2.5. Description des méthodes employées.
2.5.1. Protocole général de mise en
culture.
Les agriculteurs sont propriétaires des
récoltes. Ils ne reçoivent aucun dédommagement pour leur
travail. L'engagement financier se fait pour notre part au travers de
l'aménagement du site, de l'achat du matériel pour les travaux
culturaux et de l'achat de semences.
La mise en culture s'effectue en fin de saison des pluies
(novembre). L'ensemble du couvert végétal herbacé est
coupé et exporté à l'écart du dispositif. Cette
opération terminée, les parcelles sont "labourées"
à la daba sur une profondeur de 20 cm. Lorsque le sol est trop dur, un
arrosage est effectué pour l'ameublir. Les semis sont effectués
en fonction du type végétal. Dans certains cas une
pépinière est aménagée à l'écart du
dispositif pour obtenir les plantons (tomates etc...). Cette
pépinière est enrichie avec du fumier.
L'arrosage est effectué deux fois par jour par
aspersion à l'arrosoir. Les doses d'irrigation sont calculées
selon les normes admises pour la région. La récolte aux environs
du mois de mars peut être effectuée en une fois (maïs,
arachide, choux) ou s'étaler sur plusieurs jours (tomates, gombo etc..).
Les acheteurs se rendent directement sur le site pour se procurer les produits.
Il s'agit soit de professionnels soit de particuliers (personnel de
l'E.I.E.R.). La production est pesée, les résidus
végétaux sont exportés. Les parcelles sont de nouveau
labourées et un cycle cultural est accompli durant la période
chaude de la saison sèche jusqu'à la saison des pluies.
L'arrosage du matin s'effectue entre 7 h et 9 h du matin. L'après-midi,
il commence aux environs de 15 h jusqu'à 17 h. Le sarclage est
effectué environ trois fois pendant un cycle cultural. L'observation de
zones d'écoulements préférentiels a conduit, notamment
pour les parcelles de la zone A, à faire de petites levées de
terre pour ralentir le flux et améliorer l'infiltration dans les parties
supérieures des parcelles. Les prélèvements de sol sont
effectués soit aux environs de 9 h soit aux environs de 17 h.
2.5.2. Techniques d'échantillonnage.
Echantillonnage du sol.
Deux types d'échantillons sont prélevés,
des échantillons pour la détermination de la composition chimique
et de l'humidité pondérale dans un profil de sol et des
échantillons pour la détermination de la faune du sol
prélevés en surface..
Echantillons prélevés dans un profil de sol.
Les échantillons sont extraits à l'aide d'une
sonde pédologique (Grouzis, 1987). Le solum obtenu est non
remanié sur 60 cm. Ce qui permet d'effectuer également des
observations générales sur la porosité du sol. Ces
carottages sont effectués au début et à la fin de
l'expérimentation pour mesurer l'évolution de la réserve
minérale dans le profil. Des mesures de l'humidité
pondérale sont effectuées à titre indicatif durant les
phases de culture pour vérifier l'efficacité de l'irrigation. Le
choix des lieux de prélèvement s'est fait au départ, selon
la composition du couvert végétal. La
meilleure connaissance du site et son aménagement nous ont
conduit par la suite à effectuer l'échantillonnage selon la
texture des sols et le type de travail cultural.
Echantillons prélevés en surface.
Ces échantillons vont être utilisés pour
déterminer 4 paramètres différents.
Des échantillons de sols sont prélevés
à l'aide d'un cube de 10 cm de côté. On les utilise pour
effectuer aussi bien les mesures physico-chimiques que les mesures de la faune
des sols.
Les prélèvements pour la détermination et
la quantification de la faune des sols sont effectués soit au mois de
septembre en saison des pluies, soit durant la saison sèche en fonction
du calendrier cultural. La répartition spatiale des organismes en climat
tropical à saisons contrastées se fait généralement
en agrégats autour des racines des plantes (Lavelle, 1983). En
conséquence, les prélèvements seront effectués sur
les espaces dépourvus de végétation en surface, afin de
limiter l'influence des systèmes racinaires sur les populations
animales. Dans le cas des zones cultivées notamment sous maïs, les
échantillons sont prélevés entre deux rangs à
équidistance entre les tiges des plantes.
Echantillonnage de l'eau.
Les échantillons d'eau sont prélevés
à l'aide d'un seau dans les puisards. L'eau du puisard est
préalablement mélangée en reversant deux à trois
seaux avant d'effectuer le prélèvement définitif.
Un litre est versé dans un flacon de
prélèvement en matière plastique à bouchon
hermétique. Dans la dernière phase de l'expérimentation
(nov. 1993 à fév. 1994) 5 ml de formol sont versés dans le
flacon afin de préserver l'échantillon de la dégradation.
L'échantillon a été dans ce cas stocké au
réfrigérateur.
Echantillonnage de la biomasse
végétale.
Végétation naturelle.
Pour mesurer la production végétale dans les
zones de friches, on utilise un cadre en bois de 1 m de côté
(Matthey, Della Santa et Wannenmacher. 1984). L'ensemble des
végétaux sont coupés à la base. Le choix de
l'échantillon s'est effectué tout d'abord en fonction des
espèces rencontrées (1990) puis en fonction de la zone (1993).
Végétation cultivée.
10 tiges de maïs sont coupées à la base, ce
qui correspond pour des rangs écartés de 60 cm et des plants
espacés de 20 cm à une surface d'un mètre carré.
Les épis sont récoltés et pesés
séparément.
Pour les autres plantes de cultures c'est l'ensemble de la
production d'une parcelle qui a été mesuré.
Lorsque les mesures permettent une estimation directe d'un
résultat, les statistiques ne sont pas nécessaires (Webster com.
pers.). C'est le cas de la différence de rendement selon les traitements
puisque après trois ans, aucune production n'est enregistrée sur
les parcelles témoins. C'est également le cas de la carence en
azote puisque les symptômes de celle-ci n'apparaissent que sur les
parcelles témoins.
Pour effectuer une première sélection des
indicateurs de fertilité, on compare les résultats des mesures de
croissance végétale avec chacun des indicateurs. D'autre part, on
analyse l'influence des eaux usées sur ces indicateurs. Nous obtenons
ainsi deux types d'indicateurs, ceux qui correspondent à la variation
des mesures de production végétale et ceux qui sont sensibles
à l'irrigation par des eaux usées. Enfin, on compare les valeurs
des mesures effectuées sur les parcelles expérimentales avec
celles obtenues sur les espaces interparcellaires.
Protocoles.
Protocoles pour l'analyse des sols.
Echantillons non remaniés.
La sonde pédologique est enfoncée à la
masse. elle permet d'obtenir un échantillon non remanié sur une
profondeur de 50 cm. Les échantillons plus profonds sont obtenus avec
une tarière jusqu'à une profondeur de 1.20 m.
Les carottes sont mises à sécher à l'air
libre (cf. photo) lorsque le sol doit être analysé chimiquement.
Elles seront ensuite observées à la loupe binoculaire par tranche
de 5 cm. Les observations terminées, les sols seront tamisés
à 2mm et stockés dans des sachets plastiques individuels et
expédiés en Suisse.
Dans le cas de l'estimation de l'humidité
pondérale, le sol est fractionné 10 cm par 10 cm et mis à
l'étuve à 105°C pendant 24 heures. On en déduira
l'humidité pondérale par le calcul de la différence entre
son poids initial et son poids sec.
Echantillons remaniés: Mesures de la quantité de
racines et du nombre d'animaux.
Les échantillons de 1000 cm3 de volume sont
prélevés à l'aide d'un cadre cubique de 10 cm de
coté, il est enfoncé à l'aide d'un maillet en disposant au
préalable une planche de petite taille sur le cadre.
Les échantillons sont transportés directement du
champ au laboratoire dans une boîte en plastique. Ils sont
disposés sur l'extracteur Berlèse (Dunger et Fiedler, 1989 ).
L'échantillon de sol est récupéré, une fraction de
120 g est tamisée à 2 mm et expédiée en Suisse pour
les analyses chimiques, et une fraction de 500 g est utilisée pour
l'extraction de racines.
Les sols sont analysés au laboratoire de pédologie
de l'E.P.F.L.. Trois types d'analyses sont effectuées.
Le taux de carbone et celui des substances humiques sont obtenus
par combustion sous oxygène et mesurés soit par
conductimétrie (Casumat) soit par infra-rouge (TOC).
L'évaluation de la réserve totale en azote et en
phosphore se fait par la méthode Kjeldahl et la
mesure de la CEC se
fait par extraction au BaCl2 puis mesure de la concentration des
éléments
au spectromètre d'émission plasma.
Protocole pour l'analyse de la
végétation.
Détermination du couvert végétal.
Méthode d'échantillonnage pour un mètre
carré. Extraction des racines.
L'échantillon de 500 g de sol est mis à tremper,
après 10 minutes on agite l'échantillon et on le passe au tamis
à 200 microns. On rince le tamis par une aspersion d'eau (pommeau de
douche) pour éliminer les fines. L'échantillon est reversé
dans le récipient et on procède à un second
rinçage. On superpose un tamis à mailles de 1 mm au tamis
à mailles de 0.2 mm. Les résidus organiques sont obtenus par
séparation gravitaire dans le récipient de rinçage et
tamisés. On les met à sécher à l'étuve
(105° C/48heure) ou on les lyophilise.
Après séchage, on pèse le
matériel. Il est ensuite observé à la loupe binoculaire et
sa contenance en azote et carbone est mesurée par la méthode
Dumas automatisée (Carlo erba) au laboratoire de l'E.P.F.L..
Mesure de la croissance végétale.
Pour chaque parcelle, la taille de 10 plants est mesurée
au double mètre. La fréquence des mesures est de une fois toutes
les deux semaines.
Mesure de biomasse végétale
épigée.
Les plantes sont pesées fraîches puis on les
sèche soit à l'étuve (saison des pluies) après les
avoir hachées, soit à l'air libre en saison sèche. On
mesure le poids sec.
Les animaux tombent de l'extracteur dans des flacons remplis
d'alcool à 70%. En trois jours l'extraction est considérée
comme terminée durant la saison sèche. On compte une semaine
d'extraction durant la saison des pluies. Les animaux seront triés
manuellement dans une boîte de Pétri, à l'aide d'une
pipette pasteur.
Lombrics.
Un cadre cubique de 25x25x20cm est enfoncé dans le sol.
L'échantillon est trié à la main pour en extraire les
annélides et les compter. Trois classes de taille sont
différenciées au cours des comptages, les petits (<3 cm) les
moyens (entre 3 et 5 cm) et les gros (>5 cm).
Protocole pour la mesure du temps
d'infiltration.
Mesure à l'aide d'un cadre de 50 cm de
côté du temps d'infiltration d'un seau de 10 litre d'eau. Le cadre
est enfoncé de 5 cm dans le sol. On verse l'eau en une fois, on
déclenche le chronomètre et on vérifie qu'il n'y ait pas
de perte latérale. La mesure est terminée lorsque la surface du
sol est totalement ressuyée. On signale la présence/absence de
couvert végétal dans la zone de mesure.
Mesure de l'humidité atmosphérique et
température.
Utilisation d'un thermo-hygromètre portatif EBRO.
L'humidité et la température sont mesurées à un
mètre du sol., puis à 5 cm de la surface. La nature du couvert
végétal est relevée.
Mesure du taux de matières organiques dans
l'eau.
Utilisation d'un fractionnement avec des tamis de tailles
différentes.
On prélève 100 ml d'eau dans le flacon de 1 l qui
sont directement mis à l'étuve. C'est le taux de matière
organique total qui sera estimé de la sorte.
On passe le reste au travers de tamis à mailles de 100 et
50 et 20 ou 10 microns
Les fractions récoltées sont observées
à la loupe binoculaire et au microscope, on détermine les algues
et on compte le zooplancton (dans 1ml). Puis les fractions sont mises à
l'étuve dans des creusets à 105°C pendant 12 heures. On
pèse les creusets ce qui donne le poids de matières
sèches. On passe ensuite les échantillons pendant deux heures au
four à 550°C pour déterminer la fraction organique obtenue
par la différence de poids.
Troisième partie: Résultats.
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