Memoire Online - Effet de l'irrigation par l'eau magnétisée sur la tomate

Vous méritez tout éloge, vous qui avez fait de nous ce que nous sommes maintenant. Nous espérons être l'image que vous êtes fait de nous, que dieu vous garde et vous bénisse.

Pour leur affection et leur encouragement qui ont toujours été pour nous des plus précieux. Que ce travail soit pour vous le gage de notre profond amour.

Quand je t'ai connu, j'ai trouvé l'homme de ma vie, mon âme soeur et la lumière de mon chemin. Ma vie à tes cotés est remplie de belles surprises. Tes sacrifices, ton soutien moral et matériel, ta gentillesse sans égal, ton profond attachement m'ont permis de réussir mes études. Sans ton aide, tes conseils et tes encouragements ce travail n'aurait vu le jour. Que dieu réunisse nos chemins pour un long commun serein et que ce travail soit témoignage de ma reconnaissance et de mon amour sincère et fidèle.

A tous ceux qui nous ont aidés. A tous ceux que nous aimons, nous dédions ce travail.

J'exprime ma profonde reconnaissance à Mme Nada ELLOUMI KALLEL, qui a accepté de diriger mes travaux de projet de fin d'études. C'est avec une attention particulière et édifiante qu'elle a suivi de près toutes les étapes de ce travail. Ses conseils et ses critiques constructives, son esprit et sa rigueur scientifique m'ont été très utiles.

Je voudrais exprimer toute ma gratitude à Monsieur Mahdi MSAED, Maitre Assistant à l'Institut Supérieur de Biotechnologie de Sfax , pour l'honneur qu'il m'a fait de présider le jury de mon projet de fin d'études.

Je tiens à remercier, Mme Salma HCHICHA ZALILA, Maitre Assistante à l'Institut Supérieur de Biotechnologie de Sfax, qui a bien voulu accepter d'examiner mon travail.

Toute ma reconnaissance s'adresse également à toute l'équipe du LARSEN spécialement à Monsieur Monem KALLEL, Responsable du Laboratoire des Sciences de l'Environnement, pour m'avoir facilité la réalisation des analyses et pour tous les encouragements.

Mes plus vifs remerciements s'adressent aussi à Monsieur Mounir KESSEMTINI, Directeur de la Société Delta Water pour son soutien, ses conseils, son aide précieuse et sa disponibilité par la mise à notre disposition d'un appareil Delta Water pour la réalisation de nos essais d'expérimentaux.

Je suis agréable d'exprimer mes profonds respects et mes vifs remerciements à Mr. le Directeur et tous les personnels de l'ISBS qui ont favorisé de bonnes conditions de travail.

Je tiens à remercier mes chers enseignants qui n'ont épargné aucun effort pour réussir notre formation et celle de mes camarades de promotion de la Protection de l'environnement à l'ISBS de Sfax.

Je tiens également à remercier tous mes collègues, et mes amis de l'ISBS et l' ENIS.

Introduction...............................................................................................1

1. L'eau, principal constituant des êtres vivants..........................................2

2. Des eaux qui agissent sur le processus vivant.............................................2

2.1. Les pluies d'orage...............................................................2

2.2. L'exposition au soleil...........................................................2

2.3. L'eau des Hunzas..............................................................3

3. L'eau magnétisée..............................................................................3

3.1. Définition...........................................................................3

3.2. Les propriétés de l'eau magnétisée...................................................4

4. Les effets de l'eau magnétisée.............................................................6

4.1. Action sur l'organisme humain...................................................6

4.2.Action sur les animaux.........................................................7

4.3.Action sur les plantes...........................................................7

5. La salinisation des sols.......................................................................8

5.1. L'effet sur l'eau dans la plante...................................................8

5.1.1.L'effet sur la croissance.........................................................8

5.1.2. L'effet sur l'eau dans la plante................................................9

5.1.3. L'effet sur les pigments photosynthétiques..................................9

5.1.4. L'effet sur la photosynthèse...................................................9

1.1. I.Protocole expérimental de la dynamisation de l'eau : La technologie « Delta Water »......11

I.1.Caractérisation physicochimique de l'eau..............................................11

1. Mesure du pH ..............................................................................12

2.Mesure de la conductivité électrique...........................................12

3. Déterminations des concentrations des anions.........................................................12

4. Déterminations des concentrations des cations.....................................................13

5. Test de chauffage d'eau.......................................................................................13

6.Test de refroidissement de l'eau..........................................................................14

7. Test de congélation de l'eau..............................................................................14

II. Technique et Conditions de culture............................................................14

II. 1. Paramètres physicochimiques du sol.......................................................15

1. La granulométrie....................................................................................15

2.Détermination du pH.................................................................................15

3.Détermination de la conductivité électrique (CE).........................................16

4. Matière organique...................................................................................16

5. Le carbone organique total COT .......................................................16

6.Détermination du phosphore total (Pt).................................................17

II.2.Les paramètres étudiés pour le matériel végétal.............................................17

II.2.1.Test de germination..............................................................................17

II.2.2.Paramètres morphologiques..................................................................18

1.Mesure de la croissance en longueur.................................................18

2. Mesure de la croissance pondérale................................................18

II.2.3. Paramètres physiologiques...................................................................18

1.Mesures de la photosynthèse et de la transpiration............................18

2.Peroxydation lipidique....................................................................19

3.Dosage de la proline.....................................................................19

4. Dosages des pigments chlorophyllies..............................................19

5.Détermination du contenu relatif en eau (RWC)..................................19

6. Analyse de la composition minéralogique.........................................20

7.Le potentiel hydrique foliaire...........................................................20

8.La perméabilité membranaire.........................................................20

9. Détermination de la teneur de H₂O₂..........................................21

1.2. I. Estimation de l'efficacité de l'appareil de magnétisation : Delta Water.......................22

1.3. I.1.Etude physico-chimique des eaux utilisées............................................22

1.4. I.2.Composition minéralogique de l'eau.............................................23

1.5. I.3.Evoluation du pH en fonction du temps.......................................23

1.6. I.4.Test de chauffage de l'eau......................................................24

I.5.Test de refroidissement de l'eau................................................24

1.7. I.6.Test de congélation de l'eau...........................................................25

II.Caractérisation physico-chimique du sol avant et après l'irrigation du sol par l'eau magnétisée................................................................................................26

II.1. Caractérisation physico-chimique du sol avant l'irrigation du sol par l'eau magnétisée.....................................................................................26

1. Texture du sol......................................................................26

2. Caractéristiques chimiques du sol...............................................26

II.2. Caractérisation physico-chimique du sol après l'irrigation par l'eau magnétisée........................................................................................27

1. Evolution du Ph.............................................................................27

2. Evolution de la conductivité électrique............................................28

III. Réponses morphologiques et physiologiques des plantules de tomates irriguées par des eaux de salinité croissantes et magnétisées...........................................................29

III.1. Effets de la salinité et de la magnétisation de l'eau sur la germination..........29

III.2. Effets de la magnétisation de l'eau et de la salinité sur la croissance des plantules de tomate...........................................................................30

1. Effets de la magnétisation et da la salinité sur le nombre de feuilles.....30

III.3. Effets de la magnétisation de l'eau et de la salinité sur la réponse biochimique des plantules de tomate......................................................34

1. Effets de la magnétisation de l'eau et de la salinité sur les teneurs des pigments chlorophylliens............................................................34

2. Effets de la magnétisation de l'eau et de la salinité sur la formation des peroxydes d'hydrogène (H₂O₂)...................................................35

3.Effets de la magnétisation de l'eau et de la salinité sur l'accumulation de la proline.................................................................................35

4. Effets de la magnétisation de l'eau et de la salinité sur la peroxydation membranaire...........................................................................36

5. Effets de la magnétisation de l'eau et de la salinité sur l'intégrité membranaire...........................................................................37

Conclusion...............................................................................................38

Figure 1. L'eau des hunzas..............................................................................3

Figure 2. Schéma du champ magnétique et de la direction de l'écoulement de l'eau au cours du traitement (Maheshwari and Grewal, 2009)....................................................4

Figure 3. La structure de l'eau dynamisée en micromolécules (Microcluster)................4

Figure 4. Cristaux de Masaru Emoto (un Médecin chercheur Japonais)........................5

Figure 5.Tension superficielle faible de l'eau magnétisée.........................................5

Figure 6. Effet de la consommation de l'eau vitalisée sur le sang...............................6

Figure 7. L'installation de l'appareil Delta water........................................................11

Figure 8. Evolution de la température des eaux magnétisées (T) et non magnétisées (N.T.) suite à un chauffage électrique. (N.T. :non magnétisée ;T :magnétisée)............................24

Figure 9. Evolution de la température de refroidissement des eaux magnétisées et non magnétisées...............................................................................................25

Figure 10. Evolution de la température de congélation de l'eau magnétisée et non magnétisée...............................................................................................26

Figure 11. Evolution du pH des sols en fonction de la magnétisation et de la salinité....................................................................................................28

Figure 12. Evolution de la conductivité électrique des sols en fonction de la magnétisation et de la salinité............................................................................................29

Figure 13. L'effet de la magnétisation et la salinité sur la germination des graines de tomates pour différents types d'eaux.........................................................................30

Figure 14. L'effet de la magnétisation et la salinité sur le nombre des feuilles des plantules de tomates...................................................................................................30

Figure 15. Effet de la magnétisation des eaux d'irrigation sur la croissance des plantules de tomates irriguées par l'eau magnétisée de salinité 6g/l pendant un mois.....................31

Figure 16. Effets de la salinité et de la magnétisation sur la longueur de la tige............32

Figure 17. Effets de la salinité et de la magnétisation sur la longueur des racines.........32

Figure 18 . Effets de la salinité et de la magnétisation sur la masse de la matière fraiche des organes des plantules de tomates.....................................................................33

Figure 19. Effets de la salinité et de la magnétisation sur la masse de la matière séche des organes des plantules de tomates.......................................................................33

Figure 20. Effets de la magnétisation de l'eau et de la salinité sur les teneurs des pigments chlorophylliens............................................................................................34

Figure 21. Effets de la magnétisation de l'eau et de la salinité sur la formation du peroxydes d'hydrogène (H2O2).....................................................................................35

Figure 22. Variation de l'accumulation de la proline selon le traitement de l'eau et l'intensité du stress salin............................................................................................36

Figure 23. Effets de la magnétisation de l'eau et de la salinité sur l'accumulation des produits de peroxydation des lipides membranaires.........................................................37

Figure 24. Pourcentage de fuite d'électrolytes en fonction du type de l'irrigation..........37

Tableau 1. Qualité physicochimique des différents types d'eaux utilisées..............................22

catégories d'eau..................................................................................23

Tableau 3. Evolution du pH des eaux en fonction du temps..............................24

Tableau 4. Analyse granulométrique du sol.......................................................26

Tableau 5. Caractérisation physico-chimique du sol au début de l'expérience (temps 0) et à la fin de l'expérience (temps 40j)...........................................................27

Tableau 6. Effets de la salinité et la magnétisation sur le contenu relatif en eau et sur le potentiel hydrique foliaire..................................................................34

Introduction

La rareté des ressources des eaux de faible salinité constitue un problème majeur en Tunisie. La majorité des eaux d'irrigation dans la zone aride et semi aride en Tunisie est d'origine souterraine. Les eaux des nappes phréatiques sont fréquemment salées avec une salinité qui dépasse généralement 3 g/l. Pour palier à ce problème, une nouvelle technologie basée sur la magnétisation des eaux, peut constituer une solution de recours permettant la valorisation de ces eaux en agriculture.

Cette nouvelle technologie très peu définie assure une magnétisation de l'eau le rendant vital. Afin de mieux comprendre cette nouvelle notion, l'objet de cette étude consiste à évaluer les effets de cette magnétisation sur les caractéristiques physicochimiques de trois types d'eaux utilisées au cours de cette étude à savoir :

La valorisation de ces eaux en agriculture a été testée sur des plantules de tomates et ceci a été réalisé par l'évaluation des effets de ces eaux magnétisées sur les paramètres physicochimiques du sol et sur l'identification des réponses morphologiques et physiologiques de ces plantules.

Ainsi, une première partie du travail consiste à élaborer une synthèse bibliographique qui comporte deux volets : le premier volet portera sur l'étude des différents procédés de dynamisation des eaux, et la caractérisation de ces eaux traitées. Le deuxième volet portera sur les effets de l'utilisation des eaux salines sur le développement de végétaux.

La deuxième partie est consacrée à la description du matériel végétal, du sol, des eaux utilisées, des conditions de culture et les méthodes d'analyse utilisées dans ce travail.

La dernière partie regroupe l'ensemble des résultats obtenus et leurs discussions.

L'eau est indispensable à la vie de tout organisme sur terre. Toutes les plantes et les animaux sont composés en grande partie d'eau. 60% du poids de notre corps est constitué d'eau. L'eau, couvre environ 71 % de la surface de la terre. 97.2% de l'eau sur terre est constituée d'eau de mer, 2.15% de glace et seulement 0.65% d'eau douce directement utilisable (Hugonin, 2011).

Le premier secteur consommateur d'eau est l'agriculture avec un taux de 70%, les industries présentent un taux de consommation voisin de 20% et seuls les 10% restant servent à la consommation (Benamraoui, 2014). Vue la rareté de cette ressource vitale, le recours à des eaux souterraines peu salées dans l'agriculture devient une nécessité. Afin de valoriser ces ressources en eaux, la dynamisation de ces eaux pourrait apporter un plus value par des améliorations sur la structure et donc sur la qualité des eaux.

Au cour du XX° siècle, différents chercheurs ont mis au point des procédés pour améliorer le potentiel vital de l'eau (Marshutz et al., 1996 ; Brower, 2005). Pour cela, certains se sont inspirés des eaux ayant naturellement un potentiel vital accru: les pluies d'orage, les sources ou écoulements de glaciers de certaines régions du monde. Il s'agissait alors d'identifier les caractères qui différencient ces eaux aux propriétés particulières des eaux « ordinaire », et d'essayer de les reproduire. Ensuite, diverses expérimentations permettent de vérifier les propriétés spécifiques de l'eau obtenues par le processus de magnétisation.

Les agriculteurs, éleveurs et maraichers, connaissent depuis longtemps les propriétés particulières des pluies d'orages. Les animaux préfèrent l'eau boueuse des ornières d'un chemin après un orage, alors que leurs abreuvoirs sont remplis d'une eau bien propre. Après une pluie d'orage les végétaux ont une croissance plus rapide. Ce bénéfice de croissance peut être observé objectivement en arrosant en parallèle des plantes identiques avec de l'eau ordinaire d'un côté et de l'eau de pluie d'orage de l'autre côté.

Un autre phénomène connu des maraîchers est l'amélioration de la qualité de l'eau lorsque celle-ci est exposée assez longuement au soleil. Cet effet est souvent attribué au léger échauffement que cet ensoleillement induit, mais si on amène l'eau à une température identique par un autre moyen, on ne retrouve pas cet effet dynamisant.

Depuis plusieurs décennies, des scientifiques du monde entier se sont intéressés aux propriétés exceptionnelles de l'eau de certaines régions en haute altitude. La plus remarquable est probablement celles des Hunzas au Pakistan (Figure 1). Les habitants de cette région de l'Himalaya ont coutume de mener une vie active jusqu'à 100 ans et même davantage. Ils ne semblent pas connaître la maladie et leur diète habituelle est en dessous des besoins minimums définis par la diététique.

Au cours du XXe siècle, différents chercheurs ont mis au point des eaux magnétisées ayant des fonctions bénéfiques sur le processus vivant ou sur la santé. Pour cela, ils se sont inspirés des eaux naturellement magnétisées, ou ils ont suivi une voie plus intuitive.

Magnétiser une eau, c'est lui céder les propriétés vitales qui animent les eaux stagnantes tels que l'eau de pluie, de rivière, de torrent, c'est réanimer cette eau (Lin and Yotvat, 1990).

La magnétisation de l'eau est l'opération par laquelle on restitue à l'eau ses qualités énergétiques et vitales. Une eau restructurée est une eau qui a retrouvé sa vitalité, donc la puissance de son champ électro magnétique lui permettant de recréer des liens ou structures caractérisant l'eau vivante (Figure 2).

Figure 2. Schéma du champ magnétique et de la direction de l'écoulement de l'eau au cours du traitement (Maheshwari and Grewal, 2009)

Une eau magnétisée, redynamisée sur le plan moléculaire, retrouve son pouvoir inné d'absorption de l'oxygène; elle est aussi moins tendue en surface. La magnétisation permet d'obtenir une eau hautement énergisée, contrairement à l'eau fournit par le réseau public (ou par les eaux en bouteille) qui perd toute "vitalité" (transport et stockage).

La magnétisation vise à rectifier la nature subtile de l'eau qui peut produire des effets positifs sur la santé.

La magnétisation de l'eau permet d'éclater les groupements de molécules en de plus petits amas qui hydrateront mieux les cellules du corps (Figure 3)

Figure 3. La structure de l'eau dynamisée en micromolécules (Microcluster)

3.2. Les propriétés de l'eau magnétisée

· Elle augmente considérablement sa fréquence vibratoire qui passe de 1011 à 1015 hertz, la fréquence de la lumière visible

· Plus des ions hydroxyle (OH-) sont créés pour former des molécules alcalines, et réduire l'acidité.

· Elle détruit les masses d'eau inertes pour créer une majorité d'isomères trimères

· Elle transforme une eau oxydée en eau réduite et produit des électrons libres

· La cristallisation de l'eau magnétisée montre qu'elle présente de beaux cristaux (Figure 4).

Figure 4. Cristaux de Masaru Emoto (un Médecin chercheur Japonais) (Emoto, 1999)

· La surface de tension d'une eau magnétisée est abaissée ce qui lui confère des propriétés plus mouillantes (Figure 5).

4. Les effets de l'eau magnétisée

Une eau magnétisée ou dynamisée est facteur de vitalité et de santé pour les êtres vivants qui la boivent, qu'il s'agisse d'humains, d'animaux ou de plantes. Elle est un facteur d'harmonie pour les processus biologiques. Par exemple, si l'on soumet une eau à rotations majoritairement à gauche (spin inversé) à un procédé ou technique de dynamisation, elle se rééquilibre sur le plan subatomique. Les substances pathogènes régressent ou disparaissent chez le consommateur, et son système immunitaire s'en trouve fortifié.

4.1. Action sur l'organisme humain

L'eau magnétisée ou biodynamisée, structurée, vitalisée, magnétisée hydrate 4 fois plus qu'une eau normale et 6 fois plus rapidement.

1. Hydratation rapide au niveau cellulaire (revitalisation complète du corps) ;

Les globules sont agglutinés en forme de "rouleau", ce qui ne permet pas une bonne oxygénation du corps, perte de leur charge électrique, mauvaise absorption des nutriments...

10 minutes après avoir bu une eau structurée, les globules rouges sont séparés, retrouvent leur charge électrique, ce qui permet une meilleure oxygénation du corps, et une meilleure absorption des nutriments. Diminution des maladies cardio-vasculaire.

5.1. Action sur les animaux

L'eau magnétisée est bénéfique aussi à la santé et au bien-être des animaux. Comme eau de boisson, nous retrouvons les mêmes avantages qu'elle apporte à l'organisme humain. Le traitement magnétique des eaux réduit la consommation quotidienne d'eau par les oiseaux d'environ 5,46% (Al-Mufarrej et al., 2005).

5.2. Action sur les plantes

L'eau est la source de vie pour les plantes : plus de 70% de la plante est faite d'eau L'eau est fondamentale pour les fonctions d'hydratation, de circulation de la sève.

Ø Une augmentation du taux de germination des graines (Martines et al., 2002 ; Majd and Shabrangi, 2009). Ceci peut être attribué à une augmentation de l'absorption de l'eau suite au traitement magnétique (Majd and Shabrangi, 2009).

Ø Un élargissement et un développement plus important des vaisseaux du xylème et de la stèle des plantules irriguées par l'eau dynamisée par rapport aux plantules irriguées par l'eau non dynamisée (Majd and Shabrangi, 2009). Selon cet auteur, ceci peut être attribué à une augmentation de l'activité de l'enzyme peroxydase qui entraine une lignification des cellules et donc un passage rapide vers la structure secondaire

Ø La diminution d'utilisation des produits chimiques (pesticides) ainsi que les produits de fertilisation

Généralement l'eau utilisée pour l'irrigation est une eau de puits extrêmement riche en calcaire, face a cette contrainte, l'eau dynamisée surtout par les procédé à champ magnétique permet :

Ø D'éviter une bonne partie de ce problème de médiocre fonctionnement des installations d'irrigation dues aux formations calcaires (empêche ainsi toute probabilité d'incrustation) ;

Ø En changeant la structure des cristaux de CaCO₃, minimise la formation de dépôts blanchâtres sur la végétation imputable au calcaire et facilite de cette manière la photosynthèse chlorophyllienne.

La Salinisation est définie par la FAO (2001), comme un enrichissement en sels solubles de la surface et de la tranche supérieure du sol lorsque la salinité dans les 20 cm sommitaux dépasse 1 à 2% (20g de sel par Kg de sol). Les sels les plus fréquents sont des chlorures, des sulfates, et des carbonates de sodium.

La salinité du sol ou de l'eau est causée par la présence d'une quantité excessive de sels. Généralement un taux élevé de Na⁺ et Cl^- cause le stress salin. Le stress salin a un triple effet: il réduit le potentiel hydrique, cause un déséquilibre ionique ou des perturbations en homéostasie ionique et provoque une toxicité ionique (Ben Ahmed et al., 2009). Cet état hydrique altéré conduit à une croissance réduite et limitation de la productivité végétale. Depuis que le stress salin implique aussi bien le stress osmotique qu'ionique (Hayashi et Murata,1998 ; Parida et Das, 2005), l'arrêt de la croissance est directement relié à la concentration des sels solubles ou au potentiel osmotique de l'eau du sol (Parida et Das, 2005). La salinité est un facteur environnemental très important qui limite la croissance et la productivité (Allakhverdiev et al., 2000b ; Parida et Das, 2005). Durant le début et le développement du stress salin à l'intérieur de la plante, tous les processus majeurs tels que : la photosynthèse, la synthèse des protéines, le métabolisme énergétiques... sont affectés. La première réponse est la réduction de la vitesse d'extension de la surface foliaire, suivi par l'arrêt de l'extension avec l'intensification du stress (Parida et Das, 2005).

La réponse immédiate du stress salin est la réduction de la vitesse de l'expansion de la surface foliaire ce qui conduit à l'arrêt de l'expansion si la concentration du sel augmente (Wang et Nil, 2000). Le stress salin résulte aussi dans la diminution de la biomasse sèche et fraîche des feuilles, tiges et racines (Chartzoulakis et Klapaki, 2000). La salinité accrue est accompagnée par une réduction significative dans la biomasse racinaire, la hauteur de la plante, le nombre de feuilles par plante, la longueur des racines et la surface racinaire chez la tomate (Mohammad et al., 1998). Le taux élevé de NaCl se manifeste par une croissance dans la biomasse des racines, tiges et feuilles et une augmentation dans le ratio partie racinaire/partie aérienne chez le coton (Meloni et al., 2001).

Le potentiel hydrique et le potentiel osmotique des plantes deviennent de plus en plus négatifs avec l'augmentation de la salinité ainsi que la pression de la turgescence (Parida et Das, 2005).

Le taux de la chlorophylle et des caroténoïdes des feuilles diminue en général sous les conditions de stress salin. Les feuilles les plus âgées commencent à développer une chlorose et finissent par tomber pendant une période prolongée de stress salin (Agastian et al., 2000). Par contre, Wang et Nil (2000) ont rapporté que le contenu de la chlorophylle augmente sous les conditions de salinité chez Amaranthus. Chez Grevilea, la protochlorophylle, la chlorophylle et les caroténoïdes diminuent significativement sous le stress salin, mais la vitesse du déclin de la protochlorophylle et la chlorophylle est plus importante que celle de la chlorophylle a et les caroténoïdes. Les pigments anthocyanines augmentent significativement dans le cas de stress salin (Parida et Das, 2005).

Le développement des plantes est le résultat de l'intégration et la régulation des processus physiologiques dont le plus dominant est la photosynthèse. La croissance du végétal autant que la production de biomasse est une mesure de la photosynthèse nette et comme les stress environnementaux affectent la croissance donc affectent la photosynthèse. Le stress salin cause des effets à long et à court terme sur la photosynthèse. Les effets à court terme se manifestent après quelques heures jusqu'à un à deux jours de l'exposition au stress et la réponse est importante ce qui se manifeste par un arrêt complet de l'assimilation du carbone. L'effet à long terme s'exprime après plusieurs jours de l'exposition au sel et la diminution de l'assimilation du carbone est due à l'accumulation du sel dans les feuilles en développement (Parida et Das, 2005). La diminution de la vitesse photosynthétique est due à plusieurs facteurs : (1) la déshydratation des membranes cellulaires ce qui réduit leur perméabilité au CO₂, (2) la toxicité du sel, (3) la réduction de l'approvisionnement en CO₂ à cause de la fermeture hydroactive des stomates, (4) la sénescence accrue induite par la salinité et (5) le changement dans l'activité des enzymes causé par le changement dans la structure cytoplasmique (Parida et Das, 2005).

2.1. I.Protocole expérimental de la dynamisation de l'eau : La technologie « Delta Water »

L'appareil « Delta Water » est une technologie japonaise. Il est fournie par la société KESSEMTINI et installé au laboratoire Eau, Energie et Environnement à l'ENIS. Ce dispositif mis en place nous permet d'effectuer plusieurs séries expérimentales afin d'évaluer et de vérifier l'apport de ce procédé dans la dynamisation de l'eau (Figure7).

Le principe du procédé Delta Water est basé sur l'application d'un champ magnétique sur l'eau. Cette application permet de donner un mouvement et une énergie à l'eau qui stagne dans les conduites et/ou dans les citernes de réserve. Une eau qui stagne est un milieu propice à l'oxydation et donc aux multiplications des bactéries du Bio film, cela intensifie aussi le dépôt de minéraux à l'intérieur des conduites.

La caractérisation physicochimique est nécessaire pour mettre en évidence la qualité d'une eau magnétisée par Delta water en le comparant avec une eau non traitée.

Cette caractérisation est constituée par plusieurs paramètres physicochimiques :

1. Mesure du pH

Le pH (potentiel Hydrogène) mesure la concentration en ions H⁺ de l'eau. Il traduit ainsi la balance entre acide et base sur une échelle de 0 à 14, 7 étant le pH de neutralité. Ce paramètre caractérise un grand nombre d'équilibre physico-chimique et dépend de facteurs multiples, dont l'origine de l'eau.

Le pH doit être impérativement mesuré sur le terrain à l'aide d'un pH-mètre ou par colorimétrie.

2.Mesure de la conductivité électrique

La conductivité mesure la capacité de l'eau à conduire le courant entre deux électrodes. La plupart des matières dissoutes dans l'eau se trouvent sous forme d'ions chargés électriquement. La mesure de la conductivité permet donc d'apprécier la quantité de sels dissous dans l'eau.

La conductivité (ó) se mesure a l'aide d'un conductimètre et l'unité de mesure communément utilisé est le Siemens (S/cm) exprimé souvent en micro Siemens/cm (ìS/cm) ou milli Siemens (mS/cm).

Généralement, le rapport entre conductivité (ó) et concentration ionique s'exprime par approximation de la façon suivante :

F : facteur de conversion qui varie en fonction de la variation de la conductivité (ó). Dans la gamme des eaux potables F = 0.75.

3. Déterminations des concentrations des anions

La détermination des anions chlorure et sulfate dans l'eau se fait par dosage par chromatographie ionique avec détecteur conductivimétrique.

La concentration de ces ions est évaluée par rapport à une gamme d'étalon. L'appareil consacré est de type Schimadzu modèle HIC-6A. A l'aide d'une colonne chim-pack et un détecteur par conductimètre se réalise le dosage des ions Cl^- et SO₄^2-.

Par contre les bicarbonates (HCO₃^-) sont déterminés par le dosage de l'échantillon d'eau par l'acide chlorohydrique (HCl) avec l'addition de quelques gouttes de méthyle orange

4. Déterminations des concentrations des cations

Les éléments majeurs cationiques (Ca, Mg, Na, K) sont mesurés par absorption atomique. Après calcination, l'échantillon subit une attaque acide par l'addition de 2 ml d'acide nitrique et de 2 ml d'acide chlorydrique concentré. Après, il va subir une évaporation à une température de 160°C pour expulser toute trace de matière organique. L'absorption atomique est de type Fisher Scientific EC3200.

Chaque élément est rayonné par un faisceau de radiation monochromatique d'une lampe constituée par l'élément lui-même. Une partie du faisceau incident est absorbée par les atomes libres et le reste est émergé.

5. Test de chauffage d'eau

Ce test permet de suivre l'évolution de la température de l'eau en fonction du temps pour confirmer ou pas l'aptitude de l'eau dynamisée à monter plus vite en température.

Dans notre cas, on va comparer la vitesse de transfert de chaleur de l'eau de robinet (témoin) à celle de l'eau dynamisée et de l'eau de puits (brute) à celle de l'eau dynamisée.

C'est une méthode banale de chauffage d'eau qui consiste à chauffée de l'eau dans un bécher à l'aide d'une plaque chauffante moyennant d'un thermomètre et un chronomètre.

On a procédé de verser 200 ml de l'échantillon d'eau (température : 20°C à T0) dans un bécher puis en le place sur la plaque chauffante fixé à 150°C, au même temps on déclenche le chronomètre et on mesure la température à des intervalles de temps variables afin de tracer des courbes représentant l'évolution de la température d'eau en fonction du temps.

6.Test de refroidissement de l'eau

Ce test permet de suivre l'évolution de la température de l'eau en fonction du temps afin de confirmer ou pas l'aptitude de l'eau dynamisée à se refroidir moins vite que l'eau ordinaire.

Dans notre cas, on va comparer la vitesse de refroidissement de l'eau de robinet (témoin) à celle de l'eau dynamisée et l'eau de puits (témoin) à celle de l'eau dynamisée.

C'est une méthode qui consiste au début à chauffée de l'eau dans un bécher à l'aide d'une plaque chauffante jusqu'a ce que la température de l'échantillon d'eau atteint 85°C puis on déclenche le chronomètre et on mesure la température, moyennant d'un thermomètre, à des intervalles de temps variables afin de tracer des courbes représentant l'évolution de la température d'eau en fonction du temps .

7. Test de congélation de l'eau

Ce test permet de suivre l'évolution de la température de l'eau en fonction du temps afin de comparer la vitesse de congélation de l'eau dynamisée à celle de robinet (témoin) et de l'eau de puits (témoin) à celle de l'eau dynamisée.

C'est une méthode banale de congélation d'eau qui consiste à congelée de l'eau dans un bécher à l'aide d'un réfrigérateur moyennant un thermomètre et un chronomètre. On a procédé de verser 150 ml de l'échantillon d'eau (température : 20°C à T0) dans un bécher puis on le place dans le réfrigérateur, au même temps on déclenche le chronomètre et on mesure la température à des intervalles de temps variables afin de tracer des courbes représentant la vitesse de congélation de l'eau.

Le matériel végétal utilisé dans cette étude est la tomate (Solanum lycopersicum L.). Notre choix a été porté sur ce matériel pour deux raisons : d'une part ; elle est ordinairement cultivée en jardins intérieurs des villes ; d'autres part, c'est une légumineuse d'importance économique.

Le présent travail a été entrepris en vue de déterminer les modifications physicochimiques du sol et morphologiques et physiologiques des plantules de tomates irriguées par différents types d'eaux. Les différentes eaux utilisées sont les suivantes :

Les essais ont été développés sous serre sur des plantules de tomates âgées d'un mois. Ces plantules sont transplantées dans des pots en plastiques de capacité 3L et sont remplis de sol agricole. L'irrigation de ces plantules a été effectuée suivant un intervalle de 3 jours par 100 ml d'eau distillée pour chaque pot. Pour chaque type de traitement on' a utilisé 10 plantules (6 types de traitement x10 plantules = 60 plantules).

II. 1. Paramètres physicochimiques du sol

1. La granulométrie

La granulométrie est déterminée suivant la norme AFNOR X 31-107 (AFNOR, Qualité des sols, 1994) et permet de déterminer l'importance pondérale des particules minérales en différenciant les argiles (< 2 ìm), des limons (2<d<50ìm) et des sables (50<d<2000ìm).

2.Détermination du pH

La mesure du pH se fait à l'aide d'un pH mètre, sur une suspension de sol (ou boues) et d'eau distillée dans un rapport de 1/2.5, après une agitation de deux heures et un repos de 18 heures.

3.Détermination de la conductivité électrique (CE)

La CE est la mesure de la teneur en sel solubles d'une solution, elle est mesurée à l'aide d'un conductimètre de terrain (modèle WTW LF 90), équipé d'un dispositif de compensation de température qui permet une lecture directe à la température de référence de 20°C. L'appareil est préalablement étalonné avec des solutions de chlorure de potassium (KCl). Elle est mesurée, après agitation dans le surnageant d'une suspension de sol/eau distillée ou de boue/eau distillée dans les proportions 1/5 en poids. Les résultats sont exprimés en ìS/cm à 20°C.

Elle est déterminée en faisant la différence entre la matière sèche obtenue par évaporation à 105°C pendant 24 heures et les résidus issus de la calcination à 550°C pendant 5 heures.

5. Le carbone organique total COT

La méthode de détermination du carbone organique est basée sur l'oxydation de ce dernier par le bichromate de potassium (K₂Cr₂O₇) en milieu acide. La quantité de K₂Cr₂O₇ utilisée excède la quantité nécessaire pour l'oxydation du carbone. L'excès de K₂Cr₂O₇ qui n'a pas réagit est ensuite dosé en retour par une solution de sulfate ferreux en présence d'un indicateur redox.

Les résultats sont exprimés en % C. En considérant les concentrations de sulfate ferreux et du bichromate de potassium, chaque ml de bichromate de potassium qui réagit correspond à 4 mg de C.

Le pourcentage de carbone dans l'échantillon exprimé en % C est déterminé comme suit :

6.Détermination du phosphore total (Pt)

Le phosphore dans le sol est présent sous la forme organique et minérale. Le phosphore total contenu dans l'échantillon, peut être mesuré après minéralisation (transformation des composés phosphorylés en orthophosphate facilement dosables). L'échantillon subit une attaque par l'acide sulfonitrique et en présence de molybdate d'ammonium formant un anion phosphomolybdique complexe, qui après réaction avec l'acide ascorbique donne une coloration bleu. La densité optique est mesurée par colorimétrie à 880 nm. Les résultats sont exprimés en mg/l d'échantillon grâce à une courbe d'étalonnage établit par une solution de phosphate.

II.3.1.Test de germination

Ce test permet de mesurer l'indice de germination des graines arrosées par l'eau non magnétisée et celle magnétisée, c'est-à-dire leur aptitude à germer avec l'eau magnétisée

Dans notre cas, on a utilisé des graines de tomate et on a suivie leur germination afin de déterminer :

-L'effet de la magnétisation de l'eau sur la germination et de voir s'il y a un apport positif de l'utilisation de l'eau magnétisée par rapport à celle non magnétisée

- L'effet de la salinité sur la germination et ceci on comparant les résultats relatifs à l'eau de robinet et celles relatifs aux eaux de puits à différentes salinités (3,5 et 6 g/l).

Cette méthode consiste à mettre 10 grains de tomates dans une boite de pétri (10 cm de diamètre), dans la quelle on place un papier filtre afin de préserver le milieu humide. Les grains contenues dans chaque boite de pétri sont arrosées par 5 ml de l'échantillon d'eau dynamisée, de robinet, en même temps nous avons cultivés un témoin arrosé avec le même volume d'eau distillée

Enfin on place ces boites de pétri dans un incubateur à l'obscurité et à une température de 25°C durant 5 jours.

L_E: la moyenne de la longueur de la radicule des graines germées pour l'échantillon d'eau étudiée

L_T: la moyenne de la longueur de la radicule des graines germées pour le témoin (irrigué par l'eau distillée) ;

On note que la graine n'est appréciée germée que si la longueur de sa racine dépasse 5 mm.

II.3.2.Paramètres morphologiques

1.Mesure de la croissance en longueur

Les plantules ont été récoltées en séparant les racines des tiges. Les systèmes racinaires ont été lavés soigneusement à l'eau puis essorés rapidement avec du papier filtre. Les longueurs des parties aériennes et souterraines ont été mesurées à l'aide d'une règle graduée. Les valeurs données sont les moyennes des trois répétitions / type d'irrigation.

2. Mesure de la croissance pondérale

La biomasse exprimée en gramme a été effectuée par pesée de la matière fraîche, puis de la matière sèche après étuvage à 60 °C jusqu'à l'obtention d'un poids constant (48 h).

1.Mesures de la photosynthèse et de la transpiration

Les mesures de la photosynthèse et de la transpiration ont été effectuées à l'aide d'un analyseur de gaz « CO₂ » à infrarouge. Il s'agit d'un appareil portable de marque (CID 301 PS, Vancouver, Washington-USA), calibré automatiquement et fonctionnant par absorption de la lumière. Seule la feuille est introduite dans la chambre de mesure après avoir estimé sa surface foliaire selon la méthode proposée par Mabrouk et Carbonneau (1996).

2.Peroxydation lipidique

La peroxydation lipidique a été évaluée par la mesure des substances réagissant avec l'acide thiobarbiturique (TBARS), qui comprennent des aldéhydes (dont le MDA) et des lipides hydroperoxydés. 125 ul d'extrait, 50 ul de TBS et 125 ul de TCA 20% BHT 1% ont été mélangés pour déprotéiniser les extraits. Après agitation et centrifugation (1000g pendant 10 min), le surnageant a été prélevé. 200 ul du surnageant ont été mélangés avec 40 ul de HCl (0,6 M) et 160 ul de Tris-TBA (Tris 26 mM, acide thiobarbiturique 120 mM). Après agitation, incubation à 80?C (10 min), la densité optique a été mesurée à 530 nm. La quantité des TBARS a été calculée en utilisant un coef?cient d'extinction de 0,156 mM^-1 cm^-1.

La détermination du contenu des feuilles en proline est effectuée selon la méthode Bates et al., (1973).

4. Dosages des pigments chlorophylliens

L'extraction des pigments chlorophylliens est effectuée par broyage de 50 mg de matière fraiche suivi d'une centrifugation à 2700 tr/mn pendant 10 min. Le surnageant est prélevé et une lecture de son absorbance dans les longueurs d'onde suivantes : 663nm ; 645 nm et 470nm.

Les teneurs en chlorophylles sont déterminées suivant l'équation de Lichtenthler1987 :

5.Détermination du contenu relatif en eau (RWC)

Le contenu relatif en eau (RWC) est une caractéristique de l'état hydrique de la plante faisant appel à la mesure de la quantité d'eau contenue dans les organes végétaux (feuilles). La technique de détermination de ce paramètre consistait à mesurer les poids frais, saturé et sec des tissus végétaux ce qui nous permet de déduire :

Où Pf, Ps et Psat désignent respectivement le poids frais (en mg), le poids sec et le poids à la saturation de l'échantillon. La saturation est réalisée sur des feuilles entières; elles sont mises à l'obscurité à une température de 5°C, pétiole trempant dans l'eau, sous un bêcher tapissé à l'intérieur avec du papier filtre humide. Le temps de saturation des feuilles est de l'ordre de 24 heures pour obtenir le poids à la saturation. La dessiccation est faite dans l'étuve à 90°C pendant 48 heures.

6. Analyse de la composition minéralogique

Le matériel végétal ayant servi à la détermination de la biomasse est soumis à une extraction à chaud en présence d'un mélange nitroperchlorique (HNO3/ HClO4; 2V/ 1V). Le rapport matière végétale sèche / mélange acide est de 1/15 (W /V) [1 g de MS nécessitent 15 ml du mélange acide]. Après refroidissement, les minéralisats sont recueillis dans des fioles de 25 ml qu'on ajuste à l'aide de l'eau bidistillée.

Le potentiel hydrique foliaire est mesuré par la technique de la chambre à pression de Scholander (modèle SKPM 1400, Skye Instruments, Powys, UK). La feuille, fraîchement récoltée, est insérée dans un bouchon pour en assurer son étanchéité et immédiatement placée dans la chambre. L'extrémité coupée dépasse de quelques millimètres à l'extérieur du bouchon afin de pouvoir observer l'affleurement de la sève au niveau de la section des vaisseaux. La pression appliquée est augmentée doucement dans la chambre jusqu'à ce que la sève apparaisse. La pression qui provoque la sortie de la première goutte, exprimée en MPa correspond à l'opposé du potentiel hydrique de la feuille. Pour plus de précision, l'observation se fait à la loupe binoculaire.

La perméabilité membranaire a été mesurée par le test de fuite d'électrolytes. Ce dernier est basé sur la mesure de l'électroconductivité d'un milieu aqueux où des échantillons de feuilles ont séjourné. L'efflux d'électrolytes a été mesuré selon le protocole de Campos et al. (2003). Ainsi, 1 g de feuilles ont été coupés en petits morceaux de 5 mm de longueur et mis dans des tubes à essai contenant 10 ml d'eau distillée désionisée et, incubées à la température ambiante sur un agitateur rotatif pendant 24 heures. Ensuite, la conductivité électrique du milieu initial (EC1) était évaluée. Les échantillons ont été placés dans une étuve (90 ° C) pendant 2 heures pour expulser tous les électrolytes. Les échantillons ont été refroidis à 25 ° C et seconde conductivité électrique (CE2) a été mesurée.

La teneur en H₂O₂ des tissus a été mesurée par spectrophotométrie (Cecil, Modèle N ° CE7200), selon Loreto et Velikova (2001). Ainsi, 1 g de l'échantillon a été homogénéisé dans 3 ml d'acide trichloroacétique (TCA) (1%) et centrifugé à 10 000 g pendant 10 min à 4 ° C. Ensuite, 0,75 ml du surnageant a été ajouter au tampon phosphate 0,75 ml de 10 mM (pH 7,0) contenant 1,5 ml de 1 M KI. Une lecture de l'absorbance a été mesurée à 390 nm.

2.2. I. Estimation de l'efficacité de l'appareil de magnétisation : Delta Water

2.3. I.1.Etude physico-chimique des eaux utilisées

Pour étudier l'effet combiné de la salinité et de la magnétisation des eaux sur le développement des plantes, une caractérisation physicochimique des eaux utilisées au cours de cette étude a été effectuée et a intéressé l'analyse des éléments majeurs, le pH et la salinité (Tableau 1)

- l'eau de robinet de salinité 2g/l de la zone urbaine de Sfax durant la période du printemps 2015 ;

Ces trois types d'eaux ont subi une magnétisation par l'appareil de magnétisation de l'eau Delta Water.

	Eau de robinet de salinité 2g/l		Eau de puits de salinité 3,5g/l		Eau de puits de salinité 6g/l
	non magnétisée	magnétisée	non magnétisée	magnétisée	non magnétisée	magnétisée
Ph	7,52	7,75	7,24	7,46	7,14	7,46
Conductivité (ms/cm)	2,53	2,37	4,66	4,5	8,13	7,99
Salinité (g/l)	2,1	2	3,49	3,37	6,09	5,99

La caractérisation physicochimique de ces eaux utilisées, dans notre expérimentation, avant et après magnétisation montre que la magnétisation entraine une légère augmentation du pH et une légère diminution de la conductivité électrique (Tableau 1). Cette légère diminution du pH ne dépasse pas les 0,2 unités pour les différents types d'eaux.

2.4. I.2.Composition minéralogique de l'eau

A partir de l'analyse de la composition minéralogique des échantillons d'eaux utilisées pendant cette étude on peut tirer les deux points suivants (Tableau 2) :

-Les deux types d'eaux de puits utilisées présentent des concentrations élevées en Ca²⁺, Mg²⁺ et K⁺par rapport à l'eau de robinet.

-La magnétisation de l'eau montre des variations non significatives des cations et des anions analysées pour les différents types d'eaux..

Tableau 2. Concentration des éléments majeurs (mg/l) de différentes catégories d'eau

	Eau de robinet 2g/l		Eau de puits de salinité 3,5g/l		Eau de puits de salinité 6g/l
	non magnétisée	magnétisée	non magnétisée	magnétisée	non magnétisée	magnétisée
Ca²⁺(mg/l)	55	49	74	72	149	149
Mg²⁺(mg/l)	43	42	77	75	141	140
K⁺(mg/l)	9	11	12	13	14	14
Na⁺(mg/l)	390	381	560	550	894	900
Cl^-(mg/l)	490	480	500	490	728	750
SO₄^2-(mg/l)	400	390	1000	950	1445	1453
HCO₃^-(mg/l)	225	240	300	334	324	339

2.5. I.3.Evoluation du pH en fonction du temps

Le suivi de l'évolution du pH des différentes catégories d'eaux utilisées a été effectué dans des intervalles de 30 mn pendant 2h (Tableau 3). D'après ces résultats, on signale une légère augmentation progressive des valeurs du pH des eaux magnétisées par rapport à celles non magnétisées. Cette augmentation est de l'ordre de 0.2 unité.

	Eau de robinet de salinité 2g/l		Eau de puits de salinité 3,5g/l		Eau de puits de salinité 6 g/l
	N.T.	T.	N.T.	T.	N.T.	T.
T= 0	8.07	8.28	7.21	7.60	7.16	7.54
T=30	8.06	8.27	7.20	7.63	7.14	7.58
T=60	8.06	8.28	7.21	7.62	7.16	7.59
T=90	8.07	8.27	7.21	7.62	7.16	7.59
T=120	8.06	8.27	7.21	7.61	7.16	7.59

2.6. I.4.Test de chauffage de l'eau

Ce test est réalisé pour étudier la vitesse de transfert de chaleur en fonction du temps dans l'eau magnétisée et l'eau non magnétisée. D'après la figure 8, on constate que la vitesse de transfert de chaleur de l'eau magnétisée est pratiquement comparable à l'eau non magnétisée que ce soit pour les eaux légèrement salées ou fortement salées.

Figure 8. Evolution de la température des eaux magnétisées (T) et non magnétisées (N.T.) suite à un chauffage électrique. (N.T. :non magnétisée ;T :magnétisée)

Cette expérience est réalisée pour comparer la vitesse de refroidissement de l'eau. En effet, après le chauffage des 6 échantillons d'eaux nous avons effectué la mesure de la température en continue pour évaluer la vitesse de chute de la température.

L'examen de la figure 9 montre que le refroidissement des 6 types d'eaux est pratiquement presque identique. Il ressort de cette expérience que cette technique d'évaluation du transfert de chaleur ne montre pas une distinction claire entre l'eau magnétisée et non magnétisée

Figure 9. Evolution de la température de refroidissement des eaux magnétisées et non magnétisées.

2.7. I.6.Test de congélation de l'eau

Cette expérience est élaborée dans le but de différencier la vitesse de congélation en fonction du temps entre l'eau magnétisée et l'eau brute des 3 types d'eaux (eau de robinet, eaux de puits avec une salinité. égale à 3.5 et eaux de puits avec une salinité égale à 6 g/l. Avec ce test, on étudie l'amélioration de la qualité physique de l'eau apporté par la magnétisation qui peut influencer la vitesse de transformation de l'eau d'un état physique à un autre.

D'après la figure 10, on remarque qu'il y a une légère différence significative entre la vitesse de congélation des eaux traitées par magnétisation et celles non magnétisées. En fait, la congélation des eaux traitées est légèrement plus rapide que celles des eaux non traitées.

Figure 10. Evolution de la température de congélation de l'eau magnétisée et non magnétisée

II.Caractérisation physico-chimique du sol avant et après l'irrigation du sol par l'eau magnétisée

II.1. Caractérisation physico-chimique du sol avant l'irrigation du sol par l'eau magnétisée

L'analyse granulométrique du sol montre une texture limono-sableuse (tableau 4). On se référant à la classification cité par Hénin (1969 in INITA, 2000), ce sol appartient à la classe des textures grossières.

Les analyses chimiques du sol avant l'irrigation par l'eau magnétisée ont été regroupées dans le tableau 5.

Le sol montre un pH légèrement alcalin avec une faible conductivité électrique. La MO de ce sol de l'ordre de 0.75% montre qu'il s'agit d'un sol pauvre en MO. Cette gamme de concentration est bien connue pour les sols du sud tunisien (MO<1%). La composition du sol se montre pauvre en éléments fertilisants (N, P et K).

Paramètres	Temps 0
pH	7.34
Matière organique (%)	0.75%
COT (%)	0.4 %
Conductivité (us/cm)	113
Phosphore total (mg /kg)	9.68
Azote total (mg /kg)	0.015
C/N	26,6
Mg (mg/kg)	597
Na (mg/kg)	141
K (mg/kg)	701,5
Ca (mg/kg)	914.5
Fe(mg/kg)	520
Mn (mg/kg)	130
Cu (mg/kg)	26
Zn (mg/kg)	78
Cr (mg/kg)	265
Pb (mg/kg)	25
Ni	<0 ,01

II.2. Caractérisation physico-chimique du sol après l'irrigation par l'eau magnétisée

Le pH moyen du sol utilisé dans notre expérimentation est de l'ordre de 7.34. Cette valeur de pH est considérée comme légèrement basique. Ce domaine de pH diminue la disponibilité de certains minéraux pour les plantes. La matière organique présente dans le sol est relativement faible avec une concentration de l'ordre de 0.7% (tableau 7) avec 0.015 ppm en azote et 9.68 ppm de phosphore.

L'évolution du pH en fonction du temps montre une augmentation légère et progressive suivant pratiquement une même allure que se soit pour le cas du sol irrigué par l'eau normale ou par l'eau magnétisée. Après 30 jours l'augmentation du pH atteint en moyenne 0,5 unité.

L'évolution du pH en fonction du temps montre une augmentation légère et progressive suivant pratiquement une même allure que se soit pour le cas du sol irrigué par l'eau normale ou par l'eau magnétisée (Figure 11). Après 30 jours l'augmentation du pH atteint en moyenne 0,5 unité.

Figure 11. Evolution du pH des sols en fonction de la magnétisation et de la salinité

Pour le cas de la conductivité électrique, le sol irrigué par les eaux normales sans traitement on enregistre une augmentation progressive de la CE en fonction du temps (Figure 12). Par contre le sol irrigué par des eaux magnétisées indique une décroissance progressive de la CE en fonction du temps. Cette décroissance est de l'ordre d'une unité de mS/cm pour l'eau de robinet, 2 unités pour l'eau de salinité 3,5 g/l et de 3 unités pour le sol irrigué par l'eau de salinité 6g/l.

Figure 12. Evolution de la conductivité électrique des sols en fonction de la magnétisation et de la salinité

II. Réponses morphologiques et physiologiques des plantules de tomates irriguées par des eaux de salinité croissantes et magnétisées

II.1. Effets de la salinité et de la magnétisation de l'eau sur la germination

La figure 13 illustre l'effet de la salinité et la magnétisation sur la germination. Ces résultats montrent :

- un certain nombre de différences entre l'effet d'une eau magnétisée et la même eau non magnétisée sur la germination de graines de tomate. Les résultats montrent bien l'action positive de la magnétisation de l'eau sur la germination.

- L'arrosage des graines de tomates par des eaux magnétisées de salinité 3,5 g/l donne le meilleur indice de germination. Ces résultats reflètent bien l'importance des éléments minéralogiques présents dans ces eaux par rapport aux eaux de salinité moins faibles (2 g/l).

-L'arrosage des graines par les eaux magnétisées de salinité 6 g/l donne un indice de germination plus faible que les eaux de salinité 3,5 g/l. Ces résultats témoignent l'apport négatif de ces eaux sur la germination. L'excès de la salinité a joué un rôle inhibiteur sur la germination.

Figure 13. L'effet de la magnétisation et la salinité sur la germination des graines de tomates pour différents types d'eaux

II.2. Effets de la magnétisation de l'eau et de la salinité sur la croissance des plantules de tomate

1.Effets de la magnétisation et da la salinité sur le nombre de feuilles

Le nombre de feuilles est un indice de bonne production en biomasse par la plante et de bonne alimentation en eau et en sels minéraux (Derrouiche, 2012).

La figure 14 représente le nombre de feuilles des plantules de tomate relatif aux différents types d'eaux. Les résultats montrent que :

· Le nombre des feuilles est plus élevé chez les plantules traitées par les eaux des puits

· La magnétisation à un effet positif sur le nombre des feuilles. Cet effet positif est d'autant plus important avec l'eau magnétisée de salinité 3,5g/l.

Figure 14. L'effet de la magnétisation et la salinité sur le nombre des feuilles des plantules de tomates

1. Effets de la magnétisation et da la salinité sur la croissance en longueur des plantules

La magnétisation de l'eau à un effet positif sur la croissance des plantules même avec la plus forte salinité utilisée dans cette étude qui est 6g/l (Figure 15).

La mesure de la longueur totale de la tige et de la racine montre une augmentation de la longueur de ces organes suite à l'irrigation par les eaux magnétisées (Figures 16 et 17). Le pourcentage d'augmentation de ces paramètres est de l'ordre 2 fois plus important chez les plantules irriguées par l'eau magnétisée de salinité 6g/l par rapport à l'eau non magnétisée de même salinité.

Figure 15. Effet de la magnétisation des eaux d'irrigation sur la croissance des plantules de tomates irriguées par l'eau magnétisée de salinité 6g/l pendant un mois.

Figure 16. Effets de la salinité et de la magnétisation sur la longueur de la tige

Figure 17. Effets de la salinité et de la magnétisation sur la longueur des racines

3. Effets de la salinité et la magnétisation sur la production de biomasse

Les résultats relatifs aux effets de la salinité et de la magnétisation sur la croissance (exprimée en masse de matière fraiche ou séche par organe) après un mois de traitement sont illistrés par les figures 18 et 19.

La première conclusion importante que l'on peut etre tenté de déduire à la lumière de ces résultats est l'effet stimulant de la magnétisation et de la forte salinité sur la production de biomasse des trois organes analysées. Cette stimulation de la production de biomasse interesse surtout les feuilles.

Figure 18 . Effets de la salinité et de la magnétisation sur la masse de la matière fraiche des organes des plantules de tomates.

Figure 19. Effets de la salinité et de la magnétisation sur la masse de la matière séche des organes des plantules de tomates.

4. Effets de la salinité et la magnétisation sur le contenu relatif en eau et sur le potentiel hydrique foliaire

D'après le tableau 6, on remarque que les plantules irriguées par les eaux magnétisées sont plus hydratées que les plantules irriguées par les eaux non magnétisées. Ces résultats sont aussi confirmés par les résultats obtenus pour le potentiel hydrique foliaires. Pour le potentiel hydrique foliaire, il est connu que, chaque fois que la salinité de l'eau d'irrigation augmente, la plante doit exercer plus d'énergie par unité d'eau absorbée, comparativement à une plante irriguée avec de l'eau douce. En effet, l'augmentation de la salinité dans notre cas d'étude n'a pas entrainé un effet négatif sur l'état hydrique des plantules.

Tableau 6. Effets de la salinité et la magnétisation sur le contenu relatif en eau et sur le potentiel hydrique foliaire

	Salinité 2g/l		Salinité 3,5 g/l		Salinité 6 g/l
	N.T.	T.	N.T.	T.	N.T.	T.
Contenu relatif des feuilles en eau (%)	28,4#177;4,32	55,35#177;8,6	34,58#177;2,11	39,34#177;3,25	51,65#177;5,8	63,27#177;6,8
Potentiel hydrique foliaire (MPa)	-4,5	-2,5	-3	-2	-3	-2

II.3. Effets de la magnétisation de l'eau et de la salinité sur la réponse biochimique des plantules de tomate

1. Effets de la magnétisation de l'eau et de la salinité sur les teneurs des pigments chlorophylliens

Lors de notre travail, l'apport excessif de sel dans le substrat suite à l'irrigation par les eaux de salinité 3,5 et 6 g/l a eu une répercussion négative sur la synthèse de la chlorophylle (Figure 20). En effet, les sels peuvent interférer avec les processus photosynthétiques d'une manière direct via une inhibition des enzymes de synthèse de la chlorophylle. La diminution de l'activité photosynthétique, lors d'un stress salin, est en relation avec la fermeture des stomates.

La comparaison des teneurs en chlorophylles des plantules irriguées par l'eau magnétisées à celle non magnétisées montre bien l'apport positive de la magnétisation sur les teneurs des pigments chlorophylliens.

Figure 20. Effets de la magnétisation de l'eau et de la salinité sur les teneurs des pigments chlorophylliens

2. Effets de la magnétisation de l'eau et de la salinité sur la formation des peroxydes d'hydrogène (H₂O₂)

L'irrigation des plantules de tomates par les eaux de puits salines entraine une augmentation de la formation de H₂O₂ dans les feuilles et les racines (Figure 21). Ces résultats semblent en concordance avec d'autres travaux réalisés sur l'effet du stress salin sur les plantes ayant montré que ce stress induit la production et la formation des peroxydes d'hydrogène (H2O2). Ces formes causent des dommages oxydatifs à différentes composantes cellulaires tels que les lipides membranaires, les protéines et les acides nucléiques (Halliwell et Gutteridge, 1989).

La magnétisation de l'eau a entrainé une diminution de la formation de H₂O₂. Ces résultats montrent que le traitement magnétique induit chez les plantes irriguées par les eaux magnétisées des réponses biochimiques ayant un rôle crucial dans la réduction des effets nuisibles du stress salin.

Figure 21. Effets de la magnétisation de l'eau et de la salinité sur la formation du peroxydes d'hydrogène (H2O2).

3.Effets de la magnétisation de l'eau et de la salinité sur l'accumulation de la proline

L'accumulation de la proline a été démontrée chez de nombreuses espèces et dans différentes situations de stress (osmotiques, hydriques, thermiques) (Blum, 1996). Plus le niveau de stress appliqué augmente plus les teneurs en proline deviennent plus marquées (Savouré et al., 1995). Généralement les teneurs en acides aminés (surtout la proline) à l'état libre s'accroissent rapidement chez de nombreuses espèces végétales soumises à un stress salin (Levigneron et al.,. 1995). La proline est l'osmolyte le plus commun pour les plantes (Erskine et al., 1996). Les plantules de tomates soumises à l'irrigation par les différents types d'eaux non magnétisées répondent de la même manière à la production de la proline (Figure 22). Ce pendant, la magnétisation a entrainé une diminution de la formation de la proline ce qui se traduit par le fait que la magnétisation à neutraliser les effets ioniques et osmotiques de l'accumulation du sel.

Figure 22. Variation de l'accumulation de la proline selon le traitement de l'eau et l'intensité du stress salin

4. Effets de la magnétisation de l'eau et de la salinité sur la peroxydation membranaire

Le malondialdehyde (MDA) est un marqueur de l'oxydation des lipides (Esterbauer, 1993). Le dosage des MDA représente donc une première approche de l'exploration du stress oxydant. Suite à l'irrigation des plantules de tomate par les eaux magnétisées on constate une diminution de la formation du MDA et cet effet est d'autant plus marqué avec la salinité la plus élevée (Figure 23). On peut tirer que la magnétisation des eaux salines diminue le stress oxydatif.

Figure 23. Effets de la magnétisation de l'eau et de la salinité sur l'accumulation des produits de peroxydation des lipides membranaires

5. Effets de la magnétisation de l'eau et de la salinité sur l'intégrité membranaire

Les résultats de la Figure 24 montrent que le pourcentage de fuite d'électrolytes est plus élevé chez les plantes stressées (plantes irriguées par l'eau de salinité 3.5 et 6 g/l) que chez les plantes irriguées par les eaux de salinité 2 g/l. L'irrigation par l'eau magnétique montre que ce traitement a diminué le pourcentage de fuite d'électrolyte par rapport aux plantules irriguées par l'eau non magnétisées.

Figure 24. Pourcentage de fuite d'électrolytes en fonction du type de l'irrigation

L'objectif de ce travail consiste à explorer (i) les avantages de l'irrigation par les eaux magnétisées sur les caractéristiques du sol et (ii) ses effets sur la croissance et le développement des plantules de tomate.

Les essais ont été réalisés sous serre. Différents paramètres caractérisant le substrat de culture et des paramètres morphologiques et physiologiques caractérisant le matériel végétal ont été déterminés.

Les résultats de la caractérisation des substrats utilisés ont montré que l'irrigation par les eaux salines magnétisées entraine un effet bénéfique en diminuant la conductivité électrique du sol. Les résultats rapportés dans ce mémoire, permet de ressortir que la magnétisation de l'eau donne un plus value même pour les eaux souterraines salines.

En ce qui concerne, l'effet de la magnétisation sur les caractéristiques du matériel végétal les résultats montrent des effets bénéfiques sur la croissance et les paramètres biochimiques et physiologiques des plantules de tomates.