Memoire Online - Evaluation du potentiel ovarien pour la production in vitro d'ovocytes fécondables dans le plateau de l'Adamaoua

UNIVERSITÉ DE NGAOUNDÉRÉ
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ÉCOLE DES SCIENCES ET DE
MÉDECINE VÉTÉRINAIRE
*********
DÉPARTEMENT DE PHYSIOLOGIE ET
BIOTECHNOLOGIES DE LA
REPRODUCTION

THE UNIVERSITY OF NGAOUNDERE
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SCHOOL OF VETERINARY MEDICINE
AND SCIENCES
*********
DEPARTMENT OF REPRODUCTIVE
PHYSIOLOGY AND
BIOTECHNOLOGY

ÉVALUATION DU POTENTIEL OVARIEN DES ZÉBUS
POUR LA PRODUCTION IN VITRO D'OVOCYTES
FÉCONDABLES DANS LE PLATEAU DE L'ADAMAOUA

MÉMOIRE PRESÉNTÉ EN VUE DE L'OBTENTION DU DIPLÔME DE
DOCTEUR EN MÉDECINE VÉTÉRINAIRE

Je soussigné DAWAYE SOULEY MONGLO atteste que le présent mémoire est le fruit de mes propres travaux effectués à l'abattoir municipal de Ngaoundéré et au laboratoire de l'IRAD-WAKWA, sous l'encadrement du Dr KOUAMO Justin et la supervision du Pr ZOLI PAGNAH André.

Ce mémoire est authentique et n'a pas été antérieurement présenté pour l'acquisition de quelque grade universitaire que ce soit.

Visa du superviseur
Date
Visa du président du jury
Date
Visa du Chef du département
Date

Professeur ZOLI PAGNAH André, qui n'a ménagé aucun effort pour la réussite de notre

Au Docteur KOUAMO Justin qui a encadré ce travail. Il a porté un intérêt particulier

VONDOU MASSAYE Pierre et à tous mes frères et soeurs. Que Dieu leur accorde longue vie.

I.1. Collecte des ovocytes à partir des ovaires prélevés sur des animaux abattus (ex vivo) 19

V.3. Autres facteurs de variations du rendement et de la qualité des ovocytes 27

Tableau V : Variation du poids des ovaires et des vaches en fonction de la race, de la NEC, de

l'âge, du statut physiologique et du corps jaune 39
Tableau VI : Variation de la taille des ovaires en fonction de la race, de la NEC, de l'âge, du statut

Tableau VII: Variation du nombre des follicules en fonction des facteurs ovariens 44

Tableau VIII : Variation du rendement et la qualité des ovocytes en fonction des facteurs ovariens.

Tableau IX : Variation de la population folliculaire en fonction des facteurs non ovariens 47

Tableau X : Variation du rendement et de la qualité des ovocytes en fonction des facteurs non

Figure 8 : Notion de recrutement, sélection et dominance d'un follicule chez la vache 12

Figure 12: Répartition du nombre des follicules en fonction de leur diamètre 42

Cette étude a été menée à l'abattoir afin d'évaluer le potentiel ovarien de deux cent et une (201) vaches locales dans la région de l'Adamaoua (Cameroun) pour la production in vitro d'ovocytes fécondables. Quatre cent deux (402) ovaires ont été prélevés puis transportés au laboratoire dans une solution de NaCl à 9 % endéans les deux heures qui suivaient l'abattage. Les follicules sur chaque ovaire ont été comptés, leur diamètre (CD) mesuré et classé en trois catégories: petits (CD < 3 mm), moyens (3 = CD = 8 mm) et gros (CD > 8 mm). Les ovocytes ont été récoltés par le « slicing » de chaque ovaire dans le Dubelcco's Phosphate Buffered-Saline, puis examinés sous stéréoscope (10X) et classés en quatre groupes selon la morphologie et l'expansion du complexe cumulus oophorus. L'effet des facteurs ovariens (poids et taille des ovaires, position ovarienne et corps jaune) et non ovariens (race, note d'état corporel, âge, état et stade de gravidité) sur la population folliculaire, le rendement et la qualité ovocytaires a été évalué. La population folliculaire moyenne était de 16,75#177;0,83 par ovaire. La population des petits, moyens et gros follicules étaient 8,39#177;0,60 ; 8,14#177;0,43 et 0,21#177;0,02 respectivement. Le rendement ovocytaire a été de 10,97#177;0,57 par ovaire. Les ovocytes de qualités I, II, III, IV étaient de 3,53#177;0,19 (32,21%) ; 2,72#177;0,15 (24,82%) ; 2,24#177;0,15 (20,44%) ; 2,47#177;0.20 (22,54%) respectivement. L'index de la qualité ovocytaire était de 2,26. Les vaches jeunes, présentant une note d'état corporel (NEC) = 3, non gravides et portant de gros ovaires avaient un rendement plus élevé en follicules et en ovocytes (P<0,05). Les ovocytes de qualité I et II aptes à être maturés et fécondés in vitro représentaient 57,15 %. Ces résultats indiquent que les ovaires des zébus locaux prélevés après abattage présentent une potentialité moyenne pour la production in vitro d'embryons.

Mots clés : zébus, ovaires, population folliculaire, qualité ovocytaire, embryon, Adamaoua.

ABSTRACT

An slaughterhouse study was conducted to evaluate the ovarian potential of two hundred and one local zebu cattle from Ngaoundere, Adamawa Region (Cameroon) for in vitro oocyte fertilization. The ovaries were excised, submerged in normal saline solution (0.9%) and transported to the laboratory for evaluation within 2 hours of collection. Follicles on each ovary were counted, their diameters (CD) measured and grouped in 3 categories: small (CD <3 mm), medium (3 = CD = 8 mm) and large (CD > 8 mm). Each ovary was then sliced into a petri dish, the oocytes recovered in Dulbecco's phosphate buffered saline, examined under a stereoscope (x 10) and graded into four groups based on the morphology of cumulus oophorus cells and cytoplasmic changes of the oocytes. The effects of both ovarian (ovarian localization, corpus luteum, size and weight of ovary) and non-ovarian factors (breed, age, BCS and pregnancy status of cow) on the follicular population and oocyte recovery rate were determined. There was an average of 16.75 #177; 0.83 follicles per ovary. The number of small, medium and large follicles were 8.39 #177; 0.60, 8.14 #177; 0.43 and 0.21 #177; 0.02 respectively. Oocyte recovery rate was 10.97 #177; 0.43 per ovary. Oocytes graded I, II, III and IV were 3.53 #177; 0.19 (32.21%), 2.72 #177; 0.15 (24.82%), 2.24 #177; 0.15 (20.44%) and 2.47 #177; 0.20 (22.54%) respectively. The oocyte quality index was 2.26. Younger, non-pregnant cows with a body condition score (BCS) = 3 and large ovaries presented higher number of follicles and oocytes (P < 0.05). Oocytes acceptable quality (grade I and II) for in vitro maturation and fertilization constituted 57.15% of the harvest. These results indicate that ovaries of local Zebu harvested after slaughter have a moderate potential for in vitro embryo production.

Keys words: zebus, ovaries, follicular population, oocyte quality, embryo, adamawa.

INTRODUCTION

L'élevage bovin au Cameroun occupe une place importante dans le système de production animale nationale. Avec environ 7 millions de têtes, les bovins représentent 10 % du cheptel global des animaux (MINEPIA, 2009). Les bovins élevés au Cameroun sont pour la plupart les zébus (Bos indicus). Les taurins (Bos taurus) représentent à peine 2% de la population bovine totale et sont menacés d'extinction (Lhoste, 1991). A côté de celles-ci, se trouvent également des races exotiques. Toutefois, la productivité de ces races reste faible. Les problèmes génétiques, zootechniques, sanitaires et de reproduction ont été identifiés comme étant les facteurs responsables de la faible productivité (Ebangi et al., 2011). Les bovins locaux camerounais sont élevés selon un mode traditionnel avec peu de programmes d'amélioration génétique. L'insémination artificielle a été introduite pour la première fois en Afrique en 1935 au Kenya, puis s'est généralisée dans toute l'Afrique subsaharienne à la faveur des différents projets d'amélioration (Kouamo et al., 2009). Au Cameroun, elle est encore peu utilisée. Certains éleveurs pratiquent l'insémination sur les races locales avec une semence importée. Mais, cette technique est utilisée de manière anarchique, ce qui entraîne la dispersion et la dilution du génotype local (Bah et al., 2010). La production in vitro d'embryon et le transfert d'embryon sont des techniques de reproduction qui constituent une alternative à l'IA pour l'amélioration génétique (Huang et Rosenwarks, 2012). En effet, ils permettent la préservation du potentiel génétique d'animaux sub-fertiles ou morts (Deuleuze et al., 2009) par la création d'une banque de gènes (Seidel et Seidel, 1989). Les ovaires prélevés sur des animaux après abattage constituent la plus grande source d'ovocytes primaires obtenus à moindre coût pour la production à grande échelle d'embryons bovins suite à la maturation et à la fécondation in vitro (Agrawal et al., 1995). L'étape initiale et primordiale dans la fécondation in vitro est la collecte et la sélection des ovocytes viables capables d'être maturés et fécondés in vitro. A notre connaissance, cette étude n'a jamais été menée au Cameroun. C'est dans ce contexte qu'a été réalisée cette étude avec pour objectif principal l'évaluation du potentiel ovarien des zébus Akou, Bokolo, Djafoun et Goudali pour la production in vitro d'ovocytes fécondables.

- caractériser les vaches abattues ainsi que leurs ovaires ; - déterminer la population folliculaire ;

- évaluer les effets des facteurs ovariens et non ovariens sur la population folliculaire, le rendement et la qualité des ovocytes

CHAPITRE I : REVUE DE LA LITTÉRATURE A. ANATOMIE ET PHYSIOLOGIE DE L'OVAIRE

L'ovaire est un organe qui a quatre fonctions principales à savoir : la multiplication des cellules somatiques (cellules folliculaires) entourant l'ovocyte, la multiplication des ovogonies et la maturation des ovocytes, l'ovulation et la synthèse des hormones stéroïdiennes et peptidiques contrôlant le fonctionnement ovarien mais aussi celui de tous les organes qui interviennent dans la fonction de reproduction de la femelle.

L'ovaire de la vache (photo n° 1) a la forme d'une amande aplatie latéro-médialement (Cuq et Agba, 1975) avec deux pôles inégaux ; elle peut souvent être sub-ovoïde. La surface de l'ovaire est irrégulière, elle est bosselée par des structures telles que les follicules à différents stades de croissance et le corps jaune. Les dimensions de l'ovaire des bovins rapportées dans la littérature chez Bos indicus sont de 26 à 28 mm pour la longueur, 17 à 18 mm pour la largeur et 13 à 14 mm pour l'épaisseur (Cuq et Agba, 1975). Le poids moyen des ovaires est de 4,42 g pour le zébu Ankolé (Natumyana et al., 2008) et de 10,2 g pour le taurin Swedish Red ( Rajoski, 1960).

En coupe longitudinale (figure 1), on observe trois parties distinctes de l'ovaire à savoir l'épithélium germinatif qui est la couche externe, l'albuginée constituée de tissus conjonctifs denses et le stroma qui se divise en deux parties : le cortex (couche externe) et la médulla (couche interne). Le cortex est un tissu de soutien formé de tissu conjonctif et de cellules du stroma ; il contient les organites ovariens (follicules, corps jaune). Quant à la médulla, encore appelée zone vasculaire, elle est composée de tissu ovarien nutritionnel et de soutien (Marieb, 1999).

Les ovaires sont irrigués par l'artère ovarique issue de la partie caudale de l'aorte abdominale. La veine ovarique draine l'ovaire du cortex vers la médulla. Elle se jette rapidement dans la veine cave caudale pour la veine ovarique droite, et dans la veine rénale pour la veine ovarique gauche. Les nerfs sont représentés par de nombreux rameaux grêles, anastomosés, constituant le plexus ovarique.

Au sein de l'ovaire, deux processus de développement étroitement imbriqués, l'ovogenèse et la folliculogenèse, déterminent le nombre et la qualité des ovocytes produits. Ces processus, initiés pendant la vie foetale, se poursuivent pendant toute la vie de la femelle et sont étroitement contrôlés à chacune de leurs étapes par de nombreux facteurs hormonaux et environnementaux (Monniaux et al., 2009).

L'ovogenèse est la formation des cellules sexuelles femelles, aussi appelées ovules (Marieb, 1999). Elle se déroule dans les ovaires et débute durant la vie embryonnaire (Mauléon, 1961). Elle est d'autant plus complexe qu'elle s'imbrique dans un autre processus de développement, la folliculogenèse, avec laquelle elle entretient des liens étroits (Monniaux et al., 2009). Le processus de l'ovogenèse se déroule en cinq phases et s'échelonne sur plusieurs années.

La différentiation sexuelle embryonnaire est établie vers la 6^e semaine de la gestation chez la vache. Durant cette période foetale, les cellules germinales primordiales colonisent la crête génitale (phase 1). Elles donnent, après différentiation, naissance aux ovogonies (phase 2) qui sont des cellules diploides (Namdori et al., 2008). Ces ovogonies se multiplient de façon mitotique dans les cordons ovigères jusqu'à leur entrée en prophase méiotique qui marque l'arrêt de leur accroissement numérique (Monniaux et al., 2009). Cette multiplication s'étend du 60^e au 170^e jour du développement embryonnaire et foetal (Erickson, 1966). Les ovaires peuvent contenir alors jusqu'à 2 millions d'ovogonies (Hanzen et al., 2000) durant la vie foetale. La phase mitotique terminée, ces dernières entament le processus de méiose qui s'interrompt au stade diplotène (dit aussi vésicule germinale) de la prophase I et deviennent ainsi les ovocytes I (phase 3). Chaque ovocyte s'entoure d'une couche de cellules somatiques, de cellules de la granulosa et d'une lame basale pour former des follicules primordiaux (Drion et al., 1996; Monniaux et al., 2009).

A la puberté qui intervient à l'âge de 3 à 4 ans chez les zébus (Messine et al., 2003), plusieurs ovocytes I seront activés, un seul sera « choisi » pour poursuivre la première division de la méiose I. Une fois la première division méiotique terminée, l'ovocyte I donne deux cellules haploïdes de volume très inégal. La plus petite des cellules est appelée globule polaire I et la plus grosse, qui contient tout le cytoplasme l'ovocyte II (phase 4). Cet ovocyte va commencer la seconde division de la méiose mais ne la complétera pas. Elle sera bloquée en métaphase II jusqu'à la libération de l'oeuf mature (phase 5). C'est lors de la fécondation ou de l'activation parthénogénétique de l'oeuf que la méiose se termine. En cas de non fécondation, l'ovule dégénère (Marieb, 1999).

Un cycle sexuel est l'ensemble d'événements biologiques précis intervenant à trois niveaux: cellulaire, hormonal et comportemental. Il est caractérisé par la croissance et la régression des follicules et du corps jaune (Sartori et Barros, 2011). Sa durée moyenne est de 22,1#177;1,5 jours chez la femelle Zébu (Marichatou, 2010).

Au niveau cellulaire, il y a deux phases conduisant à des formations ovariennes : une phase folliculaire correspondant à la croissance des follicules et qui se termine par l'ovulation ou rupture du follicule et une phase lutéale au cours de laquelle le corps jaune issu de la rupture du follicule croit puis régresse (Stouffer, 2006).

Le follicule est une structure en forme de sac, formée par un amas de cellules mésodermiques, entourant une cellule ou un autre ensemble de cellules. La folliculogenèse commence pendant le développement foetal. En effet, les follicules antraux sont observés dans les ovaires des foetus bovins très tôt à 5 mois de gestation (Santos et al., 2013). C'est un processus continu initié à partir de la réserve de follicules primordiaux jusqu'à l'ovulation ou, cas le plus fréquent, à la dégénérescence (ou atrésie) de plus de 99% des follicules en croissance (Driancourt et al., 2001; Monniaux et al., 2009). L'initiation de la croissance folliculaire se caractérise par l'augmentation du volume de l'ovocyte et l'entrée en prolifération des cellules de la granulosa (Monniaux et al., 2009. Cette phase ne concerne que 10 % du stock folliculaire qui est de 150 000 à 235 000 chez la vache (Hanzen et al., 2000). Elle est caractérisée par des modifications qui concernent à la fois le follicule et l'ovocyte qu'il renferme (Monniaux et al., 2009).

La folliculogenèse comprend les stades des follicules primordial, primaire et secondaire, constituant les follicules pré-antraux, puis les stades tertiaire et de De Graaf représentant les follicules antraux (Hanzen et al., 2000; Monniaux et al., 2009).

Il résulte de la transformation du follicule primordial par augmentation du volume de l'ovocyte I, qui est entouré d'une couche de cellules cubiques. Ces cellules synthétisent des glycoprotéines qui formeront la zone pellucide. D'une épaisseur d'environ 10 microns, elle est constituée à 95 % de trois glycoprotéines, organisées en longs filaments interconnectés, appelées ZP1, ZP2, ZP3. La taille du follicules primaire atteint 60 à 80um et celle de l'ovocyte qu'ils contiennent 30 à 40 micromètres (Hanzen et al., 2000).

Il est constitué d'un ovocyte volumineux, enveloppé d'une zone pellucide complètement différenciée. Celle-ci est entourée de plusieurs couches de cellules cubiques formant la granulosa. La granulosa est limitée à l'extérieur par la membrane de Slavjansky. L'ovocyte atteint à ce stade son volume maximum. Le diamètre du follicule secondaire est compris entre 200 et 400 um et celui de l'ovocyte est d'environ 60 um (Hanzen et al., 2000).

Il représente la phase terminale du développement folliculaire. Cette phase ne concerne qu'un follicule sur 1000 entrés en croissance. Ce follicule ne peut être observé que pendant le proestrus (Cuq et Agba, 1975). C'est au cours de cette phase que les cavités finissent par confluer pour former l'antrum. Le développement progressif de l'antrum entraîne la séparation des cellules de la granulosa qui se différencient en outre en corona radiata, couche cellulaire entourant directement l'ovocyte et en cellules du cumulus oophorus. La taille du follicule mûr est de 10 à 12 mm chez le zébu (Sartorelli et al., 2005).

Tout au long du développement folliculaire, l'ovocyte et les cellules de la granulosa qui l'entourent gardent un contact étroit grâce à l'existence de prolongements cytoplasmiques des cellules de la granulosa qui traversent la zone pellucide et viennent s'apposer contre la membrane plasmique de l'ovocyte. La présence de jonctions communicantes «gap junctions» à ces niveaux de contact est responsable d'un véritable couplage métabolique entre ces deux types cellulaires, permettant des échanges d'ions et de petites molécules de poids moléculaire inférieur à 1 kD (Monniaux et al., 2009).

La population des follicules ovulatoires se renouvelle au cours du cycle oestral par une succession de croissance ou de régression folliculaires successives (Sartori et Barros, 2011 ; Ghinter et al., 2014) appelées « vagues folliculaires ».

Une vague folliculaire correspond à la croissance synchrone d'une cohorte de follicules, suivie de la sélection d'un ou de plusieurs follicules qualifiés de follicules dominants et de leur évolution vers l'ovulation, ou de leurs régressions successive quand les conditions endocriniennes sont défavorables (phase lutéale du cycle ou gestation) (Monniaux et al., 2009).

Chez la vache, le cycle comporte le plus souvent 2, voire 3 vagues apparaissant respectivement aux jours 2 et 11 ou aux jours 2, 9 et 16 du cycle respectivement (figure 7). Au cours de chaque vague, on assiste à l'émergence de plusieurs follicules de diamètre supérieur ou égal à 4 mm, parmi lesquels apparaîtra le follicule préovulatoire issu de la dernière vague (Ginther et al., 2013).

Figure 7 : Vagues de croissances folliculaires chez la vache
Source : Ginther et al. (2013)

Au cours de la période pré-pubertaire, la croissance folliculaire se déroule sous la forme des vagues ; cependant, tous les follicules sont anovulatoires à cause d'une insuffisance de l'hormone LH (Savio et al., 1988). Des études ont également montré l'émergence des vagues de croissance folliculaire pendant la gestation mais sans phénomènes de sélection ni de dominance (Ginther et al., 1989).

Chaque vague de croissance folliculaire comprend trois phases : recrutement, sélection et dominance (figure 8).

Figure 8 : Notion de recrutement, sélection et dominance d'un follicule chez la vache
Source : Lucy et al. (1992)

Lors de la première phase (recrutement), 2 à 3 follicules de diamètre compris entre 3 et 6 mm émergent d'un groupe de follicules tertiaires et deviennent dépendante de l'hormone FSH (Driancourt et al., 1991).

La sélection est l'émergence du ou (des) follicule(s) ovulatoire(s) parmi les follicules recrutés. Ceux-ci commencent à sécréter des oestrogènes et de l'inhibine ; ces hormones exercent un rétrocontrôle négatif sur l'hypophyse, abaissant ainsi la sécrétion de la FSH à un niveau inférieur aux besoins folliculaires. A l'exception du ou (des) follicule(s) sélectionné(s) capable(s) de se développer en présence d'un faible taux de FSH, les autres follicules entrent en atrésie (Driancourt et al., 1991).

Pendant la dernière phase, le follicule acquiert les récepteurs de LH dans ses cellules de la granulosa et devient dominant (Monniaux et al., 2009). La dominance est à la fois morphologique et fonctionnelle. Elle est qualifiée de morphologique parce qu'elle est exercée par le plus gros follicule présent sur l'un ou l'autre ovaire. Elle est fonctionnelle parce que le follicule dominant est le seul qui soit capable de provoquer la régression des follicules en croissance et d'inhiber le recrutement de nouveaux follicules (Sirois et Fortune, 1988) et d'ovuler dans un environnement hormonal approprié. Le follicule dominant cohabite sur le même ovaire avec 2 à 4 follicules de diamètre compris entre 4 et 8 mm et environ 20 à 80 autres follicules de diamètre compris entre 1 et 3 mm. Cliniquement, la présence sur les

ovaires de plus de 10 follicules de diamètre compris entre 3 et 8 mm permet d'exclure celle d'un follicule fonctionnellement dominant.

Chez les mammifères, il existe deux phases successives dans la croissance des follicules : la folliculogenèse basale et la folliculogenèse terminale (Monniaux et al., 2009).

Elle est strictement dépendante de la présence de FSH et, pour les stades terminaux de maturation du follicule pré-ovulatoire, de la présence de LH. Elle débute chez la vache lorsque les follicules ont atteint un diamètre de 3 à 4 mm. L'apparition de récepteurs de LH sur les cellules de granulosa est la «signature» d'une maturité complète du follicule, qui devient apte à ovuler. C'est au cours de cette phase que s'effectue la sélection du ou des follicule(s) destiné(s) à ovuler, grâce à un ensemble de mécanismes dont la finalité biologique est de réguler le nombre d'ovulations caractéristique de chaque espèce et de chaque race (Monniaux et al., 2009).

Encore appelée involution folliculaire, elle constitue le devenir de la majorité (99.9 %) des follicules présents dans l'ovaire des mammifères. Elle joue donc indirectement un rôle important dans la régulation du taux d'ovulation. Cytologiquement, elle n'est identifiable que chez les follicules antraux par la mise en évidence de pycnose (grains de chromatine

condensée) ou d'apoptose (corps apoptotiques) dans les cellules de la granulosa des follicules à antrum ou par l'identification de processus dégénératifs (opacification) au niveau de l'ovocyte. Biochimiquement, elle s'accompagne d'une augmentation des concentrations en enzymes lysosomales et en glycosaminoglycanes ainsi que d'une diminution des concentrations en oestradiol (Monniaux et al., 1999).

II.2.1.3. 1. Ovulation

L'ovulation est un processus complexe au cours duquel sont induites à la fois la reprise de la méiose de l'ovocyte, l'expansion du cumulus, la rupture du pôle apical du follicule et la restructuration tissulaire associée à la différenciation cellulaire nécessaire à la formation du corps jaune. Seuls les follicules qui expriment de nombreux récepteurs de LH à la surface des cellules de la granulosa sont capables d'ovuler en réponse au pic préovulatoire de LH (Monniaux et al., 2009). L'ovulation se produit 27 heures après la décharge de la LH chez la vache (Sartori et Barros, 2011).

II.2.1.3.2. Maturation du complexe ovocyte-cumulus

En réponse au pic préovulatoire de la LH, l'ovocyte entre en phase de maturation. La reprise de la méiose s'accompagne de modifications structurales et biochimiques au sein du cytoplasme, et est associée à une différenciation des cellules du cumulus. Au cours de la folliculogenèse, depuis la formation du follicule primordial jusqu'à la phase de croissance finale du follicule dominant, l'ovocyte est bloqué en prophase de la première division méiotique. Ce blocage est maintenu essentiellement par un niveau élevé d'AMPc (Adénosine 3':5'-Mono Phosphate Cyclique intra-ovocytaire (Norris et al., 2008). Dans le follicule, ce facteur inhibiteur transite des cellules de la granulosa au cumulus et à l'ovocyte par des jonctions communicantes.

La reprise de la méiose survient spontanément in vitro lorsque le complexe cumulus-oophorus est sorti du follicule et résulterait de l'arrêt de l'apport du facteur inhibiteur. In vivo, le pic pré-ovulatoire bloque le passage d'AMPc entre les cellules folliculaires et l'ovocyte permettant ainsi la maturation nucléaire. La maturation du complexe ovocyte-cumulus peut être évaluée à plusieurs niveaux.

Elle comprend l'ensemble des processus permettant la reconnaissance spécifique de l'ovocyte par le spermatozoïde, mais également l'expansion du complexe cumulus-oophorus. Le cumulus expansé constitue un micro-environnement protecteur pour l'ovocyte et assure la captation du complexe par le pavillon de la trompe suite à l'ovulation (Tanghe et al., 2002).

Arrivé à ce stade de maturation nucléaire, cytoplasmique et membranaire, l'ovocyte est susceptible d'être fécondé s'il est mis en présence de spermatozoïdes ayant eux-mêmes subi la capacitation et la réaction acrosomiale.

Le corps jaune se forme immédiatement après l'ovulation : l'ovocyte est expulsé du follicule ovulatoire qui est alors transformé en corps jaune. L'évolution du corps jaune peut se découper en trois temps : une période de croissance de 4 à 5 jours pendant laquelle il est insensible à la prostaglandine F2á ; une période de maintien d'activité de 8 à 10 jours et enfin, s'il n'y a pas eu fécondation, une période de lutéolyse (environ à J17) d'abord brutale puis plus progressive en 24 à 48 heures. Et en cas de gestation, le corps jaune cyclique est transformé en corps jaune gestatif (Stouffer, 2006).

La maturation folliculaire et l'ovulation sont contrôlées par le système hypothalamo-hypophysaire qui intègre les informations de différents facteurs endogènes (signaux hormonaux et nutritionnels) et exogènes (photopériode, température, stress... ) (Monniaux et al., 2009). Il existe une interaction globale entre les activités du système hypothalamo-hypophysaire et celles des ovaires (figure 9). Le contrôle de l'activité endocrine de l'ovaire est basé sur un ensemble de rétrocontrôle entre l'ovaire et le système hypothalamo-hypophysaire qui fait intervenir des hormones (Marieb, 1999).

L'hypophyse et plus précisément l'adénohypophyse secrète les gonadotropines, LH et FSH. La sécrétion de ces hormones est sous le contrôle de la GnRH, une neurohormone secrétée directement dans les capillaires sanguins de la tige pituitaire. La GnRH synthétisé par les neurones de l'hypothalamus stimule la synthèse et la sécrétion de FSH et LH en se fixant sur les récepteurs situés à la surface des cellules gonadotropes. La LH permet la luteinisation des cellules du follicule et stimule le follicule à produire les androgènes. La FSH stimule l'aromatisation des androgènes en oestrogènes et stimule la croissance folliculaire. Son action s'exerce plus sur les follicules antraux que sur les follicules pré-antraux présents au sein de la même cohorte de recrutement (Richards et al., 1987).

Les stéroïdes, en particulier l'oestradiol d'origine ovarienne, inhibent la sécrétion pulsatile de la GnRH par un rétrocontrôle négatif. Cependant en fin de la croissance folliculaire terminale et au-delà d'une concentration seuil, l'oestradiol exerce une action positive sur le système hypothalamo-hypophysaire. Il provoque à la fois une augmentation des pulses de la GnRH, puis une libération massive de ce dernier, et une augmentation importante de la sensibilité hypophysaire. L'association de ces effets conduit à une décharge massive de LH qui déclenchera l'ovulation des follicules pré-ovulatoires présents sur l'ovaire. Après l'ovulation, le corps jaune se forme, croît et secrète la progestérone qui exerce une rétroaction

négative sur l'axe hypothalamo-hypophysaire, ce qui empêche toute libération massive des gonadotropines hypophysaires. En fin de la phase lutéale et en absence d'embryon dans l'utérus, les prostaglandines secrétées induisent la lutéolyse. La régression du corps jaune lève l'action inhibitrice de la progestérone et un nouveau cycle commence (Marieb, 1999).

Figure 9 : Enchaînement des rétroactions réglant la fonction ovarienne
Source : Marieb, 1999 (Anatomie et Physiologie humaines) p. 1066.

Les différentes aires de l'hypothalamus qui gouvernent le comportement sexuel et la sécrétion de la GnRH sont également au carrefour de nombreux systèmes de contrôle de l'homéostasie, tels que le contrôle du poids corporel, du comportement alimentaire et de la thermogénèse. Elles sont donc capables d'intégrer toute perturbation du bilan énergétique au niveau périphérique et de réagir en modifiant un ensemble de fonctions physiologiques et de comportements.

La plupart des mammifères présentent des cycles annuels de reproduction caractérisés par la succession d'une période d'activité sexuelle plus ou moins longue appelée saison sexuelle et d'une période de repos, résultant de la mise en silence de la fonction gonadotrope, appelée anoestrus saisonnier. La reproduction des bovins est considérée comme peu saisonnière car des mises-bas sont observées durant toute l'année. Cependant, un regroupement marqué des naissances est noté pendant la saison des pluies. En effet, cette saison correspond à la période où le pâturage est abondant, ce qui optimise les performances de reproduction (Kouamo et al., 2009). Ce saisonnement de reproduction traduit une adaptation de la fonction de reproduction au milieu.

II.2.3.2. OEstrus

L'oestrus est le résultat de l'action de l'oestradiol sur le système nerveux central et amenant jusqu'aux manifestations psychiques des chaleurs. Durant 14 à 18 heures, la vache est en oestrus, elle est anxieuse et sans repos, son appétit diminue (Sartori et Barros, 2011).

La connaissance de l'anatomie et de la physiologie de l'ovaire demeure un des pré-requis pour l'application des biotechniques de reproduction assistée telles que l'insémination artificielle, la synchronisation des chaleurs, le transfert d'embryon et la production in vitro d'embryons.

B. PRODUCTION IN VITRO D'EMBRYONS

La production in vitro d'embryons nécessite la collecte préalable des complexes ovocytes cumulus-oophorus (COCs) à partir des ovaires. La qualité des follicules et des ovocytes collectés à partir de ces ovaires est un pré-requis pour la maturation et la fécondation in vitro des ovocytes (Boni, 2012).

Les ovocytes peuvent être collectés soit sur des ovaires d'animaux abattus, soit sur des animaux vivants.

I.1. Collecte des ovocytes à partir des ovaires prélevés sur des animaux abattus (ex vivo)

Les ovocytes peuvent être récoltés à moindre coût pour la production in vitro d'embryons à grande échelle (Agrawal et al., 1995) à partir d'ovaires des vaches de tout âge y compris les foetus collectés après abattage (Natumanya et al., 2008). Plusieurs techniques de collecte ont été développées.

Dans cette technique, les follicules visibles sur l'ovaire sont aspirés à l'aide d'une aiguille 18G (Gauge) et d'un système d'aspiration (#177; 1 bar) ou d'une pompe à vide (100-150 mm Hg) (Satrapa et al., 2010).

Selon cette technique, les ovaires sont placés dans une boîte de pétri contenant 5 ml du Dubelcco Phosphate Buffered Saline (DPBS). Des sections multiples sont faites sur la surface ovarienne avec une lame de bistouri (Wang et al., 2007). Cette technique permet de récupérer les ovocytes présents dans tous les follicules quelle que soit leur localisation au niveau du cortex ovarien, augmentant ainsi le rendement en ovocytes. Elle a pour inconvénient de produire beaucoup de débris tissulaires, ce qui rend la recherche des ovocytes difficile (Wani et al., 1999).

Les ovaires, tenus par une pince, sont submergés dans une solution physiologique (DPBS) contenue dans une boîte de pétri, puis les follicules visibles sont ponctionnés par une aiguille de 18-G et le fluide folliculaire est récupéré (Wang et al., 2007).

Les follicules antraux intacts ou partiels sont disséqués et placés en maturation. Cette technique permet d'exclure les follicules atrétiques et d'obtenir d'ovocytes de meilleure qualité (Foudani et al., 1998).

Les ovocytes immatures peuvent aussi être collectés par ponction des follicules ovariens visualisés sur l'écran d'un échographe sur des vaches vivantes. Elle est réalisée par voie transvaginale à l'aide d'un pistolet muni d'une sonde à ultrasons et d'une aiguille rétractable reliée à un système d'aspiration. C'est la technique de la ponction échoguidée ou OPU (Ovum Pick Up). Elle a l'avantage d'être utilisée sur des animaux de haute valeur génétique, et peut être répétée deux fois par semaine chez la même femelle pendant plusieurs mois (jusqu'à cinq) sans affecter apparemment la fertilité ultérieure des animaux. Son inconvénient réside dans le fait qu'elle a des résultats incertains et le rendement en ovocyte est faible.

La qualité des ovocytes est définie selon cinq niveaux (Sirard et al., 2006) :

Une évaluation fonctionnelle est toutefois difficile à déterminer au moment de la

collecte des ovocytes. Plusieurs stratégies ont été employées dans l'optique de fournir une valeur prédictive du potentiel des ovocytes collectés pour la production in vitro d'embryons. Les méthodes non invasives comme le diamètre folliculaire et la morphologie des COCs ont été utilisées comme critères de sélection des ovocytes de bonne qualité.

Le diamètre folliculaire a été largement utilisé comme un paramètre de sélection des ovocytes. Des études ont établi une relation entre la taille du follicule et la compétence au développement de l'ovocyte. La ponction des follicules antraux est utilisée chez la vache à partir des follicules de diamètre compris entre 3 et 8 mm (Abraham et al., 2012). En effet, les follicules en dessous de 3 mm de diamètre donnent un faible pourcentage d'ovocytes aptes à

acquérir la compétence méiotique. De même, la dégénérescence des ovocytes suite à l'atrésie des follicules est plus fréquente dans les follicules de diamètre inférieur à 3 mm et supérieure à 6 mm (Anguita et al., 2007).

II.1. Evaluation sur la base des caractéristiques morphologiques du cumulus oophorus

Après collecte ex vivo ou in vivo, les ovocytes peuvent être dénudés ; mais, ils sont généralement entourés d'une quantité plus ou moins abondante de cellules de la corona radiata et du cumulus oophorus. Les ovocytes sont classés selon la morphologie des COCs c'est-à-dire le nombre de couches de cellules du cumulus oophorus et l'aspect du cytoplasme évalué sur la base de l'aspect des noyaux. Les ovocytes présentant un cytoplasme homogène sont davantage associés à des COCs compacts. Inversement, un cytoplasme d'aspect granuleux et polarisé, correspondant à une distribution irrégulière de gouttelettes lipidiques et d'organelles intracellulaires, est davantage associé à des follicules atrétiques et à des COCs expansés (Salomone et al., 1999). Selon ces critères, les ovocytes sont classés en quatre qualités (De Loose et al., 1989 ; Alves et al., 2014).

- Qualité 1 (Q1) : Cumulus pluristratifié (plus de trois couches) compacté et un cytoplasme homogène ;

- Qualité 2 (Q2) : Cumulus compacté à une ou deux couches et un cytoplasme moins homogène ;

- Qualité 3 (Q3) : couche des cellules irrégulières avec un peu du cumulus oophorus moins compacté et un cytoplasme moins régulier avec des zones sombres ;

- Qualité 4 (Q4) : absence de cumulus oophorus ou expansé, cytoplasme irrégulier avec des zones sombres.

Le critère de sélection basé sur la morphologie des COCs est important pour la réussite de la maturation in vitro.

Les ovocytes et le cumulus oophorus (cellules somatiques entourant l'ovocyte) sont reliés par des jonctions communicantes permettant l'inter-échange des molécules et nutriments entre ces cellules (Norris et al., 2008). L'efficacité de la production in vitro d'embryons (PIV) est influencée significativement par la qualité des ovocytes. Les COCs utilisés pour la PIV sont les COCs de qualité 1 et 2, c'est-à-dire entourés d'un cumulus compact (composé de 3 à 4 couches de cellules couvrant la zone pellucide) et ayant un cytoplasme homogène (Cetica et al., 1999; Wang et al., 2007). De nombreuses études ont

montré que la compétence au développement est proportionnelle à la qualité du complexe cumulus oophorus ovocyte avec une différence des taux de développement significatif entre les COCs des classes 1 et 2 acceptables d'une part et d'autre part les COCs de classes 3 et 4 (Cetica et al., 1999).

La culture des embryons est une étape cruciale pour la production d'embryons in vitro. Chez les mammifères domestiques, c'est au stade blastocyste que l'embryon est transférable dans l'utérus de la femelle receveuse. La culture jusqu'à ce stade est donc indispensable. C'est également à ce stade que l'embryon est apte à supporter la congélation/décongélation. Les zygotes obtenus sont mis en culture dans un milieu contenant tous les composés dont l'embryon a besoin.

VI. Facteurs de variation de la population folliculaire, du rendement et de la qualité ovocytaires

Les facteurs tels que la race, l'âge, le niveau hormonal, le stade de reproduction et la nutrition ont été cités antérieurement comme influençant la population folliculaire et le rendement en ovocytes des différentes espèces d'animaux domestiques.

Plusieurs études ont montré l'effet du corps jaune sur la population folliculaire. Les résultats sont parfois controversés. La présence du corps jaune (Dominguez, 1995; Natumanya et al., 2008) ou son diamètre (Hanzen et al., 2000) n'affecte pas le développement des follicules ovariens sur l'ovaire hétérolatéral ou ipsi-latéral. Par contre, d'autres auteurs ont montré que l'activité folliculaire serait plus grande sur l'ovaire porteur de corps jaune que sur l'ovaire hétérolatéral chez la vache pendant le cycle oestral (Driancourt et al., 1991) ; et pour d'autres encore, l'ovaire hétérolatéral au corps jaune a plus de follicules ovariens chez le dromadaire (Abdoon, 2001), chez la chèvre (Swchwarz et Wierzcho, 2010) et chez la brebis (Shabankareha et al., 2010). Lors de la gestation cependant, le corps jaune exerce une influence négative sur la croissance des follicules de diamètre supérieur à 7 mm sur l'ovaire ipsi- latéral (Pierson et Ginther, 1987a).

Le rendement et la qualité des ovocytes ne sont pas affectés par la présence du corps jaune sur l'ovaire des vaches de races Bos Taurus (Dominguez, 1995) et Bos Indicus (Natumanya et al., 2008). Mais, d'après Samad et Raza (1999), Wani et al. (2000) et Abdoon (2001), les ovaires possédant un corps jaune ont un rendement plus faible en ovocytes que les ovaires sans corps jaune chez la bufflesse, la brebis et la femelle du dromadaire.

IV.1.2. Disposition des follicules dans le cortex ovarien

Une coupe d'ovaire permet de visualiser les follicules ovariens qui se présentent depuis leur stade initial ou follicule primordial jusqu'au stade de follicule mûr ou dominant, libérant l'ovocyte. L'apparition de follicules en surface de l'ovaire semble dépendre de la profondeur du cortex à laquelle ils sont localisés. Les follicules se développent toujours dans la partie corticale de l'ovaire avec une variabilité de distribution entre cette zone (Derivaux et Ectors, 1989). Ainsi, si chez certaines races ces follicules sont en majorité en localisation sub-superficielle et donc visibles en surface à 1 mm de profondeur, chez d'autres comme c'est le

cas chez la bufflesse, ils sont distribués à différents niveaux du cortex mais majoritairement en profondeur, par conséquent non visibles en surface (Kumar et al., 1997).

Le diamètre des follicules influence la qualité des ovocytes. Des études ont montré une fréquence plus élevée de la maturation in vitro des ovocytes récoltés à partir des follicules de diamètre supérieur à 3 mm qu'à partir de ceux récoltés sur follicules de diamètre inférieur à 2 mm. En effet, Les ovocytes provenant des follicules de diamètre inférieure à 2 mm sont caractérisés par une maturation cytoplasmique et moléculaire incomplète (Sirard et al., 2006). La morphologie des COC's change durant la phase de croissance et de régression des follicules ; les ovocytes expansés ou nus sont plus observés dans les follicules atrétiques (Salomone et al., 1999) tandis que, les ovocytes ayant 3 à 4 couches des cellules du cumulus oophorus sont observés dans les follicules antraux qui répondent à la FSH (Blondin et Sirard, 1995). Les travaux de Laizeau (2003) et de Machatkova et al. (2004) ont également montré que la présence d'un follicule dominant affecte négativement le rendement et la qualité en ovocyte.

La race est un facteur qui influence la population folliculaire. En effet Selon Silva-Santos et al. (2011), le nombre des follicules varie d'une race à une autre et entre les individus d'une même race. Ainsi, Les travaux de Dominguez (1995) ont montré que les races européennes ont plus de gros follicules que les zébus ou produits de leur croisement. Par contre, le nombre de petits follicules ne diffère pas au sein des groupes. Lucci et al. (2002) ont révélé par exploration histologique que les zébus ont une population folliculaire en particulier les follicules pré-antraux, quantitativement similaire à celle observée chez les taurins tropicaux. Cependant, des différences sont observées au niveau des follicules antraux. Ghinter et al. (1996) ont observé au début de chaque vague folliculaire, 24 petits follicules antraux (3-5 mm) chez la vache Bos taurus alors que 41,5 ont été observés pendant l'émergence des premières vagues folliculaires du développement folliculaire chez le zébu Nellore (Sartori et Barros, 2011). Le diamètre des gros follicules diffère également entre les races ; il est plus petit (10-12 mm) chez le zébu Nellore que chez la vache Holstein (16-20mm) d'après Carvalho et al. (2008).

Les ovocytes issus des vaches à haut niveau génétique donnent après maturation et fécondation in vitro un taux plus élevé des blastocytes par rapport à ceux prélevés sur des vaches à niveau génétique moyen (Snijders et al., 2000). Anna et al. (2013) n'ont pas observé de différence significative en terme de rendement ovocytaire entre les races Katjang, croisé Boer et métis chez l'espèce caprine.

Il ressort de nombreux travaux que l'âge influence de façon significative la population folliculaire chez la vache. Le nombre des follicules de diamètre compris entre 2 et 8 mm comptés chez les vaches adultes âgées de plus de 9 ans est significativement inférieur à celui des génisses (Lucyna et Zdzislaw, 1984; Natumanya et al., 2008).

L'âge de la donneuse est un facteur significatif qui influence la compétence au développement de l'ovocyte (Armstrong, 2001). Il a été démontré que le pourcentage des oeufs qui arrivent au stade blastocyste est plus faible quand les ovocytes sont issus des génisses par rapport à ceux issus des vaches âgées (Armstrong, 2001).

Samad et Raza (1999), Wani et al. (1999) et Anna et al. (2013) ont trouvé que l'âge n'affecte pas le rendement et la qualité des ovocytes chez la bufflesse, la brebis et la chèvre. Par contre la quantité des ovocytes et leur qualité diminuent avec l'âge (Lucyna et Zdzislaw, 1984 ; Natumanya et al., 2008) chez les bovins.

La NEC traduit l'état nutritionnel et l'état d'engraissement de l'animal à travers la quantité de graisses accumulée sous la peau. Elle est utilisée dans la gestion du troupeau afin de connaître son statut nutritionnel. Les facteurs nutritionnels ont été étudiés chez les animaux afin de déterminer leur effet sur la fertilité et les paramètres de reproduction. Il ressort de ces études que les vaches dont l'alimentation est pauvre présentent des follicules dominants de petite taille et un régime riche en énergie augmente la vitesse de croissance folliculaire (Armstrong, 2001). Les vaches ayant une bonne NEC (3 à 5) ont plus de follicules en développement comparés aux vaches ayant une NEC de 2 (Dominguez, 1995; Drion et al., 1996; Natumanya et al., 2008).

Des études ont montré une relation entre la note d'état corporel et la production des ovocytes. Ainsi, les résultats de Dominguez (1995) ont montré qu'une NEC faible (< à 2) influence négativement le rendement et la qualité des ovocytes. En effet, la qualité des ovocytes dépend des conditions nutritionnelles sous lesquelles le follicule a commencé son développement, c'est-à-dire au moment de son recrutement dans la vague folliculaire. La

durée de croissance d'un follicule à un follicule pré-ovulatoire est entre 84 et 85 jours chez la vache Holstein (Al-Katanani et al., 2002). Ainsi, les follicules qui entament leur croissance sous des conditions nutritionnelles déficientes hébergent des ovocytes inaptes à poursuivre un développement normal lorsqu'ils sont fécondés in vitro. Ainsi, la proportion des ovocytes de bonne qualité (I et II) est proportionnelle à la NEC (Dominguez, 1995).

Les deux études consacrées à la cinétique de la croissance folliculaire pendant les premières semaines de gravidité (Savio et al., 1988 ; Ginther et al., 1989) ont identifié, comme pendant le cycle sexuel et malgré la présence continue d'une imprégnation progestéronique, des vagues de croissance folliculaire tous les 8 à 10 jours mais sans phénomènes de sélection ni de dominance. L'une d'entre elles a observé une réduction de la croissance folliculaire sur l'ovaire ipsi-latéral au corps jaune 17 à 24 jours après la fécondation (Savio et al., 1988 ). Certains estiment l'embryon responsable de cet effet (Driancourt et al., 1991). Il serait médié par la BPL (Bovine Placental Lactogen) secrétée par les cellules binuclées trophoblastiques et dont l'effet inhibiteur sur la croissance folliculaire préovulatoire a été démontré (Lucy et al., 1992). Une étude a confirmé la persistance des vagues de croissance folliculaire entre le 4^e et le 9^e mois de gravidité chez la vache. Cependant, la taille du follicule dominant diminue au cours de cette période et le plus souvent aucun follicule de diamètre supérieur à 6 mm n'est détecté sur les ovaires au cours des trois dernières semaines de gestation (Ginther et al., 1996).

Certains auteurs ont observé une augmentation du nombre de follicules de diamètre compris entre 4 et 8 mm entre le 7^e et le 42^e jour postpartum. Spicer et Echterkamp (1996) ont montré que le nombre de follicules moyens (5 à 9 mm) et celui des gros follicules (> à 10 mm) est plus élevé chez les vaches non gravides que les gravides et ce nombre diminuait graduellement du premier au troisième trimestre de gravidité.

Plusieurs travaux ont montré que la qualité des ovocytes et le rendement en ovocytes dépendent du statut physiologique de la femelle. Abdoon (2001) a montré que le nombre des ovocytes ponctionnés chez la femelle du dromadaire gravide est significativement inférieur à celui obtenu à partir de la femelle non gravide. Un grand nombre ou pourcentage d'ovocytes nus (qualité non sélectionnée pour la FIV) est obtenu à partir des ovaires de la femelle du dromadaire en anoestrus ou en période de gravidité. Le statut physiologique n'influence pas le rendement ni la qualité des ovocytes chez les races européennes (Dominguez, 1995) et le zébu Ankole (Natumanya et al., 2008).

V.3. Autres facteurs de variations du rendement et de la qualité des ovocytes V.3.1. Technique de collecte

Le rendement en ovocytes varie selon la technique utilisée: 5,8 ovocytes ont été collectés par ovaire en utilisant l'aspiration directe des follicules apparents. Ce rendement passe significativement à 9,6 ovocytes par la technique de slicing (Wang et al., 2007).

V.3.2. Temps et température de transport.

La température à laquelle sont conservés les ovaires pendant leur transport a également fait l'objet d'étude. En effet, l'évaluation de la morphologie du cumulus oophorus et l'apoptose des cellules de la granulosa montre que les ovaires ne devraient pas être conservés plus de 3 heures entre 20 et 30°C afin d'éviter l'apoptose des cellules de la granulosa et les modifications morphologiques du cumulus oophorus (Pedersen et al., 2004).

CHAPITRE II : MATÉRIEL ET MÉTHODES

Cette étude a porté sur 201 vaches qui provenaient principalement du département de la Vina (Région de l'Adamaoua) et du département du Mayo- Rey (Région du Nord). Seules les vaches zébus ont été considérées.

Dans les zones d'origine, les animaux sont élevés de façon extensive. Ils paissent dans les pâturages communautaires à l'exception des ranchs qui disposent d'étendues plus ou moins délimitées et clôturées. Bien que les éleveurs soient de plus en plus sédentarisés, il existe encore des clans nomades (Mbororo notamment) mais presque tous les éleveurs pratiquent la transhumance en saison sèche, à la recherche d'eau et du fourrage pour leurs animaux. A côté de cela, se trouvent également d'autres systèmes notamment les systèmes semi-extensif et intensif où on note l'intervention de l'homme dans l'amélioration des performances de production et de reproduction à travers la complémentation et la supplémentation de l'aliment, l'application d'un programme de prophylaxie et la pratique des inséminations artificielles. Les soins vétérinaires sont limités aux campagnes de masse (vaccinations contre les épizooties, traitements curatifs et préventifs contre les trypanosomoses, etc...).

La race a été identifiée sur les bases des caractéristiques phénotypiques telles que décrites par Lhoste (1969).

Les zébus M'Bororos sont des animaux de grand format. La tête est longue et le cornage, long et puissant, présente en général une forme de lyre haute. L'encolure est longue et peu musclée ; la croupe est peu charnue, la poitrine est étroite mais profonde. Parmi ces groupes se distinguent trois races :

C'est un animal de grand format, de robe blanche parfois mouchetée avec des muqueuses foncées. Le mufle, les oreilles et les onglons sont en général noirs.

La variété Djafoun est caractérisée par une robe acajou uniforme et par des cornes en forme de lyre implantées haut.

C'est un animal de taille moyenne caractérisé par une robe crème, une bosse peu développée et l'absence des cornes.

D'après les enquêtes menées auprès des bouchers à l'abattoir, 61% des animaux étudiés provenaient du département de la Vina et 39% du département du Mayo Rey. Ces origines correspondent en réalité aux marchés à bétail où les achats des animaux ont été effectués ; les origines réelles des animaux étaient difficiles à déterminer du fait qu'un même animal peut transiter par plusieurs marchés à bétail.

Avant l'abattage, le périmètre thoracique (PTHO) de chaque vache a été mesuré avec le mètre ruban. Le poids a été calculé selon la formule : poids (kg) = 124,69 - 3,171 x PTHO + 0,0276 x PTHO² (Njoya et al., 1997).

Chaque vache a été examinée avant l'abattage pour déterminer sa note d'état corporel selon une grille de notation allant de 0 à 5 d'après Vall et al. (2003). La note d'état corporel globale a été estimée pour chaque vache par :

- La note du flanc dont les repères anatomiques sont la pointe de la hanche, les apophyses transverses et épineuses ;

- La note arrière dont les repères anatomiques sont la base de la queue et la pointe des fesses, le ligament sacro-tubéral, le détroit caudal et la ligne du dos.

C'est en fonction de la proéminence de ces repères et de l'aspect saillant des os sous-jacents que l'on attribue une note allant de 0 à 5. Le tableau I présente les grilles d'évaluations de la NEC. Ces repères ont été complétés par la palpation des amas graisseux superficiels : les abords, le grasset, la côte.

Les vaches ont été classées en 3 catégories selon Natumyana et al. (2008) : note 1-2 : maigre ; note 3 : Moyenne ; note 4-5 : grasse.

Après l'abattage, l'âge a été déterminé par l'examen de la dentition ou des cornes.

Pour la détermination de l'âge par les cornes, la formule suivante a été utilisée : Age (en années) = N + 2, avec N représentant le nombre des sillons et 2 une constante.

Les vaches ont été classées en groupes d'âges : 3 = âge < 6 ans, 6 = âge < 10 ans et 10= âge = 15 ans selon Lucyna et Zdzislaw (1984).

Après l'abattage et l'éviscération, l'utérus a été examiné afin de déterminer l'état physiologique de la vache. Si celle-ci est gravide, le foetus était retiré par incision de l'utérus et son âge approximatif déterminé à partir de la formule Y= X (X+2) où X représente le nombre de mois de gestation, 2 une constante et Y la longueur nuque-croupe en centimètres (Santos et al., 2013). La longueur nuque-croupe était mesurée à partir de l'éminence frontale jusqu'à la jonction sacrée-coccygienne (ischium). Le stade de gravidité a été ensuite classé en premier trimestre (1 à 90 jours), deuxième trimestre (91 à 180 jours) et troisième trimestre (> à 180 jours).

Après identification et abattage de chaque vache, les ovaires ont été prélevés par section du ligament large à l'aide des ciseaux. Ensuite, l'ovaire droit est placé dans un tube conique contenant un milieu isotonique (NaCl, 0.9%) avec la pénicilline-streptomycine (0,5 mg/ml), et l'ovaire gauche dans un autre. Après la collecte, les tubes contenant les ovaires ont été mis dans un container isotherme à la température de 30-32° C, puis transportés au laboratoire endéans les 2 heures qui suivaient l'abattage. Les ovaires présentant des pathologies (kystes) ont été exclus (Wang et al., 2007).

Au laboratoire, les ovaires ont été débarrassés de débris tissulaires (ligament large attachés sur l'ovaire) et ont été pesés avec une balance électronique de type Mettler PC 2000 (photo n° 6) avec une précision de 0,01. En fonction de leur poids, les ovaires ont été répartis en trois groupes : petits (< à 3 g), moyens (3 à 5 g) et gros (> à 5 g).

La taille (longueur, largeur et épaisseur) de l'ovaire a été mesurée à l'aide d'un calliper électronique (Photo n° 7). En fonction de ce facteur, les ovaires ont été répartis en deux groupes : volume ovarien inférieur à 2,25x1,75x1,25 cm³ et supérieur à 2,25x1,75x1,25 cm³ (Samad et Raza., 1999).

Le corps jaune (photo n° 8) est une glande endocrine transitoire du fait de sa durée éphémère. C'est une structure qui est formée à partir du follicule qui a ovulé. Son identification sur l'ovaire était basée sur sa forme et sa couleur. Le corps jaune mature a une forme en « bouchon sphérique », et une couleur grise.

Pour chaque vache, les follicules visibles (photo n° 9) à la surface de l'ovaire ont été comptés. Le diamètre folliculaire a été mesuré et les follicules ont été classés en 3 catégories : petits (CD < 3 mm), moyens (3 = CD = 8 mm) et gros (CD > 8 mm) selon Duygu et al. (2013). Les ovaires ont été ensuite rincés avec une solution physiologique de NaCl à 0,9 % contenant de la pénicilline-streptomycine à la dose de 0,5 mg/ml. Ils ont été gardés dans un bain marie à une température de 30° C pendant toute la durée de leur examen.

Les données ont été analysées avec le logiciel Statistical Package for Social Sciences (SPSS), version 20. Le test de Shapiro-Wilk a été utilisé pour le test de normalité des observations ou valeurs. Les données des follicules et ovocytes qui ne suivent pas une distribution normale ont été transformées par le logarithme Népérien. L'analyse de la variance (ANOVA) à un facteur a été effectuée pour évaluer l'effet des facteurs ovariens et non ovariens sur la population folliculaire, le rendement et la qualité ovocytaire. Les différences entre moyennes ont été testées par le test de Duncan's. Pour les données non normales, le test de Krustal-Wallis a été utilisé pour la comparaison des différentes moyennes. Toutes les données ont été représentées sous la forme de moyenne #177; ESM (Erreur Standard de la Moyenne) au seuil de 5 %.

Sur les 201 vaches étudiées, 92 étaient de race Goudali, 50 de race White Fulani (Akou), 31 de race Red Fulani (Djafoun) et 20 de race Bokolo (figure 10).

I.1.2. Age

L'âge des vaches abattues variait entre 3 et 15 ans. Avec une moyenne de 6,80 #177; 0,15, la plupart des vaches avait un âge compris entre 6 et 10 ans (tableau III).

L'évaluation morphologique des vaches a montré que la note d'état corporel des vaches abattues variait entre 1 et 5 ; avec une moyenne de 2,67#177;0,06. Plus de la moitié (59,7 %) des vaches avaient une NEC = 3 (figure 11).

Figure 11 : Distribution des vaches en fonction de la NEC I.1.4. Statut physiologique

Plus de la moitié (52,2%) des vaches étaient gravides. Le tableau IV présente leur répartition en fonction de leur statut physiologique et de la gravidité.

Cent quarante vaches (69,7%) possédaient un corps jaune sur l'un ou l'autre ovaire contre soixante une (30,3%) qui n'en possédaient pas.

Le poids moyen de l'ovaire était de 4,60#177;1,82 g et ceux de l'ovaire droit et gauche de 4,99#177;2,48g et 4,22#177;2,15 g respectivement. Il est à noter que l'ovaire droit pèse plus que l'ovaire gauche. Le poids moyen des vaches était de 382,08#177;70,73 Kg.

Le tableau V présente la variation du poids des ovaires et des vaches en fonction de la race, de la NEC, de l'âge, du statut physiologique et de la présence ou non du corps jaune. Il ressort de ce tableau que les vaches gravides ont des ovaires plus lourds (P < 0 ,05). De même, les ovaires porteurs de corps jaune sont plus lourds (P < 0 ,05). La race et l'âge des vaches n'ont aucun effet (P > 0 ,05) sur le poids des ovaires, alors que la note d'état corporel a une influence significative. Les ovaires des vaches ayant une NEC = 3 sont plus lourds (p < 0,05). Bien que la race Goudali ait tendance à avoir un poids plus élevé que les autres races, la différence n'est pas significative (p > 0,05). Par contre, le poids des vaches augmente de façon significative (p < 0,05) avec la note d'état corporel, la présence du corps jaune et de l'état gravidique.

Tableau V : Variation du poids des ovaires et des vaches en fonction de la race, de la NEC, de l'âge, du
statut physiologique et du corps jaune (moyenne #177; ESM)

Facteurs		N	Poids moyen ovaire droit	Poids moyen Ovaire gauche	Poids Moyen ovaire	Poids de l'animal
	Akou	50	5,07#177;0,32^a	4,20#177;0,26^a	4,63#177;0,23^a	348,27#177;7,97^a
	Bokolo	20	4,99#177;0,87^a	3,41#177;0,36^a	4,20#177;0,27^a	354,90#177;12,76^a
Race	Djafoun	31	4,62#177;0,58^a	4,56#177;0,42^a	4,59#177;0,42^a	364,35#177;13,35^a
	Goudali	92	5,05#177;0,24^a	4,28#177;0,23^a	4,67#177;0,18^a	373,72#177;6,70^a
	P-value		0,546	0,675	0,776	0,654
	Faible	81	4,35#177;0,24^a	3,78#177;0,22^a	4,06#177;0,18^a	339,05#177;5,51^a
NEC	Moyenne	93	5,30#177;0,26^b	4,45#177;0,24^b	4,87#177;0,26^a	366,07#177;6,88^b
	Elevée	27	5,82#177;0,55^b	4,70#177;0,37^b	5,26#177;0,31^b	424,70#177;11,11^c
	P-value		0,007	0,027	0,002	0,000
	3 - 6	55	4,79#177;0,28^a	3,87#177;0,22^a	4,33#177;0,19^a	357,44#177;9,86^a
Age	6 - 10	108	5,12#177;0,25^a	4,28#177;0,21^a	4,70#177;0,18^a	372,32#177;5,43^a
	10 - 15	38	4,87#177;0,45^a	4,52#177;0,42^a	4,69#177;0,33^a	373,81#177;10,65^a
	P-value		0,923	0,063	0,441	0,581
Statut	Non gestante	96	4,26#177;0,20^a	3,54#177;0,18^a	3,90#177;0,16^a	339,09#177;5,83^a
	Gestante	105	5,65#177;0,26^b	4,84#177;0,22^b	5,24#177;0,17^b	384,97#177;6,23^b
physiologique	P-value		0,000	0,000	0,000	0,000
	Absent	61	3,57#177;0,18^a	3,22#177;0,16^a	3,39#177;0,16^a	333,29#177;7,60^a
Corps jaune	Présent	140	5,60#177;0,22^b	4,22#177;0,15^b	5,12#177;0,15^b	376,03#177;5,32^b
	P-value		0,000	0,009	0,000	0,000

a,b,c :les moyennes dans une colonne avec des exposants différents sont significatives (P<0,05)

Les dimensions moyennes de l'ovaire étaient de 2,78#177;0,55 cm pour la longueur, 1,90#177;0,42 cm pour la largeur et de 1,27#177;0,33 cm pour l'épaisseur.

Le tableau VI montre la variation de la taille de l'ovaire en fonction de la race, de la NEC, de l'âge, du statut physiologique et de la présence ou non du corps jaune.

Il ressort de ce tableau que : la longueur de l'ovaire augmente significativement avec l'âge (p < 0,05) ; l'épaisseur de l'ovaire est plus réduite (p < 0,05) chez les vaches maigres. Les dimensions des ovaires augmentent avec l'état gravidique et la présence du corps jaune (p < 0,05).

Tableau VI : Variation de la taille des ovaires en fonction de la race, de la NEC, de l'âge, du statut physiologique et de la présence ou non du corps jaune (moyenne#177;ESM).

FACTEURS		N	Longueur moyenne OG	Longueur moyenne OD	Longueur moyenne ovaire	Largeur Moyenne OG	Largeur moyenne OD	Largeur moyenne ovaire	Epaisseur moyenne OG	Epaisseur moyenne OD	Epaisseur moyenne Ovaire
	Akou	58	2,67#177;0,54^a	2,91#177;0,55^a	2,79#177;0,06^a	1,84#177;0,37^a	1,97#177;0,39^a	1,90#177;0,04^a	1,21#177;0,27^a	1,33#177;0,33^a	1,27#177;0,03^a
	Bokolo	20	2,61#177;0,52^a	2,74#177;0,37^a	2,68#177;0,08^a	1,75#177;0,44^a	2,07#177;0,49^a	1,91#177;0,05^a	1,09#177;0,33^a	1,34#177;0,35^a	1,21#177;0,55^a
Races	Djafoun	31	2,78#177;0,47^a	2,86#177;0,58^a	2,82#177;0,09^a	1,95#177;0,45^a	1,84#177;0,45^a	1,89#177;0,06^a	1,31#177;0,33^a	1,26#177;0,41^a	1,29#177;0,05^a
	Goudali	92	2,68#177;0,59^a	2,86#177;0,55^a	2,77#177;0,05^a	1,82#177;0,42^a	1,97#177;0,43^a	1,90#177;0,03^a	1,25#177;0,34^a	1,35#177;0,52^a	1,30#177;0,03^a
	p-value		0,716	0,681	0,767	0,354	0,274	0,998	0,100	0,797	0,565
	Faible	81	2,60#177;0,51^a	2,76#177;0,48^a	2,68#177;0,05^a	1,77#177;0,40a	1,84#177;0,40^a	1,81#177;0,03^a	1,15#177;0,29^a	1,22#177;0,31^a	1,18#177;0,02^a
	Moyenne	93	2,76#177;0,60^a	2,93#177;0,60^a	2,85#177;0,06^a	1,88#177;0,42^a	2,04#177;0,43^a	1,96#177;0,03^b	1,29#177;0,33^b	1,40#177;0,52^b	1,34#177;0,03^b
NEC	Elevée	27	2,72#177;0,44^a	2,93#177;0,43^a	2,82#177;0,06^a	1,89#177;0,40^a	1,96#177;0,43^a	1,97#177;0,04^b	1,31#177;0,34^b	1,42#177;0,42^b	1,36#177;0,05^b
	p-value		0,129	0,094	0,066	0,175	0,055	0,052	0,007	0,014	0,002
	3 - 6 ans	55	2,50#177;0,46^a	2,67#177;0,46^a	2,58#177;0,05^a	1,77#177;0,33^a	1,93#177;0,35^a	1,85#177;0,03^a	1,28#177;0,34^a	1,32#177;0,30^a	1,30#177;0,03^a
Age	6 À 10 ans	108	2,75#177;0,55^b	2,94#177;0,55^b	2,84#177;0,05^b	1,87#177;0,44^a	1,99#177;0,34^a	1,92#177;0,03^a	1,23#177;0,30^a	1,31#177;0,34^a	1,27#177;0,02^a
	10 - 15 ans	38	2,81#177;0,60^b	2,92#177;0,54^b	2,86#177;0,08^b	1,84#177;0,43^a	1,93#177;0,53^a	1,89#177;0,06^a	1,19#177;0,35^a	1,40#177;0,76^a	1,29#177;0,07^a
	p-value		0,009	0,007	0,003	0,348	0,658	0,302	0,376	0,575	0,763
Statut	Non gestante	96	2,53#177;0,49^a	2,70#177;0,47^a	2,62#177;0,04^a	1,70#177;0,37^a	1,88#177;0,39^a	1,79#177;0,03^a	1,14#177;0,29^a	1,22#177;0,30^a	1,18#177;0,02^a
physio-	Gestante	105	2,84#177;0,56^b	3,01#177;0,56^b	2,92#177;0,05^b	1,96#177;0,41^b	2,04#177;0,45^b	2,00#177;0,03^b	1,32#177;0,33^b	1,42#177;0,52^b	1,37#177;0,02^b
logique	p-value		0,000	0,000	0,000	0,000	0,010	0,000	0,000	0,001	0,000
	Absent	61	2,56#177;0,50^a	2,64#177;0,43^a	2,60#177;0,05^a	1,66#177;0,29^a	1,72#177;0,26^a	1,69#177;0,03^a	1,07#177;0,19^a	1,11#177;0,19^a	1,09#177;0,02^a
Corps jaune	Présent	140	2,75#177;0,56^b	2,96#177;0,55^b	2,85#177;0,04^b	1,92#177;0,43^b	2,06#177;0,45^b	1,99#177;0,02^b	1,30#177;0,34^b	1,43#177;0,48^b	1,36#177;0,02^b
	p-value		0,024	0,000	0,001	0,000	0,000	0,000	0,000	0,000	0,000

a,b,c :les moyennes dans une colonne avec des exposants différents sont significatives (P<0,05) OD : Ovaire Droit, OG : Ovaire Gauche

Quatre mille quatre cent onze (4411) ovocytes de qualité I, II, III et IV ont été récoltés des 402 ovaires, soit un rendement moyen en ovocytes par ovaire de 10,97#177;0,43.

Les ovocytes ont été classés en quatre qualités : I, II, III et IV (photo n° 10).

La figure 13 présente la répartition des ovocytes (moyenne #177;ESM) en fonction de leur qualité. Les ovocytes jugés de bonne qualité pour la maturation et la fécondation in vitro (qualité I et II) représentent une moyenne de 6,27#177;0,32 par ovaire soit un pourcentage de 57,15% (2515). L'index de la qualité ovocytaire (IQO) était de 2,26.

I.5. Effet des facteurs ovariens sur la population folliculaire, le rendement et la qualité des ovocytes.

Les tableaux VII et VIII présentent l'effet de la localisation ovarienne, de la présence ou non du corps jaune, du poids et de la taille de l'ovaire sur la population folliculaire, le rendement et la qualité des ovocytes.

Tableau VII: Variation du nombre des follicules en fonction des facteurs ovariens (moyenne #177; ESM)

Facteurs		N	Nombre des follicules/ovaire			Follicules totaux/ovaire
Facteurs		N	Petits (< 3mm)	Moyens (3-8 mm)	Gros (> 8 mm)
Localisa-	Droit	201	8,24#177;0,62^a	8,45#177;0,47^a	0,25#177;0,04^a	16,95#177;0,86^a
tion	Gauche	201	8,55#177;0,64^a	7,83#177;0,48^a	0,18#177;0,03^a	16,57#177;0,88^a
ovarienne	p-value					0,756
Corps	Absent	260	8,99#177;0,57^a	7,31#177;0,38^a	0,23#177;0,03^a	16,53#177;0,73^a
jaune	Présent	142	7,31#177;0,70^a	9,68#177;0,64^b	0,18#177;0,03^a	17.17#177;1,12^a
	P-value					0,623
Poids de	< 3	134	5,33#177;0,52^a	5,74#177;0,49^a	0,25#177;0,04^a	11,32#177;0,79^a
l'ovaire	3 - 5	134	7,55#177;0,65^b	7,94#177;0,53^b	0,24#177;0,04^a	16,47#177;0,88^b
(g)	>5	134	11,41#177;0,99^c	10,75#177;0,63^c	0,16#177;0,03^a	22,49#177;1,26^c
	P-value					0,000
volume de	<2,25x1,75x1,25	142	5,07#177;0,40^a	6,21#177;0,40^a	0,29#177;0,05^a	11,57#177;0,60^a
l'ovaire	>2,25x1,75x1,25	174	10,81#177;0,79^b	10,72#177;0,60^b	0,18#177;0,03^a	21,71#177;1,10^b
(cm³)	P-value					0,000

a,b,c :les moyennes dans une colonne avec des exposants différents sont significatifs

Tableau VIII : Variation du rendement et la qualité des ovocytes en fonction des facteurs ovariens (moyenne#177;ESM).

Facteurs		N	Rendement ovocytaire/ovaire		Qualité ovocytaire			Ovocytes cultivables
Facteurs		N	Rendement ovocytaire/ovaire	I	II	III	IV	I et II (%)
Localisation	Droit	201	11,28#177;0,62^a	3,55#177;0,22^a	2,83#177;0,18^a	2,30#177;0,17^a	2,60#177;0,26^a	6,38#177;0,36^a (56,56)
ovarienne	Gauche	201	10,67#177;0,60^a	3,52#177;0,21^a	2,62#177;0,18^a	2,17#177;0,17^a	2,36#177;0,19^a	6,13#177;0,35^a (57,45)
	p-value		0,756					0,631
Corps	Absent	260	11,51#177;0,53^a	3,58#177;0,19^a	2,86#177;0,16^a	2,37#177;0,15^a	2,70#177;0,21^a	6,44#177;0,31^a (55,95)
jaune	Présent	142	9,99#177;0,75^a	3,45#177;0,28^a	2,47#177;0,19^a	2,08#177;0,19^a	2,07#177;0,24^a	5,92#177;0,43^a (59,25)
	P-value		0,095					0,330
Poids de	< 3	134	8,44#177;0,59^a	2,66#177;0,22^a	2,09#177;0,22^a	1,78#177;0,18	1,90#177;0,21	4,75#177;0,35^a (56,27)
l'ovaire	3 - 5	134	11,39#177;0,74^b	3,51#177;0,24^b	3,51#177;0,24^b	2,29#177;0,20	2,59#177;0,33	6,50#177;0,44^b (57,07)
(en g)	>5	134	13,09#177;0,84^b	4,43#177;0,32^b	4,43#177;0,32^b	2,64#177;0,23	2,93#177;0,28	7,51#177;0,48^b (57,37)
	P-value		0,000					0,000
Volume de	<2,25x1,75x1,25	142	8,57#177;0,57^a	2,65#177;1,93^a	2,15#177;0,17^a	1,68#177;0,17^a	2,08#177;0,22^a	4,80#177;0,33^a (56,00)
l'ovaire (cm³)	>2,25x1,75x1,25	174	12,57#177;0,73^b	4,14#177;0,26^b	3,16#177;0,21^b	2,58#177;0,19^b	2,69#177;0,23^a	7,30#177;0,42^b (58,07)
	P-value		0,000					0,000

a,b,c :les moyennes dans une colonne avec des exposants différents sont significatifs (P<0,05).

La position gauche ou droite de l'ovaire n'a aucun effet significatif (P > 0,05) sur la population folliculaire, le rendement et la qualité des ovocytes. Toutefois, l'ovaire droit a tendance à avoir plus de follicules et d'ovocytes que l'ovaire gauche.

Le corps jaune n'a aucun effet significatif (P > 0,05) sur le nombre de petits (diamètre < à 3 mm), gros (diamètre > à 8 mm) et follicules totaux. Par contre, les ovaires porteurs de corps jaunes ont plus (P < 0,05) de follicules moyens.

Les ovaires ne portant pas de corps jaune ont tendance à avoir un rendement plus élevé en ovocytes totaux et en ovocytes cultivables. Aucune différence significative n'est observée en terme de qualité ovocytaire entre les ovaires ipsi et contra-latéraux au corps jaune.

Le poids de l'ovaire influence de façon significative la population folliculaire totale, le rendement et la qualité ovocytaire. Cependant, il n'a aucun effet significatif (P > 0,05) sur le nombre moyen des gros follicules.

Il ressort du tableau VII que les ovaires dont le volume est supérieur à 2,25x1,75x1,25 cm³ ont plus (P < 0,05) de follicules totaux que ceux dont le volume est moindre. Cependant le nombre des gros follicules ne diffère (P > 0,05) pas entre ces deux groupes.

De même, le rendement en ovocytes totaux et en ovocytes cultivables est plus élevé (P < 0,05) dans les ovaires ayant un volume supérieure à 2,25x1,75x1,25 cm³ (tableau VIII).

I.6. Variation de la population folliculaire, du rendement et de la qualité des ovocytes en fonction des facteurs non ovariens.

Les tableaux IX et X présentent l'effet de la race, de l'âge, de la NEC, du statut physiologique et du stade de la gestation sur la population folliculaire, le rendement et la qualité ovocytaire.

Tableau IX : Variation de la population folliculaire en fonction des facteurs non ovariens (moyenne #177; ESM)

Facteurs		N	Nombre de follicules/ovaire			Follicules totaux
Facteurs		N	Petits (< 3mm)	Moyens (3-8mm)	Gros (> 8mm)	/ovaire
	Akou	58	9,60#177;1,20^a	7,63#177;0,91^a	0,19#177;0,03^a	17,39#177;1,74^a
Race	Bokolo	20	7,80#177;2,04^a	8,00#177;1,26^a	0,25#177;0,07^a	16,02#177;2,45^a
	Djafoun	31	9,10#177;1,83^a	8,22#177;1,03^a	0,22#177;0,06^a	17,47#177;2,42^a
	Goudali	92	7,53#177;0,76^a	8,48#177;0,62^a	0,20#177;0,04^a	16,27#177;1,10^a
	P-value					0,170
	3 -6 ans	55	8,52#177;1,08^a	8,55#177;0,67^a	0,34#177;0,05^a	17,42#177;1,38^a
Age	6 -10 ans	108	8,61#177;0,86^a	9,14#177;0,59^a	0,17#177;0,02^b	17,76#177;1,13^a
	10 -15 ans	38	7,59#177;1,34^a	4,74#177;1,06^b	0,13#177;0,04^b	12,46#177;2,16^b
	P-value					0,043
	Faible	81	7,61#177;0,79^a	6,68#177;0,63^a	0,20#177;0,03^a	14,48#177;1,14^a
NEC	Moyenne	93	8,98#177;0,99^a	9,78#177;0,68^b	0,22#177;0,03^a	18,99#177;1,35^b
	Elevée	27	8,74#177;1,71^a	6,91#177;0,86^a	0,18#177;0,05^a	15,85#177;2,05^a
	P-value					0,038
Statut	Non gravide	96	9,23#177;0,79^a	7,55#177;0,64^a	0,29#177;0,03^a	17,00#177;1,26^a
physio-	Gravide	105	7,63#177;0,79^a	8,69#177;0,59^a	0,31#177;0,03^a	16,52#177;1,11^a
logique	P-value					0,781
	1er trimestre	53	8,20#177;1,34^a	9,60#177;0,93^a	0,27#177;0,05^a	18,08#177;1,82^a
Stade de	2e trimestre	32	7,48#177;1,25^a	8,50#177;0,88^a	0,17#177;0,05^b	16,12#177;1,69^a
gravidité	3e trimestre	20	6,37#177;0,94^a	6,60#177;1,15^a	0,12#177;0,05^c	13,05#177;1,74^a
	P-value					0,431

a,b,c :les moyennes dans une colonne avec des exposants différents sont significatifs (P<0,05)

Tableau X : Variation du rendement et de la qualité des ovocytes en fonction des facteurs non ovariens (moyenne#177;ESM)

Facteurs		N	Rendement ovocytaire		Qualité ovocytaire			Ovocytes cultivables
Facteurs		N	Rendement ovocytaire	I	II	III	IV	I et II (%)
	Akou	58	11,39#177;1,03^a	3,63#177;0,28^a	2,65#177;0,28^a	2,42#177;0,58^a	2,74#177;0,42^a	6,27#177;0,60^a (55,12)
	Bokolo	20	11,07#177;1,93^a	2,95#177;0,45^a	3,27#177;0,63^a	2,27#177;0,47^a	2,42#177;0,69^a	6,22#177;1,02^a (56,21)
Race	Djafoun	31	10,79#177;1,82^a	3,75#177;0,65^a	2,55#177;0,40^a	2,10#177;0,19^a	2,21#177;0,53^a	6,31#177;0,99^a (58,41)
	Goudali	92	10,75#177;0,76^a	3,53#177;0,26^a	2,70#177;0,22^a	2,23#177;0,15^a	2,41#177;0,26^a	6,23#177;0,45^a (58,00)
	P-value		0,809					1,000
	3 - 6	55	12,23#177;0,95^a	3,77#177;0,28^a	2,94#177;0,27^a	2,60#177;0,32^a	2,91#177;0,37^a	6,72#177;0,49^a (54,97)
Age (années)	6 - 10	108	11,64#177;0,79^a	3,79#177;0,28^a	2,98#177;0,22^a	2,35#177;0,19^a	2,52#177;0,28^a	6,77#177;0,46^a (58,18)
	10 - 15	38	7,25#177;1,30^b	2,46#177;0,49^b	1,65#177;0,28^b	1,41#177;0,26^b	1,72#177;0,38^b	4,12#177;0,75^b (56,83)
	P-value		0,006					0,006
	Faible	81	9,59#177;0,82^a	2,93#177;0,26^a	2,44#177;0,25^a	1,89#177;0,21^a	2,31#177;0,34^a	5,38#177;0,48^a (56,08)
NEC	Moyenne	93	12,50#177;0,87^b	4,34#177;0,31^b	3,07#177;2,15^a	2,49#177;0,23^a	2,59#177;0,26^a	7,42#177;0,49^b (59,36)
	Elevée	27	9,87#177;1,52^a	2,55#177;0,41^a	2,33#177;0,38^a	2,41#177;0,43^a	2,57#177;0,58^a	4,89#177;0,75^b (49,54)
	P-value		0,034					0,003
Statut	Non gravide	96	12,05#177;0,85^a	3,62#177;0,27^a	2,98#177;0,24^a	2,53#177;0,23^a	2,90#177;0,32^a	6,61#177;0,48 (54,88)
physiologique	Gravide	105	9,99#177;0,75^b	3,46#177;0,28^a	2,48#177;0,19^a	1,97#177;0,18^b	2,08#177;0,24^a	5,93#177;0,44 (59,40)
	P-value		0,023					0,298
Stade	1er trimestre	53	11,33#177;1,27^a	3,87#177;0,45^a	2,82#177;0,33^a	2,23#177;0,29^a	2,41#177;0,39^a	5,26#177;0,72^a (59,00)
de gravidité	2e trimestre	32	9,41#177;0,98^a	3,47#177;0,42^a	2,30#177;0,25^a	1,92#177;0,29^a	1,72#177;0,31^a	5,76#177;0,59^a (61,29)
	3e trimestre	20	7,37#177;1,26^a	2,35#177;0,46^a	1,85#177;0,33^a	1,37#177;0,30^a	1,80#177;0,50^a	4,20#177;0,76^a (56,94)
	P-value		0,016					1,430

a,b,c :les moyennes dans une colonne avec des exposants différents sont significatifs (P<0,05)

La race n'a aucun effet significatif sur la population folliculaire totale (P > 0,05). Toutefois, les races Red Fulani et white Fulani ont tendance à avoir plus de follicules que les races Goudali et Bokolo.

Il n'existe aucune différence significative (P > 0,05) entre les races sur le rendement en ovocytes, la qualité et les ovocytes cultivables (P > 0,05). Toutes les races étudiées possèdent un pourcentage en ovocytes cultivables (I et II) supérieur à 50 %.

Les vaches âgées de plus de 10 ans ont moins de gros et moyens follicules (P < 0,05). De même, le rendement en ovocytes est plus élevé (P < 0,05) chez les vaches âgées de moins de 10 ans. Les ovocytes cultivables récoltés chez ces dernières représentent 61,13 % des ovocytes totaux.

La note d'état corporel exerce un effet significatif sur le nombre des follicules moyens et des follicules totaux. Les vaches ayant une NEC moyenne ont plus (P < 0,05) de follicules moyens et de follicules totaux que les vaches maigres et celles ayant une bonne NEC.

De même, les vaches ayant une NEC moyenne ont un rendement en ovocyte plus élevé (P < 0,05) que les vaches maigres et grasses. En ce qui concerne la qualité ovocytaire, les ovocytes de qualité I et les ovocytes cultivables sont plus nombreux (P < 0,05) chez les vaches ayant une NEC moyenne.

Le statut physiologique n'a aucun effet significatif (P > 0,05) sur la population folliculaire. Toutefois, les vaches non gravides ont tendance à avoir plus des follicules totaux que les vaches gravides.

Le statut physiologique exerce un effet significatif sur le rendement en ovocytes. Les vaches gravides ont moins (p < 0,05) d'ovocytes totaux, comparées aux vaches non gravides. En termes de qualité ovocytaire, les ovocytes de qualité III sont plus élevés (p < 0,05) chez les vaches non gravides. Les ovocytes de qualité I et II qui sont utilisés pour la maturation in vitro ne sont pas influencés par le statut physiologique. Toutefois, les vaches non gravides ont tendance à avoir plus d'ovocytes cultivables que les vaches gravides.

Les résultats montrent que l'âge de la gestation n'a aucun effet significatif (p > 0,05) sur le nombre des follicules totaux. Les vaches, au dernier trimestre de la gestation, ont tendance à avoir moins de follicules que les vaches aux premier et deuxième trimestres. Par contre, le stade de la gestation a un effet significatif sur le nombre de gros follicules. Les vaches au dernier trimestre de la gestation ont moins (P < 0,05) de gros follicules.

La gravidité influence le rendement en ovocytes. Les vaches au premier trimestre ont plus (P < 0,05) d'ovocytes que les vaches au dernier trimestre de gravidité. Cependant, il n'a aucun effet sur la qualité globale des ovocytes et sur la qualité des ovocytes cultivables.

L'âge moyen des vaches abattues (6,80 #177; 0,15) est similaire à celui observé par Bah et al. (2010). Selon ces auteurs, 39 % des vaches abattues à Ngaoundéré souffriraient des pathologies diverses qui, associées aux effets de la saison sèche et de la rareté des pâturages y relative auraient des répercussions sur les performances pondérales avec pour conséquence une note d'état corporel faible. La caractérisation des vaches indique que les zébus Mbororo (Akou et Djafoun) et les zébus Bokolo associés constituent 50,24 % des races. Ceci est dû au coût plus élevé du zébu Goudali. D'où le choix des bouchers porté vers les zébus Mbororo dont le prix est relativement plus bas.

Le poids moyen de l'ovaire des zébus étudiés est comparable à celui du zébu Ankolé (4,6#177;2,3 ; Natumanya et al., 2008), mais inférieur à celui de la vache Frisonne (10-19 ; Pierson et Ginther, 1987a) et de la vache Swedish Red (10,2 g ; Rajoski, 1960). Cette différence de poids entre les ovaires des zébus et des taurins peut être due à l'effet race. En effet le poids moyen des vaches abattues était inférieur à celui de la vache frisonne, soit 547793 kg (Laizeau, 2003). La différence de poids entre l'ovaire droit et gauche a également été rapportée par Rajoski (1960). En effet, les études de Pierson et Ghinter (1987a) et de Ghinter et al. (2014) ont montré que les ovulations sont plus fréquentes sur l'ovaire droit. Cette plus grande activité physiologique de l'ovaire droit serait donc responsable de son poids plus élevé. Par ailleurs, il a été démontré que le statut nutritionnel, la présence du corps jaune et celles des follicules influence la taille de l'ovaire (Pierson et Ginther, 1987a) ; d'où la corrélation positive observée entre la NEC, la présence du corps jaune, le statut physiologique et le poids des ovaires. L'âge n'a aucun effet sur le poids des ovaires, ceci s'expliquerait par le fait que toutes les vaches étudiées ont atteint leur maturité sexuelle et que le poids des ovaires augmente très peu après la puberté. Les dimensions de l'ovaire étaient inférieures à

celles des races européennes (Rajoski, 1960). La corrélation positive entre la note d'état corporel et l'épaisseur de l'ovaire s'expliquerait par une sous-alimentation qui influence négativement l'état général des animaux et par conséquent le poids des ovaires. Dans cette étude, la présence du corps jaune avait un effet positif sur les dimensions de l'ovaire.

La population folliculaire moyenne est comparable à celle obtenue par Carvalho et al. (2008) chez le Zébu Nellore. Le nombre des follicules de taille comprise entre 3 et 8 mm est similaire à celui du zébu Ankolé rapporté par Natumanya et al. (2008). Par contre, Dominguez (1995) a observé des valeurs plus élevées chez les races européennes. Ces différences sont probablement liées à la race et/ ou à l'environnement.

La présence du corps jaune n'a aucun effet sur la population folliculaire ; ceci est également rapporté par Natumanya et al. (2008). Par contre, Ghinter et al. (2014) pensent que le corps jaune a une influence positive sur le nombre de follicules ovariens si et seulement si un follicule dominant est également présent sur l'ovaire porteur du corps jaune. Cet effet s'expliquerait par les facteurs angiogéniques d'origine lutéale qui, en augmentant l'apport sanguin, stimuleraient également la croissance folliculaire au niveau de l'ovaire porteur du corps jaune. Ghinter et al. (2014) ont également observé une grande activité folliculaire sur l'ovaire droit portant un follicule dominant et/ou un corps jaune. Ceci s'expliquerait par la densité des vaisseaux sanguins qui favorisent un apport important de sang au niveau de l'ovaire droit ou alors par la présence des follicules primordiaux plus nombreux sur cet ovaire. La corrélation positive entre la taille de l'ovaire et la population folliculaire a également été rapportée par Samad et Raza (1999) et Wani et al. (1999) chez la bufflesse et la chèvre respectivement.

La race n'a aucun effet sur la population folliculaire. Santos et al. (2013) ont observé que la population folliculaire varie entre les individus d'une même race et entre les races. Dominguez (1995) a observé que les zébus ont moins de gros follicules, mais plus de follicules totaux que les taurins (Sartori et Barros, 2011).

Dominguez (1995) et Alves et al. (2014) ont observé le même effet de la NEC sur la population folliculaire. En effet, il a été observé que la sous-alimentation inhibe le mécanisme du rétrocontrôle exercé par l'oestradiol sur la FSH. Par ailleurs, la folliculogenèse basale est essentiellement contrôlée par les hormones de croissances telles que l'IGF-1 (Insuline Growth Factor-1). Lucy et al. (1992) ont montré que lors d'un déficit énergétique, il y a un ralentissement de la croissance folliculaire suite à une diminution des concentrations en IGF-

1. Une situation alimentaire favorable s'accompagnant des teneurs plasmatiques élevées en IGF-1 serait un stimulant de la croissance folliculaire. De plus, il augmente la sensibilité des cellules de la granulosa à la stimulation de la FSH (O'callaghan et Boland, 1999). Ryan et al. (1994) ont trouvé qu'il existe une corrélation entre les apports alimentaires suffisants et la concentration en IGF-1 dans le sang et la NEC. Les animaux ayant une NEC très élevée (4 et 5) ou faible (1 et 2) avaient des faibles concentrations en IGF-1 ; d'où la diminution de la croissance folliculaire.

L'âge influence significativement la population folliculaire. Son effet a également été rapporté par Lucyna et Zdzislaw (1984), et Fassi (2006). En effet, les travaux de Armstrong (2001) ont montré que le nombre des follicules diminue avec l'âge chez toutes les espèces. Ceci s'expliquerait par la défaillance de l'axe hypothalamo-hypophysaire, la déficience des hormones ovariennes et surtout l'apoptose des follicules, principales responsable de l'épuisement de la réserve ovarienne.

La gestation n'influence pas significativement la population folliculaire bien que Ginther et al. (1989) aient identifié des vagues de croissance folliculaire tous les 8 à 10 jours sans toutefois conduire à la sélection et à la dominance entre le 4^e et le 9^e mois de gestation. Par contre, une réduction du nombre de gros follicules avec l'âge du foetus a été rapportée par Dominguez (1995). De même, la présence du corps jaune gestatif a un effet négatif sur la croissance des follicules de diamètre supérieur à 7 mm après le 22^e jour de gestation (Pierson et Ginther, 1987b). La différence observée sur le nombre de gros follicules s'expliquerait par le fait que la sécrétion de la progestérone durant la gestation inhibe la sécrétion des gonadotropines hypophysaires (FSH et LH). En effet, la folliculogénèse terminale est dépendante d'un taux élevé des gonadotropines. En absence de ces hormones, les follicules en croissance n'atteignent que les stades des follicules préantraux.

La technique de slicing des ovaires permet de récolter les ovocytes présents dans tous les follicules quelle que soit leur localisation au niveau du cortex ovarien (Ward et al., 2000). Le rendement ovocytaire, comparable à celui rapporté par Wang et al. (2007) chez la vache Holstein, est néanmoins supérieur à celui rapporté par Armstrong (2001), Natumanya et al. (2008) et Abraham et al. (2012) soit 6,0#177;0,6 ; 4,05#177;0,77 et 3.33 #177; 1.03 mais inférieur aux 66 ovocytes rapportés par Carolan et al. (1992). Ces variations pourraient être liées à la technique d'incision qui produit beaucoup de débris tissulaires (Wani et al., 2000). D'autres auteurs se servent d'une lame à brin séparée de 1 mm pour inciser les follicules et d'un passoir. Un nombre important d'ovocytes serait donc retenu dans les ovaires sans être

récoltés, ou alors les ovocytes ont été désintégrés par la lame de bistouri durant l'incision des ovaires. Cette technique pourrait contribuer au faible rendement obtenu dans cette étude. Des investigations futures seraient également nécessaires pour évaluer, par des coupes histologiques, la localisation des follicules dans l'ovaire des zébus. L'index de la qualité ovocytaire obtenu est supérieur à 1. Ceci indique que la qualité globale des ovocytes est moyenne. Le taux d'ovocytes de qualité I et II à sélectionner pour la maturation in vitro se situe dans l'intervalle de 30- 60 % rapportés par Lucyna et Zdzislaw (1984) et Natumyana et al. (2008)

Les résultats obtenus ont montré que la quantité des ovocytes augmente avec le poids et la taille de l'ovaire. Or, peu d'études ont montré l'effet de la taille et du poids de l'ovaire sur la population folliculaire, le rendement et la qualité des ovocytes chez les bovins. Mais on constate que ceux obtenus par Samad et Raza (1999) chez la bufflesse et par Wani et al. (1999) chez la chèvre sont contraires. Ceci pourrait être dû à l'espèce. De même, Natumanya et al. (2008) montrent qu'il n'y a aucune influence du corps jaune sur le rendement et la qualité des ovocytes chez la vache Ankolé. Par contre, une corrélation positive entre la présence du corps jaune, le rendement et la qualité des ovocytes a été montrée chez la brebis (Wani et al., 1999), la bufflesse (Samad et Raza, 1999) et le dromadaire (Abdoon, 2001). Ces variations pourraient être dues à l'espèce.

Cette étude n'a révélé aucune influence de la race sur le rendement et la qualité des ovocytes. Ceci a également été rapporté par Abraham et al. (2012) chez les races Swedish Red et Swedish Holstein. Par contre, Dominguez (1995) et Fassi (2006) ont noté que les vaches de races européennes donnaient plus d'ovocytes que celles des races locales au Nord-Est du Mexique. Par ailleurs, de nombreuses études ont montré que la quantité et la qualité ovocytaire diminuaient avec l'âge (Lucyna et Zdzislaw, 1984; Natumanya et al., 2008). Ce qui corrobore nos résultats. En effet, notre étude montre que les jeunes animaux constituent les meilleurs donneurs d'ovocytes de bonne qualité. L'effet de la NEC et de la gestation sur le rendement et la qualité ovoytaire a été également rapporté par Dominguez (1995) et Natumanya et al. (2008). En effet, les changements métaboliques et hormonaux n'affectent pas seulement la croissance folliculaire mais aussi la croissance de l'ovocyte. Etant donné que la folliculogenèse et l'ovogénèse sont deux processus étroitement liés (Monniaux et al., 2009), la qualité des ovocytes dépend des conditions nutritionnelles sous lesquelles le follicule a commencé son développement c'est-à-dire au moment de son recrutement. En effet,

l'absence d'ovulation pendant la gestation est la conséquence de l'atrésie des ovocytes et ce n'est qu'entre le 30^e et 100^e jour post-partum que le nombre d'ovocytes augmente linéairement chez la vache (Kendrick et al., 1999).

CONCLUSION

Les ovaires récoltés à la suite des abattages constituent une importante source d'ovocytes. La population folliculaire ovarienne ainsi que la qualité des ovocytes sont d'une grande importance pour la production in vitro d'embryons. Dans cette étude, il était question d'évaluer le potentiel ovarien des zébus pour la productionn in vitro d'ovocytes fécondables à partir des ovaires récoltés à l'abattoir. Les vaches et les ovaires ont été caractérisés, la population folliculaire, le rendement et la qualité ovocytaire déterminés. L'effet des facteurs ovariens et non ovariens sur la population folliculaire, le rendement et la qualité ovocytaire a été évalué. Les résultats montrent que l'âge, l'état corporel et l'état de gravidité des vaches donneuses ainsi que le volume et le poids des ovaires influencent la population folliculaire, le rendement et la qualité ovocytaires. Les ovocytes cultivables (I et II) récoltés représentent 57,15 %. Ce résultat indique que les ovaires des zébus de races locales élevés au Cameroun possèdent un potentiel moyen pour la production in vitro d'embryon. Afin d'optimiser la réussite de la maturation et de la fécondation in vitro des ovocytes, les études futures doivent tenir compte de certains facteurs qui influencent le rendement et la qualité des ovocytes à savoir : l'âge des vaches donneuses (< 10 ans), la note d'état corporel (= 3), l'état de non gravidité, le poids (> 3 g) et le volume (> 2,25x1,75x1,25 cm³) des ovaires. Ce travail constitue une phase préliminaire de la 2^e génération des biotechnologies de l'embryon. Nos perspectives sont celles de :

- réaliser toutes les étapes de la production in vitro d'embryon : la capacitation des spermatozoïdes ; la fécondation des ovocytes maturés ; le développement des oeufs jusqu'au stade blastocyste ;

- utiliser cette technique pour multiplier et préserver les races camerounaises en voie d'extinctions telles que les taurins Namchi et Kapsiki.

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ANNEXE

De dos, la croupe est proéminente. Le détroit caudal est naissant_ Le ligament est isolé et légèrement couvert. Les pointes de la fesse sont visibles_ Les musculatures de la cuisse sont fines.

De flanc, la ligne des apophyses transverses est saillante, mais l'angle est non vif. La ligne des apophyses épineuses est peu couverte. Les côtes sont apparentes a Var-riore de la cage thoracique. Les apophyses iliaques sont apparentes avec un angle vit, Le creux de la hanche est marqué, légèrement couvert.