

327.850052

 
 
 
 
 

Min Var

64.895099

 
 
 
 
 

ni

6

 
 
 
 
 

dl

5

 
 
 
 
 

na

6

 
 
 
 
 

dl

5

 
 
 
 
 

Hcal

5,05

 
 
 
 
 

Htab

18,7

 
 
 
 
 

conclusion: Htab>Hcal, homogeneite des variances ok

Test d'ANOVA

 
 
 
 
 
 
 
 

SCE

dl

CM

Fobs

P-value

 

Total

10496

35

 
 
 
 

Fact

4918.94

5

983.7881

5.291969

0.001333

sss

Res

5577.063

30

185.9021

 
 
 

G) LIPIDES NEUTRES

Test de Hartley : homogénéité des variances (P=0,95)

 

Claie+
substrat

 

Claie sans
substrat

Samson

Aisne

Tiroir+eau de rivière

Tiroir+eau de forage

MOYENNE

65.3

 

77.4

73.5

77.9

91.9

78.0

VAR

73.0

 

37.3

133.2

25.7

70.3

71.0

ni

6

 
 
 
 
 
 

dl

5

 
 
 
 
 
 

na

6

 
 
 
 
 
 

dl

5

 
 
 
 
 
 

Hcal

5,12

 
 
 
 
 
 

Htab

18,7

 
 
 
 
 
 
 

conclusion: Htab>Hcal, homogeneite des variances ok

Test d'ANOVA

 

SCE

dl

CM

Fobs

P-value

 

Total

4284.344

35

 
 
 
 

Fact

2231.955

5

446.391

6.524948

0.000324

sss

Res

2052.389

30

68.41297

 
 
 

XI

H) LIPIDES NEUTRES

1) 0 :4 (n-6)

Test de Hartley : homogénéité des variances (P=0,95)

 

Claie+
substrat

Claie sans
substrat

Samson

Aisne

Tiroir+eau de rivière

Tiroir+eau de forage

MOYENNE

0.91

0.94

0.99

1.00

1.16

1.05

VAR

0.012016147

0.0045755

0.012825

0.007217

0.0100001

0.0060396

ni

6

 
 
 
 
 
 

dl

5

 
 
 
 
 
 

na

6

 
 
 
 
 
 

dl

5

 
 
 
 
 
 

Hcal

2,8

 
 
 
 
 
 

Htab

18,7

 
 
 
 
 
 
 

conclusion: Htab>Hcal, homogeneite des variances ok

Test d'ANOVA

 
 
 
 
 
 
 
 

SCE

dl

CM

Fobs

P-value

 

Total

0.502637

35

 
 
 
 

Fact

2.39E-01

5

4.79E-02

5.5

0.001102776

sss

Res

0.263367

30

0.008778884

 
 
 

2) 0 : 5(n-3)

Test de Hartley : homogénéité des variances (P=0,95)

 

Claie+ substrat

Claie sans
substrat

Samson

Aisne

Tiroir+eau de rivière

Tiroir+eau de forage

MOYENNE

4.80

5.17

5.59

5.62

7.17

5.86

VAR

0.388915415

0.3360789

0.7198171

0.4018814

0.4923698

0.2245573

ni

6

 
 
 
 
 
 

dl

5

 
 
 
 
 
 

na

6

 
 
 
 
 
 

dl

5

 
 
 
 
 
 

Hcal

3,21

 
 
 
 
 
 

Htab

18,7

 
 
 
 
 
 
 

conclusion: Htab>Hcal, homogeneite des variances ok

Test d'ANOVA

 
 
 
 
 
 
 
 

SCE

dl

CM

Fobs

P-value

 

Total

32.53443

35

 
 
 
 

Fact

1.97E+01

5

3.94E+00

9.23E+00

2.11159E-05

sss

Res

12.8181

30

0.427270003

 
 
 

XII

3) 2 : 6(n-3)

Test de Hartley : homogénéité des variances (P=0,95)

 

Claie+ substrat

Claie sans
substrat

Samson

Aisne

Tiroir+eau de rivière

Tiroir+eau de forage

MOYENNE

9.23

10.03

11.08

10.51

13.39

11.36

VAR

1.149657682

0.89099

2.7933286

1.4603948

1.8791131

1.1745631

ni

6

 
 
 
 
 
 

dl

5

 
 
 
 
 
 

na

6

 
 
 
 
 
 

dl

5

 
 
 
 
 
 

Hcal

3,14

 
 
 
 
 
 

Htab

18,7

 
 
 
 
 
 
 

conclusion: Htab>Hcal, homogénéité des variances ok

Test d'ANOVA

 
 
 
 
 
 
 
 

SCE

dl

CM

Fobs

P-value

 

Total

107.5414

35

 
 
 
 

Fact

6.08E+01

5

1.22E+01

7.80E+00

8.38721E-05

sss

Res

46.74024

30

1.558007866

 
 
 

I) PHOSPHOLIPIDES

1) 0 : 4(n-6)

Test de Hartley : homogénéité des variances (P=0,95)

 

Claie+ substrat

Claie sans
substrat

Samson

Aisne

Tiroir+eau de
rivière

Tiroir+eau de forage

MOYENNE

1.00

1.20

1.02

0.94

1.05

1.07

VAR

0.005449255

0.0077767

0.0006017

0.0015465

0.004042

0.0010481

ni

6

 
 
 
 
 
 

dl

5

 
 
 
 
 
 

na

6

 
 
 
 
 
 

dl

5

 
 
 
 
 
 

Hcal

13

 
 
 
 
 
 

Htab

18,7

 
 
 
 
 
 
 

conclusion: Htab>Hcal, homogénéité des variances ok

Test d'ANOVA

 
 
 
 
 
 
 
 

SCE

dl

CM

Fobs

P-value

 

Total

0.329698

35

 
 
 
 

Fact

2.27E-01

5

4.55E-02

13.3

7.02E-07

sss

Res

0.102322

30

0.003410737

 
 
 

XIII

2) 0 : 5(n-3)

Test de Hartley : homogénéité des variances (P=0,95)

 

Claie+
substrat

Claie sans
substrat

Samson

Aisne

Tiroir+eau de rivière

Tiroir+eau de forage

MOYENNE

3.98

4.51

4.53

4.05

4.74

4.45

VAR

0.047071294

0.2071286

0.0395173

0.0615099

0.0687501

0.0174825

ni

6

 
 
 
 
 
 

dl

5

 
 
 
 
 
 

na

6

 
 
 
 
 
 

dl

5

 
 
 
 
 
 

Hcal

12,17

 
 
 
 
 
 

Htab

18,7

 
 
 
 
 
 
 

conclusion: Htab>Hcal, homogénéité des variances ok

Test d'ANOVA

 
 
 
 
 
 
 
 

SCE

dl

CM

Fobs

P-value

 

Total

4.814098

35

 
 
 
 

Fact

2.61E+00

5

5.21E-01

7.09E+00

0.000177

sss

Res

2.207298

30

0.073576604

 
 
 

3) 2 : 6(n-3)

Test de Hartley : homogénéité des variances (P=0,95)

 

Claie+
substrat

Claie sans
substrat

Samson

Aisne

Tiroir+eau de rivière

Tiroir+eau de forage

MOYENNE

14.21

15.67

14.50

13.63

14.19

15.06

VAR

0.244565589

0.5213105

0.1788946

0.1720832

0.242714

0.113977

ni

6

 
 
 
 
 
 

dl

5

 
 
 
 
 
 

na

6

 
 
 
 
 
 

dl

5

 
 
 
 
 
 

Hcal

4,57

 
 
 
 
 
 

Htab

18,7

 
 
 
 
 
 
 

conclusion: Htab>Hcal, homogénéité des variances ok

Test d'ANOVA

 
 
 
 
 
 
 
 

SCE

dl

CM

Fobs

P-value

 

Total

22.9711

35

 
 
 
 

Fact

1.56E+01

5

3.12E+00

1.27E+01

1.13E-06

sss

Res

7.367725

30

0.245590824

 
 
 

XIV

J) EVOLUTION DU COEFFICIENT DE VARIATION DU POIDS Test de Hartley : homogénéité des variances (P=0,95)

 

Claie vide

Tiroir eau
forage

Tiroir eau rivière

Claie substrat

 

0.400678

1.100328

1.018229

0.769079

 

2.016791

1.047625

0.614308

2.075816

 

1.034614

0.858701

2.127489

1.221863

MOYENNE

1.150694

1.002218

1.253342

1.355586

VAR

0.663062

0.016142

0.613888

0.440302

ni

3

 
 
 

dl

2

 
 
 

na

4

 
 
 

dl

3

 
 
 

H calculé

4,11

 
 
 

H tabulé

142

 
 
 

conclusion: Htab>Hcal, homogéneité des variances ok

Test d'ANOVA

 
 
 
 
 
 
 
 

SCE

dl

CM

Fobs

P-value

 

Total

3.67

11.00

 
 
 
 

Fact

0.20

3.00

0.07

0.10

0.95

ns

Res

5.20

8.00

0.65

 
 
 

précédent sommaire










Bitcoin is a swarm of cyber hornets serving the goddess of wisdom, feeding on the fire of truth, exponentially growing ever smarter, faster, and stronger behind a wall of encrypted energy



"L'ignorant affirme, le savant doute, le sage réfléchit"   Aristote