Interaction de Baculovirus MaviNPV et du Parasitoïde (Apanteles taragamae (Viereck)) (Hymenoptera : Braconidae) pour le contrôle de Maruca vitrata Fabricius (Lepidoptera : Pyralidae).

UNIVERSITE D'ABOMEY-CALAVI

FACULTE DES SCIENCES AGRONOMIQUES
Département des Sciences Techniques de la Production Végétale

Thème

Interaction de Baculovirus MaviNPV et du Parasitoïde
(Apanteles taragamae (Viereck)) (Hymenoptera :
Braconidae) pour le contrôle de Maruca vitrata Fabricius
(Lepidoptera : Pvralidae).

Thèse

Pour l'obtention du diplôme d'Ingénieur Agronome

Option : Sciences et Techniques de Production Végétale

Présentée et soutenue par :
Donlossimi Wilfried LALEYE

Le 19 Décembre 2007

Superviseur

Prof. Dr. Ir. ATACHI Pierre FSA/UAC Maître de Conférences CAMES Co-Superviseur

Dr. TAMO Manuele Chercheur à IITA

Président du Jury : Prof AHOHUENDO Bonaventure Rapporteur : Prof ATACHI Pierre

Examinateur 1 : Dr. ZANNOU Elisabeth

Examinateur 2 : Dr. TAMO Manuele



UNIVERSITE D'ABOMEY-CALAVI
FACULTE DES SCIENCES AGRONOMIQUES

Département des Sciences Techniques de la Production Végétale
Topic

Interaction of Baculovirus MaviNPV and Parasitoïd
(Apanteles taragamae (Viereck)) (Hymenoptera :
Braconidae) to control Maruca vitrata Fabricius

Thesis

Submitted of the Requirement for the Degree of " Ingenieur Agronome"

Option : Sciences et Techniques de Production Végétale

Présented by :
Donlossimi Wilfried LALEYE

Supervisor

Prof. Dr. Ir. ATACHI Pierre FSA/UAC
Maître de Conférences CAMES
Co-Supervisor

Dr. TAMO Manuele Chercheur à IITA

Chairman: Prof AHOHUENDO Bonaventure Reportor : Prof ATACHI Pierre

Examinator 1 : Dr. ZANNOU Elisabeth Examinator 2 : Dr. TAMO Manuele

CERTIFICATION

Je certifie que ce travail a été effectué par Wilfried D. LALEYE, étudiant à la Faculté des Sciences Agronomiques (FSA) de l'Université d'Abomey-Calavi (UAC), Département de Production Végétale (DPV).

Le Superviseur:

Pr. Dr. Ir. Pierre ATACHI

Professeur d'Entomologie à la Faculté des Sciences Agronomiques de l'Université d'Abomey-Calavi (UAC)



DEDICACE

A Dieu le Père Tout Puissant

La nature et tout ce qui s'y trouve, témoignent de ta puissance et de ta grandeur.

Ma vie de chaque jour me le confirme pour toujours. Ce travail n'est que l'aboutissement d'un long chemin que tu as si bien fait avec moi. J'en fais une action de grâce pour Toi ; et c'est alors qu'il devient aussi prière envers Toi pour le nouveau parcours qui commence pour moi et que je ferai avec Toi comme par le passé.

- A ma très chère Mère

Si tant est le choix de Dieu de faire de toi, dame vaillante et battante, l'être chère de ma vie, il ne cessera de t'apporter son soutien.

Ces sacrifices consentis pour moi jusqu'à ce jour, ainsi que tous ces enseignements qui témoignent de ton coeur très vertueux, seront pour moi une source intarissable de recette pour la vie.

Vois en ce travail, une action que tu as accomplie.

- A mon très cher Père

Même du plus profond de mes moments difficiles, je n'ai pas cessé de voir en toi le père dont je suis fier plus qu'une fierté, c'est une grâce pour moi que Dieu t'ait choisi. Ta bravoure, ton sens de responsabilité me sont d'une grande utilité pour affronter la vie.

Vois en ce travail, un symbole de tes sacrifices et de l'amour d'un fils pour son père.

REMERCIEMENT

La réalisation de ce travail a été possible grâce aux personnes qui nous ont prêté leur précieux concours. Nous tenons alors à exprimer nos vifs remerciements:

Au Pr. Pierre ATACHI, Entomologiste à la Faculté des Sciences Agronomiques de l'Université d'Abomey-Calavi pour la qualité de son encadrement, sa participation active, son esprit critique et sa rigueur scientifique. Nous lui témoignons notre sincère gratitude;

Au Dr. Manuele, TAMÒ, Agro-écologiste, chercheur à l'IITA qui en dépit de ses multiples occupations, a accepté de superviser notre travail et a été attentif à nos multiples préoccupations tout au long du stage. Nous lui en sommes reconnaissant;

A Mr. Cyriaque AGBOTON, Ingénieur Agronome, Assistant de Recherche à l'IITA, pour son assistance pratique et permanente à ce travail. Qu'il trouve à travers ce travail l'expression de notre profonde gratitude;

A tout le personnel et aux stagiaires de la section niébé: Déo-Guide RUREMA, Sounkoura ADETONAH, Bernard HETTIN, Mamadou AHANCHEDE, Casimir AS SOU, Mathias AZOKPOTA, Basile DATO, Pascal AGOUCHEME, pour vos aides morales et techniques dans la réalisation de ce travail.

Nos sincères remerciements vont également à :

- El-Hadj Séfou ADETONAH, nous vous disons merci pour votre compréhension et votre sens de reconnaissance et d'humanisme.

- Biaugusta V. MONGBO, je te témoigne ici toute ma reconnaissance pour ta présence, ta compréhension et surtout tes conseils durant les moments difficiles de la rédaction de cette thèse. Que Dieu Tout Puissant te bénisse.

- mes familles LALEYE et NOUHOUDOHOUN, qui depuis ma naissance ont veillé sur

moi et m'ont soutenu durant toute ma formation, je vous adresse un grand merci.

- toutes les familles MONGBO et NOUTAÏ pour leur sympathie et leur esprit de solidarité

et de fraternité.

- Benjamin DATINON et François ONIKPO pour leurs précieux conseils et leurs totales disponibilités.

- Prisca ASSOGBA et Judith HONFFOGA, pour votre entière disponibilité, vos aides et conseils ont été d'une grande utilité. Soyez en remerciées.

- tous mes frères et soeurs et particulièrement Nadine et Damien LALEYE, Fiacre GANZO, Ghislain HOUEKPETON, je vous dis merci pour les luttes que nous menons ensemble. Que Dieu vous aide dans vos diverses tâches.

- la famille MEDJA pour les multiples conseils et soutiens indéfectibles. Que Dieu vous le rendre au centuple.

- mes amis Maurice ADJAN, Nadège A. AKALOGOUN, Gérard ADOHO, Marcel GUIDI - tous nos professeurs et aux personnels non enseignants de la Faculté des Sciences Agronomiques pour votre contribution à notre formation.

- Pr. AHOHUENDO Bonaventure, Chef du département PV/FSA d'alors, notre grande reconnaissance pour votre disponibilité et vos conseils

Si je ne puis citer tout le monde, aucun n'est oublié.

TABLE DES MATIERES

n° page

CERTIFICATION .. i

DEDICACE .. ii

REMERCIEMENTS iii





. viii

TABLE DES MATIERES . v
LISTE DES TABLEAUX

LISTE DES FIGURES . ix



LISTE DES PHOTOS x



LISTE DES ANNEXES xi

LISTE DES SIGLES ET ABREVIATIONS xii



RESUME .. xiv

ABSTRACT .. xv

INTRODUCTION 1

PREMIERE PARTIE : REVUE DE LITTERATURE . 5

1.1 Niébé : Vigna unguiculata (L) Walp 6

1.1.1 Botanique - origine- Dispersion géographique 6

1.1.2 Ecologie et production 6

1.1.3 Importance et utilisation 11

1.1.4 Insectes ravageurs de niébé 11

1.2 Insectes : Maruca vitrata (Fabricius) 15



1.2.1 Systématique - Origine - Distribution 15

1.2.2 Description 17

1.2.3 Biologie et écologie . 18

1.2.4 Ennemis naturels 22



1.2.5 Parasitoïdes . 22



1.2.6 Dégâts et importance économique 23

1.3 Méthodes de lutte contre M. vitrata 25

1.3.1 Pratiques traditionnelles 26

1.3.2 Lutte culturale . 26



1.3.3 Lutte chimique . 26

1.3.4 Résistance variétale 27

1.3.5 Lutte biologique .. 27

1.3.6 Lutte intégrée .. 28

1.3.7 Lutte microbiologique . 28



1.4 Virus entomopathogènes . ..... 29

1.4.1 Baculovirus . 30

1.5. le parasitoïde Apanteles taragamae

DEUXIEME PARTIE : Matériels et méthodes 37

2.1 Cadre d'étude .. 38

2.2 Matériel ... 38

2.2.1 Matériel entomologique 38



2.2.2. Matériel entomopathogène . 38



2.3. Condition de laboratoire 38

2.4. Méthodes 39

2.5. Matériel de laboratoire 40



2.5.1. Formation à la station de l'Institut International d'Agriculture

Tropicale (IITA) . 40

2.5.2. Production en masse de Maruca vitrata 41

2.5.3. Préparation du milieu nutritif artificiel de Maruca vitrata 41

2.5.4. Obtention et multiplication des adultes de Apanteles taragamae 43



2.5.5. Production purification et comptage du virus MaviNPV . 43





2.6. Protocole des expériences 46
2.6.1. Expérience 1 : Evaluation des différentes méthodes de

Contamination du parasitoïde Apanteles taragamae 47

2-6-2 Analyses statistiques . 49



TROISIEME PARTIE : RESULTATS . 50

3.1- Acquisition et Transmission du virus par les parasitoïdes aux chenilles de

Maruca. vitrata Fabricius à partir des différentes méthodes de Contamination. 51

3.1.1 - Comparaison de la mortalité des chenilles 51



3.1.2 - Comparaison de l'existence de virus dans les chenilles mortes . 53



3.1.3- Comparaison de l'émergence des parasitoïdes 55

QUATRIEME PARTIE : DISCUSSION .. 58

4.1. Effet d'acquisition et de transmission du virus 59

4.1.1. Mortalité 59



4.1.2. Présence de virus 59

4.1.3 Influence des délais d'inoculation .. 60

CONCLUSION ET RECOMMANDATIONS 61



REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES 63

ANNEXES . 75

LISTE DES TABLEAUX

TABLEAUX PAGE

Tableau 1: Evolution des superficies, productions et rendements du niébé dans le

monde de 1980 à 2004 . 8

Tableau 2 : Evolution des superficies, productions et rendements du niébé en

Afrique de 1980 à 2004 . 9

Tableau 3: Evolution des superficies emblavées, productions et

rendements de la culture de niébé au Bénin de 1980 à 2004 10

Tableau 4: Insectes ravageurs du niébé, date d'apparition dans la

culture et organes végétatifs attaqués 14

Tableau 5 : Quelques plantes- hôtes de M.vitrata 20

44


52

Tableau 6 : La composition du milieu artificiel d'élevage de M. vitrata et les Rôles de quelques composantes

Tableau 7a : Mortalité des chenilles de Maruca vitrata en fonction de différentes méthodes de

contamination : 2h et 24h après l'inoculation par le virus

Tableau 7b : Présence de Virus dans les chenilles de Maruca vitrata en fonction de différentes

méthodes de contamination : 2h et 24h après l'inoculation par le virus 54
Tableau 7c : Analyse de la variance à deux critères de classification, modèle croisé mixte, des

paramètres de mortalité, d'émergence des larves de Maruca et de leur infection au

virus dans un essai de 4 traitements suivant deux temps (2H et 24 H) 56

Tableau 7d: Analyse de la variance à deux critères de classification, modèle croisé mixte, des paramètres de mortalité, d'émergence des parasitoïdes et de leur infection au virus 57

dans un essai de 4 traitements suivant deux temps (2H et 24 H) .

LISTE DES FIGURES

FIGURE PAGES

Figure 1 : Périodes d'activité des principaux insectes ravageurs du niébé . 13

Figure 2 : Répartition géographique de M. vitrata en Afrique 16

Figure 3 : Polyèdres de NPV (laissés) et une section transversale d'un MNPV..... 31

Figure 4 : Schéma d'un virus bourgeonné (BV) et d'un virus dérivé par occlusion (ODV) 31

Figure 5 : Culture de cellules infectées par un Baculovirus 32

Figure 6 : Diagramme montrant le cycle d'infection d'un insecte hôte par le NPV. 34

Figure 7 : Cycle de réplication des Baculovirus . 35

LISTE DES PHOTOS

PHOTOS PAGES

Photo 1 : Les cinq stades larvaires de M. vitrata (Photo réalisée par Georgen, IITA) 17

Photo 2 : Adultes de M. vitrata (Photo réalisée par Goergen, IITA) 18

Photo 3 : Adulte de Apanteles taragamae............................................................. 24

LISTE DES ANNEXES

ANNEXE 1 : La structuration des moyennes de la Mortalité (moyennes#177;erreur

standard) issues de l'analyse de la variance suivant le test de

Student, Newman et Keuls 76

ANNEXE 2 : La structuration des moyennes de la présence de Virus

(moyennes#177;erreur standard) issues de l'analyse de la variance

suivant le test de Student, Newman et Keuls 77

ANNEXE 3 : La structuration des moyennes de l'Emergence des parasitoïdes

(moyennes#177;erreur standard) issues de l'analyse de la variance suivant

le test de Student, Newman et Keuls 78
ANNEXE 4 : Analyse de la variance à deux critères de classification, modèle croisé

mixte, des paramètres de mortalité, d'émergence des adultes de

Apanteles taragamae et de leur infection au virus dans un essai de 4 traitements suivant deux temps (2H et 24 H) 79

ANNEXE 5: Les principaux ennemis naturels de M. vitrata 80

LISTE DES SIGLES ET ABREVIATIONS

ANOVA : Analyse des variances

ADN : Acide Désoxyribo Nucléique

ARN : Acide Ribo Nucléique

AVRDC : Asian Vegetable Research Development Center

BV : Budded Virus

C : Concentration

DPV : Département de Production Végétale

FAO : Organisation des Nations Unies pour l'Alimentation et l'agriculture

FSA : Faculté des Sciences Agronomiques

GLM : Generalized Linear Model

GV : Granulosis Virus

IFDC : International Fertility Development Center

IITA : Institut International d'Agriculture Tropicale

m : Mètre

MNPV : Multiple Single Nuclear Polyedrosis Virus

MaviNPV : Maruca Vitrata Nuclear Polyhedrosis Virus

mm : Millimetre

mm² : millimètre au carré

NPV : Nuclear Polyhedrosis Virus

OB : Occlusion Body

OBOPAF : Observatoire des opportunités d'Affaires du Bénin

ODV : Virus Dérivés par Occlusion

ONASA : Office National de la Sécurité Alimentaire

ONU : Organisation des Nations Unies

OUA-CSTR-CPI : Organisation de l'Unité Africaine-Commission Scientifique et

Technique de la Recherche-Conseil Phytosanitaire Interafricain

PNUD : Programme des Nations Unies pour le Développement

SDS : Sodium Dodecyl Sulphate

SNPV : Single Nuclear Polyhedrose Virus

UAC : Université d'Abomey-Calavi

V : Volume

°C : Degré Celsius

PIB : Polyhedral Inclusion Body

rpm : Rotation par minute

ul : Micro litre

RESUME

L'objectif principal de ce travail est de trouver un moyen efficace permettant une réduction sensible de l'utilisation des insecticides de synthèse au profit de la lutte biologique dans un contexte de lutte intégrée contre Maruca vitrata Fabricius (Lépidoptera : Pyralidae) ravageur de niébé. Pour atteindre cet objectif, deux agents de lutte biologique ont été identifiés. Il s'agit du parasitoïde Apanteles taragamae et du virus MaviNPV. Ces deux agents ont été utilisés suivant trois (3) méthodes de contamination des parasitoïdes et deux (2) durées. Ainsi, une dose de 2,16.10³ PIB/ml a été prise pour effectuer les contaminations. Cette dose représente la _DL50 pour les chenilles de 4 jours. Les chenilles utilisées sont de stade 2 et le début du stade 3. Les parasitoïdes contaminés avec la méthode de contamination par l'ovipositeur sont inoculés avec un mélange de chenilles du stade 2 et 3. Les mêmes opérations sont effectuées dans le cas des méthodes de contamination de la surface totale du corps et du milieu nutritif. En effet, toutes ces méthodes conduisent à la transmission et l'acquisition du virus (Mavi NPV) aux parasitoïdes qu'importe la durée d'inoculation. La procédure ANOVA du logiciel SAS a permis de montrer que toutes ces méthodes ne sont pas différentes les unes des autres. Ainsi, l'analyse statistique des données révèle une symbiose parfaite entre le virus et le parasitoïde pour une réduction sensible de la population de M.vitrata. Les parasitoïdes acquièrent et transmettent le virus (MaviNPV) aux chenilles saines. A l'aide de la procédure du produit logiciel SAS, l'acquisition du virus par les parasitoïdes, hautement significative, a été prouvée. Bien que le produit biologique n'agisse pas dans tous les cas de la même manière sur le parasitoïde et l'hôte, on assiste à une importante trilogie biologique constituée par un produit biologique, un parasitoïde et un hôte phytophage.

Mots clés : Maruca vitrata, Vigna Unguiculata, MaviNP V, Apanteles taragamae.

ABSTRACT

The main objective of this study is to find an efficient way to reduce the use of synthetic insecticides to the benefit of biological control in the context of integrated pest management against Maruca vitrata Fabricius (Lepidoptera: Pyralidae), a serious pest of cowpea, Vigna unguiculata Walp.. To this effect, we studied the interactions of two natural enemies of M. vitrata, the parasitoid Apanteles taragamae and the entomopathogenic virus MaviNPV. To study the ability of A. taragamae in transmitting the virus, three (3) methods of contamination and two (2) durations of contamination were chosen. For all experiments, we used a dose of 2.16x10³ PIB/ml representing the _DL50 for four days old M. vitrata larvae. The parasitoids were first contaminated by the ovipositor method, and exposed to a mix of second and third stage larvae. The same methodology was followed also for the two other ways of contamination, i.e. contamination of total body surface and contamination o the artificial diet offered as food to M. vitrata larvae. The results showed that all the three contamination methods led to the transmission of the MaviNPV virus to M. vitrata larvae through the oviposition activity of the parasitoids, and the subsequent acquisition of MaviNPV by the parasitoids, without regards to the length of inoculation. The differences in the transmission rates for the three methods investigated were statistically not significant. The combined action of both the virus and the parasitoids induced a statistically significant mortality on M. vitrata larvae as compared to the control. The implications of these findings for an efficient biological control of this pest are discussed..

Key words: Maruca vitrata, Vigna unguiculata; MaviNPV, Apanteles taragamae.

INTRODUCTION

L'une des préoccupations des pays subsahariens est le développement du secteur agricole en vue d'une croissance de la production agricole pour assurer la sécurité alimentaire et la réduction de la pauvreté. Cette préoccupation est d'autant plus importante qu'on observe de nombreux cas de malnutrition et de sous alimentation conduisant à des pertes en vies humaines et en productivité de travail. L'agriculture, dans le tiers monde et surtout en Afrique subsaharienne, reste marginale et est caractérisée par une faible productivité. Ceci constitue la principale cause de pauvreté dans ces pays en voie de développement où les problèmes de déficits alimentaires et surtout protéiniques se posent avec acuité.

Pour son alimentation, l'homme dans ces régions fait souvent recours aux principales cultures de bases d'origine animale, végétale ou minérale. Parmi les aliments d'origine végétale, les légumineuses vivrières, qui, occupent une place prépondérante, sont sans doute le moyen le plus efficace pour assurer l'équilibre alimentaire de la population des régions tropicales (FAO, cité par Akpovi, 1993). Elles constituent une source importante et peu coûteuse de protéine par rapport aux protéines animales et répondent au niveau de vie de la majorité de la population africaine (IITA, 1992). Elles ont la capacité d'augmenter la fertilité du sol (Tiyagi & Paveen, 1990). En effet, parmi les légumineuses vivrières rencontrées au Bénin, le niébé est le plus cultivé (Atachi & Desmidts., 1984). La consommation du niébé constitue alors un appoint non négligeable pour l'amélioration de la qualité nutritionnelle du régime alimentaire de la population de ces pays en voie de développement.

Au Bénin, le niébé n'occupe que 7.8% des superficies totales cultivées et présente des avantages aussi bien sur le plan alimentaire et que sur le plan économique (OBOPAF, 2004). En plus de ses graines, le niébé offre à l'alimentation humaine ses feuilles tendres et ses fanes à l'alimentation animale (Akundabwensi et al., 1991 ; Okeyo-Owuor et al., 1991). A cet effet, une production de bonne qualité et en quantité suffisante s'avère nécessaire pour satisfaire la demande en niébé de la population de ces régions. Mais en Afrique de l'ouest, la production actuelle du niébé est loin de couvrir les besoins de la population.

Comment expliquer ce paradoxe ?

Il est dû au faible rendement moyen en Afrique : 100 à 400 kg/ha (Assa, 1976 ; Ntare, 1989), faiblesse due à de nombreux facteurs tels que les insectes nuisibles, les maladies cryptogamiques. Très peu de cultures souffrent de pareilles attaques d'insectes (Assa, 1976 ; Taylor, 1978, Atachi & Ahohuendo, 1989). Tous ces facteurs constituent pour le niébé des obstacles sérieux dont on est obligé de se défaire pour une productivité de quantité et de

qualité.

Les pertes occasionnées par les différents ravageurs (insectes, nématodes, maladies et adventices) sont évaluées à 300 millions de dollars américains par an (NRI, 1991). Ainsi, la forte pression parasitaire et les maladies constituent la seule contrainte majeure pour la production du niébé (Atachi et al., 1985). Au nombre des ravageurs, la foreuse de gousse, Maruca vitrata Fabricius (Lépidoptèra) est un ravageur très sérieux de niébé dans les régions tropicales et subtropicales de l'Asie, de l'Amérique Latine et de l'Afrique (Liao & Lin, 2000). Au cours de son développement, les chenilles de cet insecte se nourrissent des pédoncules, des boutons floraux, des fleurs et gousses encore fraîches (Okech & Saxena, 1990). Les dégâts causés par M.vitrata sont estimés en une perte de rendement de 30 à 86% (OkeyoOwuor et al., 1983 ; Atachi & Ahohuendo, 1989 ; Singh et al., 1990 ; Tamò et al.,2003). Il s'avère important et même capital, de chercher tous les moyens nécessaires pouvant aider à lutter efficacement contre ce ravageur. Ainsi, plusieurs moyens de luttes contre cet insecte nuisible ont été mis au point. Parmi ceux-ci, la lutte chimique est la plus ancienne et la plus utilisée pour le contrôle de la population de cet insecte. Son application a connu au début de sa mise au point des succès spectaculaires, mais une diminution graduelle de son efficacité se note dans le temps. Ce phénomène est dû au système d'adaptation, de développement de résistance chez les ravageurs vis-à-vis des pesticides (Brooks, 1993).

Pour parvenir à une réduction considérable de la population de ce ravageur suite au problème de développement de résistance, il faudra utiliser des insecticides beaucoup plus toxiques et augmenter le nombre d'application de pesticides tout en les changeant régulièrement (Bourguerra ,1986). Mais, si l'application répétée des pesticides hautement toxiques peut réduire les populations des ravageurs des cultures, elle est loin d'être écologiquement et socialement saine, et s'effectue à grand frais. Aussi, ces produits sont-ils à l'origine de plusieurs cas d'intoxication et font selon les estimations de l'ONU, chaque année, 40.000 victimes, puis provoquent des séquelles chez environ 2.000000 de personnes (IITA, 1988).

Dans le cas particulier de la lutte contre M. vitrata, la lutte chimique est bien établie et fait appel à l'utilisation d'une large gamme d'insecticides (Atachi & Sourokou, 1989 ; Singh et al., 1990). Malgré l'établissement de cette méthode de lutte contre M. vitrata sur le niébé, elle ne serait pas envisageable dans les régions où ses feuilles sont consommées comme légume à cause de la toxicité des insecticides (Okeyo-Owuor et al., 1991).

A cause des problèmes que pose l'utilisation des pesticides, d'autres méthodes de lutte visant une réduction de l'intensité d'application des pesticides ont été mises au point. Il

s'agit de la lutte par la résistance variétale, par la pratique culturale et la lutte biologique, méthode dont les efficacités diffèrent vis-à-vis de M. vitrata.

En ce qui concerne la lutte variétale, elle est difficilement applicable pour le contrôle de M. vitrata car il est difficile de trouver des variétés de niébé dont les fleurs et les gousses seraient résistantes à ce ravageur (Jackai & Singh, 1981 ).Quant aux pratiques culturales, telles que les cultures pièges et l'association culturale, elles n'ont jusqu'à présent donné que des résultats d'un intérêt limité (Amoaka-atta & Omolo, 1983). Outre tous les organismes nuisibles, il existe beaucoup d'agents qui aident à combattre les ennemis des cultures; ce sont les auxiliaires ou ennemis naturels. Ceux-ci vivent aux dépens des ennemis des cultures, par exemple, en les dévorant ou en les parasitant; c'est la lutte biologique. On peut la définir comme l'utilisation d'auxiliaires, afin de réduire les dégâts causés par des ennemis des cultures à un niveau économiquement acceptable. Mais elle exige une étude détaillée d'identification et d'évaluation des parasites, prédateurs et pathogènes de ce lépidoptère (Okeyo-Owuor et al., 1991).

La lutte biologique, qui préconise l'emploi d'agents très spécifiques, ne peut être considérée comme une panacée universelle susceptible de protéger toute culture contre tout ennemi. C'est pourquoi aujourd'hui, la mise en oeuvre de ce concept s'inscrit systématiquement dans le cadre de la lutte intégrée.

C'est dans ce contexte que le présent travail effectué dans le laboratoire de l'IITA trouve sa pertinence.

L'objectif principal de ce travail est de trouver un moyen efficace permettant une réduction sensible de l'utilisation des insecticides de synthèse au profit de la lutte biologique et la mise en place d'une unité de production des parasitoïdes infectés efficaces à moindre coût pour lutter contre M. vitrata, ravageur de niébé. Pour atteindre cet objectif, un certain nombre d'objectifs spécifiques sont visés. Il s'agit de :

- étudier les possibilités d'acquisition et de transmission du virus (MaviNPV) par le parasitoïde Apanteles taragamae aux chenilles de M.vitrata.

- examiner les effets conjugués du virus et du parasitoïde sur les chenilles de M. vitrata afin d'en déduire la synergie ou l'antagonisme.

Ce travail se déroule en différentes parties :

- la première partie fait le point sur les travaux déjà effectués.

- la deuxième partie décrit le matériel et la méthodologie utilisés.

- la troisième partie analyse les résultats obtenus.

- la quatrième partie aborde la discussion des résultats obtenus.

- la dernière partie tire les conclusions, qui découlent de l'analyse des résultats avec un accent sur les recommandations.



PREMIERE PARTIE : REVUE DE
LITTERATURE

1-1 Le Niébé : Vigna unguiculata (L) walp

La connaissance de niébé s'avère indispensable pour sa parfaite utilisation.

1-1-1 : Botanique - Origine- Dispersion géographique

· Botanique

Le niébé est une légumineuse à graines appartenant à l'ordre des légumineuses, à la famille des Fabaceae, à la tribu des Phaseoleae et au genre Vigna (Maréchal et al., 1978) ; d'où son nom botanique Vigna unguiculata (L.) Walpers. Le nombre de chromosomes de cette espèce est 2n =22 (Maréchal, 1 970).C'est une plante à port érigé principalement autogame bien que l'on ait fait état d'un certain degré d'allogamie qui serait fonction de l'activité des insectes assurant la pollinisation (Rachie et al., 1974). Il possède une racine pivotante, rampant ou grimpant (Porter et al., 1975). Les tiges sont cylindriques, légèrement cannelées et volubiles. Les feuilles sont alternes et trifoliées. Les fleurs évoluent pour donner des gousses, lesquelles seront récoltées à maturité.

· Origine

L'origine du niébé, bien que très discutée, serait de l'Afrique. En effet, une vaste distribution du niébé sauvage en Afrique constitue une des preuves, les plus évidentes, sur l'énigme de l'espèce sur ce même continent. L'hypothèse la plus soutenue admet que le point de départ du niébé est l'Afrique occidentale et très vraisemblablement le Nigeria où les espèces sauvages abondent dans les savanes et les forêts (Rawal, 1975), bien que certaines formes cultivées comme la variété ses quipedalis semblent avoir leur origine dans le Sud -Est asiatique ou en Extrême -Orient. Cependant, aucune forme sauvage n'a été trouvée en Asie.

· Dispersion géographique

Le niébé est très répandu sous les tropiques et dans de nombreuses régions subtropicales. Il est une légumineuse à graine importante en Afrique tropicale et est cultivé au sud d'une ligne allant de la côte ouest à la limite subsaharienne jusqu' en Afrique de l'Est (IITA cité par Godonou, 1987).

1-1-2 Ecologie et production

· Ecologie

Le niébé est résistant à la sécheresse (IITA, 1982). Etant une plante des régions tropicales et subtropicales, le niébé supporte des températures variant entre 25 et 28°C et une

pluviométrie variant entre 750 et 1000mm (Anochili, 1978), l'excès d'eau lui étant préjudiciable. Par contre, il supporte facilement une large gamme de sol allant des sols à prédominance sableuse aux sols à dominance argileuse légèrement alcalins (Jonhson, 1970). Cependant, les contraintes hydriques intervenant après la floraison peuvent ne pas affecter de façon significative le rendement en graine de certains cultivars (Summerfield & Huxey cité par IITA, 1982). C'est une plante de jour court (Anon ,1995).


· Production

Le niébé peut être cultivé en culture pure ou en association avec d'autres céréales comme le maïs, le sorgho, le mil ou des racines amylacées comme le manioc (Jackai & Daoust., 1986). A l'instar des autres légumineuses, le niébé a de grandes exigences en phosphore et en potassium (plus précisément sur les sols pauvres). Des expériences ont montré que l'application d'engrais azoté réduit la modulation et provoque un développement foliaire excessif au détriment de la formation des graines. Une dose de 200 kg de NPK (0-15- 15) est admise pour les régions de la savane soudanaise ou du Sahel. Cependant, l'application de quelques kg d'azote à l'ha est bénéfique au moment des semis où il joue un rôle de « starter » en stimulant la croissance des plantules.

La production du niébé dans le monde a connu une légère hausse au cours des dix dernières années. Ainsi, la production est-elle passée de 1.388726 tonnes en 1986 à 3.930500 tonnes en 2004 dans le monde (Tableau 1). La même tendance s'observe en Afrique (Tableau 2). La production semble être proportionnelle à la superficie emblavée et les rendements sont restés pratiquement constants. Ceci s'explique par le fait que la superficie et la production augmentent dans la même proportion d'année en année.

L'Afrique est le continent qui produit plus de niébé avec une production totale de 3.721835 tonnes en 2004 (Tableau 2). En 2004, les meilleurs pays producteurs du niébé au monde sont le Nigeria suivi du Niger sur le plan africain avec les productions respectives de 2.137000 tonnes et de 549035 tonnes (FAO, 2005).

Au Bénin, la production du niébé évolue très lentement que ce soit au niveau des superficies emblavées que de celui de la production. Le tableau 3 donne l'évolution des superficies, production et rendement au cours des vingt sept dernières années. Malgré l'importance du patrimoine foncier, le rendement en niébé est de 690 kg /ha (IFDC, 2005), ce qui est inférieur à ceux observés dans d'autres pays en voie de développement situés sur la même latitude.

Tableau 1: Evolution des superficies, productions et rendements du niébé dans le monde de 1994 à 2004.

Années	Superficie (Ha)	Production (t)	Rendement (Kg/Ha)
1994	6957226	2655837	382
1995	8023887	2634770	328
1996	8242011	2959850	359
1997	8428850	2880966	342
1998	9977872	3806016	381
1999	10074917	3549889	352
2000	8756464	3198325	365
2001	9357480	3591831	384
2002	9968011	3577794	359
2003	10004409	3820434	382
2004	10131909	393050	388

Source : FAO (2005)

Tableau 2 : Evolution des superficies, productions et rendements du niébé en Afrique de 1994 à 2004.

Années	Superficie (ha)	Production (t)	Rendement (Kg/ha)
1994	6828650	2552281	373.8
1995	7885593	2514512	319
1996	8074589	2810992	348
1997	8254323	2725929	330
1998	9805967	3654046	373
1999	9893554	3409346	345
2000	8562646	3040780	355
2001	91415100	3407234	373
2002	9756679	3392680	348
2003	9785966	3620007	370
2004	9913800	3721835	375

Source: FAO (2005)

Tableau 3: Evolution des superficies emblavées, productions et rendements de la culture du niébé au Bénin de 1994 à 2004.

Année	Superficie (ha)	Production (t)	Rendement (kg/ha)
1994	99109	65041	656
1995*	98157	61782	629
1996*	97987	60358	616
1997*	103660	65857	635
1998*	108456	70978	654
1999*	122854	76926	626
2000*	117654	77743	661
2001*	107302	73793	688
2002*	134698	92576	687
2003	119642	82532	773
2004	122762	94108	767

* Estimation de l'ONASA Source : ONASA (2005)

1-1-3 Importance et utilisation

Les légumineuses sont les plantes les plus cultivées dans le monde entier. Les espèces utilisées étant adaptées à des climats très variés qu'ils soient tempérés ou tropicaux humides ou arides (Aykroyd & Doughty, 1982). Elles sont largement répandues en zone tropicale et subtropicale (Hutchinson & Daizel cités par Okwakpam, 1978). Dupriez & De Leener (1987) rapportent que toute la plante est comestible. Les feuilles, les jeunes pousses et les gousses immatures sont consommées comme légume, les graines cuites sont utilisées comme aliments de base ou d'accompagnement. Elles sont caractérisées par sa richesse en protéine et sa capacité d'augmenter la fertilité du sol (Tiyagi & Parveen, 1990). Les graines mûres sont hautement nutritives et occupent une place importante dans l'alimentation humaine. Dans les régions tropicales où se posent des problèmes de déficit protéique alarmant et de malnutrition chronique, les légumineuses doivent être particulièrement utilisées comme source principale de protéine végétale, d'énergie et de vitamine pour les hommes et surtout pour les enfants (Okigbo, 1978). Ainsi, le niébé constitue une importante source de protéine dans les régions tropicales et occupe une place importante dans les régimes alimentaires d'une grande partie de la population mondiale (Anonyme ,1974). Le niébé doit cette importance à son taux élevé de protéine (22 - 25 % ) (deux à cinq fois plus élevé que celui des céréales), à la valeur biologique de sa protéine proche de 57%, à son bon coefficient de digestibilité de l'ordre de 85% et à sa bonne concentration en lysine d'environ 93% (Santos, 1976). A cet effet, il est appelé " la culture des plus démunis" (Anonyme ,1976). Aussi les animaux nourris aux fanes de niébé, jouissent-ils d'une bonne santé, produisent-ils plus de lait, de viande, d'effort de traction et de fumier et, ce faisant, garantissent-ils une bonne production agricole (IITA, 2004). En outre, il est considéré tout comme les autres légumineuses comme une usine d'azote. Le niébé joue également un rôle important sur le plan culturel. Dans certaines tribus comme les Yoruba et Haoussa, les graines de niébé présentent un caractère sacré et sont utilisées pour conjurer les mauvais sorts et pour apaiser les mauvais esprits (Duke, 1990).

Le niébé est confronté à de nombreux problèmes dont le plus déterminant est l'attaque des ravageurs.

1-1-4 Insectes ravageurs de niébé

En Afrique, ce sont les insectes qui sont plus responsables des dégâts énormes dans les cultures de niébé (Singh & Allen, 1980). Le problème des ravageurs est beaucoup plus

sérieux en Afrique qu'en Asie et en Amérique Latine (Singh et al., 1990). Selon Oghiakhes (1995), le niébé est susceptible à une large gamme d'insectes ravageurs qui l'attaquent depuis les semis jusqu'au stockage. Cet état de choses s'explique par plusieurs facteurs, à savoir: le climat, les sols, les mauvaises pratiques culturales, les mauvaises herbes, les maladies et un large complexe parasitaire (Atachi & Ahohuendo, 1989; Lane et al., 1994). Ainsi, un grand nombre d'insectes ravageurs appartenant à différents ordres et genres expose le niébé à une forte pression parasitaire (Tableau 4). L'ensemble de ces insectes peut causer jusqu'à 100% de perte de rendement (IITA, 1989). Parmi ceux-ci, M. vitrata (Fabricius) est considéré comme le plus dangereux causant des pertes significatives allant de 50 à 80% (Assa, 1976 ; Atachi & Ahohuendo 1989). En effet, M. vitrata attaque le niébé à tous les stades de développement : jeune tige tendre, bourgeons végétatifs, boutons floraux, fleurs, gousses et feuilles (Jackai, 1981)

La figure 1 illustre la période d'activité des principaux insectes ravageurs en relation avec la phénologie de la plante. Le tableau 4 complète la figure 1.

Age de la plante en Jour après la levée

0 10 20 ₃₀ 40 50 60 70

Pré et floraison

Post-floraison



Espèces d'insectes



1 Ootheca mutablilis (Sahlberg)



2 Medythia quaterna (Fairmaire)



3 Sericothrips occipitalis (Hood)

4 Empoasca facialis (Jac)
5 Taeniothrips sjostedti (Trybom)
6 Maruca vitrata (Fabricius)
7 Anoplocnemis curvipes (Fabricius)
8 Acanthomyia horrida (Germar)
9 Riptortus dentipes (Fabricius)
10 Cydia ptychora (Meyrick)
11 Callosobruchus maculatus (Fabricius)

Période d'activité Période d'activité maximale

Figure 1: Périodes d'activité des principaux insectes ravageurs du niébé Source : Singh (1990)

Tableau 4: Insectes ravageurs du niébé, date d'apparition dans la culture et organes végétatifs attaqués.

Familles	Genres et espèces	Périodes d'apparition (JAS)	Organes attaqués
Coléoptères
Chysomelidae	Ootheca mutabilis (Sahlberg)	8	Fe
Chysomelidae	Medythia quaterna (Faimaire) (= Luperodes /Paraluperodes lineata (Karsh))	11	Fe
Apionidae	Piezotrachelus varius (Wagner)	11	Fe + BV
Apionidae	Ischnotrachelus dorsalis (Chevrolat)	11	Fe + BV
Lagriidae	Chrysolagria nairobana (Borch).	14	Fe + BV
Lagriidae	Chrysolagria cuprina (Thomson)	14	Fe + BV
Apionidae	Apion varium (Wagner)	32	Fe
Lagriidae	Lagria villosa (Fabricius)	45	Fe + Fl
Chysomelidae	Asbecesta spp.	60	Fe + Fl
Meloidae	Mylabris spp.	60	Fe + Fl
Lycidae	Lycus proboscideus (Fabricius)	60	Fl
Cetoniidae	Diplognatha gagates (Förster)	60	G
Lépidoptères
Arctiidae	Spilosoma maculosa (Stoll)	42	Fe
Pyralidae	Maruca vitrata (Fabricius) (= testulalis Geyer)	43	Fl + G
Tortricidae	Cydia ptychora (Meyrick)	52	G
Thysanoptères
Thrypidae	Megalurothrips sjostedti (Trybom)	43	BV + BF +Fl
Homoptères
Aphididae	Aphis craccivora ( Koch)	11	Fe
Cicadellidae	Empoasca dolichi (Paoli)	23	Fe
Orthoptères
Pyrgomorphid ae	Zonocerus variegatus (L.)	23	Fe
Hétéroptères
Lygaeidae	Oncopeltus famelicus (Fabricius)	35	Fe + G
Pyrrhocoridae	Physopelta melanoptera (Distant)	35	Fe + G
Plataspidae	Coptosoma nubilalis (Germar)	42	Fe + G
Pentatomidae	Caura pugilator (Fabricius)	42	Fe + G
Plataspidae	Brachyplatys testudonigra (De Geer)	45	G
Pyrrhocoridae	Dysdercus superstitiosus (Fabricius)	45	G
Coreidae	Clavigralla (=Acanthomia) tomentosicollis (Stãl)	53	G

Source: Atachi & Adéoti (2004)

BF = Boutons floraux; BV = Bourgeons végétatifs; Fe = Feuilles; Fl = Fleurs; G = Gousses

1-2 Insecte : M. vitrata

Maruca vitrata (Fabricius) est un ravageur sérieux de niébé. Une étude approfondie est indispensable pour établir les moyens de lutte nécessaires contre ce dernier.

1-2-1 Systématique - Origine - Distribution

Maruca vitrata Fabricius est un petit papillon nocturne de la famille des Pyralidae, l'une des plus grandes Familles de l'ordre des lépidoptères avec près de 10.000 espèces recensées (Chu, 1949). C'est sur Phaseolus mungo que le papillon a été rencontré pour la première fois (Dietz cité par Gblagada, 1982). Il est couramment appelé « foreuse des gousses » en français et « bean pod borer » ou « cowpea pod borer » en anglais. L'origine de cet insecte reste encore incertaine (Waterhouse & Noris, 1987). En effet, le genre Maruca dans lequel est inclus M. vitrata semble trouver son origine en Asie du Sud- Est (Tamò et al., 1997). Selon les mêmes auteurs, le genre Maruca comporte également deux autres espèces : Maruca amboinales (Feldand Rog) et Maruca nigroapicalis (De joannis). Cet insecte fut signalé en Irland de l'ouest comme l'insecte parasite le plus abondant et le plus redoutable dans les champs de haricot et de niébé (Scott, 1940). De nos jours, il est largement répandu dans les régions tropicales et subtropicales d'Amérique, d'Afrique, d'Asie et dans la région pacifique où il est considéré comme un important ravageur de niébé, du pois d'angole (Cajanus cajan) (L) Millsp) et d'un certain nombre de légumineuses (Singh & Jackai ,1988). Cet insecte est distribué dans une grande partie de l'Afrique sub-saharienne. Ce ravageur est bien établi dans la zone écologique du sud et du centre du Bénin (Arodokoun et al., 1997).

Parmi les diverses plantes hôtes (Tableau 5), le niébé est la principale plante hôte cultivée que M. vitrata peut exploiter toute l'année lorsqu' elle est disponible (Atachi & Djihou, 1994 ; Arodokoun et al., 2003). La figure 2 présente la répartition géographique de M. vitrata en Afrique.

1-2-2 Description

La chenille, brun chair, de tête noire, a des faces dorsale, latérales et ventrale ponctuées de taches brun- noir (Singh & Allen, 1979). Selon Atachi & Gnanvossou (1989), la capsule céphalique noirâtre a un diamètre médian qui varie entre 0,1 et 1,4 mm. Le cycle de l'insecte comprend cinq (5) stades larvaires. Les premiers stades larvaires sont de couleur blanchâtre translucide de petite taille après éclosion des oeufs. La chenille change de couleur au fur et à mesure qu'elle passe d'un stade à l'autre et devient de plus en plus sombre. La photo 1 montre les stades des chenilles de M. vitrata.



L1

L2

L3

L4

L5

2mm

Photo 1: Les cinq stades larvaires de M. vitrata (Photo réalisée par Goergen, IITA)

> Adultes de M. vitrata (photo2)

C'est un petit papillon nocturne de corps brun foncé. Les ailes antérieures sont marquées de taches blanchâtres alors que les ailes postérieures sont blanc grisâtre avec des marques sombres aux extrémités. Chez M. vitrata, il existe un dimorphisme sexuel c'est -à- dire une différence morphologique entre le mâle et la femelle. En effet, la femelle et le mâle se distinguent par la face ventrale de leur abdomen. La femelle de cet insecte a un abdomen brunâtre, un peu élargi et évasé et se termine par un organe génital (orifice). Par contre, le mâle a un abdomen noir gris, filiforme, spécialement au quatrième et au cinquième segment et se termine par une partie postérieure pointue.



2mm 2mm

(a) (b)

Photo 2 : Adultes de M. vitrata (Photo réalisée par Goergen, IITA)

(a) Mâle adulte de M.vitrata

(b) Femelle adulte de M.vitrata

1-2-3 Biologie et Ecologie

Maruca vitrata a une biologie complexe due au comportement de l'adulte en relation avec l'accouplement et le lieu d'oviposition (Singh & Jackai ,1988). Après les études effectuées sur le comportement au vol de M.vitrata à l'Université d'Ibadan, Taylor (1978) conclut que les variations saisonnières étaient fonction des facteurs climatiques telles que la pluviométrie, l'humidité relative et la température. Ainsi, une humidité relative élevée et des températures nocturnes basses favorisent la reproduction chez cette pyrale (IITA, 1983).

L'accouplement a lieu dans la nuit entre 21h00 et 5h00 avec une température de 20 à

25 °C et une humidité relative d'au moins 80% ( Jackai et al., 1990). La femelle ne s'accouple qu'une seule fois, entre la 2^ème et la 5^ème nuit suivant son émergence (IITA, 1981).

Les oeufs sont déposés sur les bourgeons floraux, les fleurs, les pédoncules (Jackai, 1981). En effet, Crotalaria retusa Linn. est la plante hôte la plus favorable à l'oviposition de cette pyrale (Atachi & Djihou, 1994). La femelle pond environ 150 oeufs (Quintella et al., 1991) et selon Jackai et al (1990), le nombre moyen d'oeufs par femelle est d'environ 400. Après la ponte, les oeufs, d'abord translucides et difficilement observables, virent à la couleur marron foncé à la fin du développement embryonnaire qui intervient au bout de 2 ou 3 jours (Okeyo- Owuor et al., 1981). L'éclosion des oeufs donne des chenilles qui se développent en 5 stades (Atachi & Gnanvossou, 1989). Leur développement est optimal entre 27 et 32°C (IITA, 1982) mais se trouve ralenti à 22°C et inhibé à 19°C (Jackai & Daoust, 1986), et la durée du stade larvaire est de 8 à 14 jours (Singh & Jackai ,1985).

Les chenilles des jeunes stades (L1 ; L2 ; L3) sont moins mobiles que celles des deux derniers stades (L4 ; L5) (Jackai & Daoust ,1986). Avant la chrysalidation, il y a une période de 1 à 2 jours au cours de laquelle la chenille devient verdâtree, perd tous ses autres pigments et cesse de s'alimenter. La chenille au terme de son développement se chrysalide dans le sol ou dans un cocon de soie fixé à la plante (Taylor, 1967). La chrysalide, au début verdâtre, change progressivement de couleur et devient brun foncé au bout de 5 à 14 jours (Ochieng et al., 1981). L'émergence de l'adulte est favorisée par une forte pluie ou humidité du sol (Singh & Jackai, 1985). L'adulte est un papillon nocturne mais on le voit parfois dans la journée (Allen et al., 1996). L'insecte a une durée de vie variable. L'alimentation a un effet sur les potentialités biologiques de l'insecte (Atachi & Ahounou, 1995). Selon ces mêmes auteurs, la longévité des femelles est supérieure à celle des mâles dans tous les cas. Cet insecte n'entre jamais en diapause même en conditions de vie difficiles (Okeyo- Owuor & Ochieng, 1981), mais transite par de nombreuses plantes hôtes alternatives qui sont en général des légumineuses, ce qui maintient sa population dans les écosystèmes (Atachi & Djihou ,1994).

Le tableau 5 présente les différentes plantes hôtes possibles du ravageur.

Tableau 5 : Quelques plantes hôtes de M.vitrata.

Familles	Espèces Végétales	Organes infestés	Sources
Fabaceae " " " " " " " " " " " " " " " " " " " " " " " " " " " "	Vigna unguiculata (L.) Walp. Vigna mungo (L.) Hepper Vigna triloba (Walp.) Savi Vigna radiata (L.) Wilczec Cajanus cajan (L.) Millsp. Cajanus indicus (Spreng) Crotalaria caricea Crotalaria juncea (L.) Crotalaria mucronata (Desv.) Crotalaria incana (l.) Crotalaria amazonas (L.) Crotalaria misereninsis (L.) Crotalaria retusa (L.) Crotalaria saltiana (L.) Crotalaria goreensis (Guill. &Perr.) Arachis hypogea (L.) Dolichos Lablab (L.) Dolichos sp. Phaseolus vulgaris (L.) Phaseolus Lunatus (L.) Psophocarpus tetragonolobus (Neck.). Sphenostylis stenocarpus (E.Mey.) Gliricidia sepium (Jacq.) Walp. Vicia faba (L.) Stizolobium sp. Mucuna sp. Tephrosia candida (Roxb.) Dc. Tephrosia purpurea (L.) Pers. Eriosema psoraloides (Lam) G.Don. Pericopsis laxiflora (Benth. Ex. Bak.) van Meenwen	Fleurs, gousses, Bourgeons " Gousses Fleurs, gousses Gousses Fleurs, Fleurs, gousses Gousses Fleurs Fleurs Fleurs Fleurs, gousses Fleurs Fleurs gousses Fleurs Fleurs Fleurs Fleurs - Fleurs Fleurs Fleurs Fleurs Fleurs Fleurs Fleurs Fleurs, gousses Fleurs Fleurs Fleurs	Taylor (1978) " " " " " " " " Jackai (1983) " " Atachi & Djihou (1994 " " " " " " " " " " " " Jackai (1983) " " " Atachi & Djihou (1994) " "



Tableau : Quelques plantes- hôtes de M.vitrata (suite et fin)

Familles	Espèces Végétales	Organes infestés	Sources
Fabaceae	Phaseolus adenanthus (G.)F.W.Mey.	Fleurs	Atachi &
"	Phaseolus lunatus (L.)	Tige tendre,	Djihou (1994)
"	Pseudovigna argentea (Willd.) Verde	fleurs, gousses	"
"	Pueraria phaseoloïdes (Roxb.) Benth	Fleurs	"
"	Rhynchosia minima (Harv.) Meiklo.	Bourgeon végétatif,	"
"	Tephrosia bracteolate (Guill. & Perr.)	fleurs	"
"	Vigna racemosa (G.Don) Hutch &	Fleurs	"
"	Dalz	Fleurs	Arodokoun
"	Tephrosia Humilis (G.et Perr.)	Fleurs	(1996)
"	Tephrosia platycarpa (Guill.& Perr.)	Fleurs	"
"	Milletia thonningii	-	"
"	Sesbania pachycarpa (D. C.).	-	"
"	Xerroderri sulthmanii (Taub.) Mend	-	"
"	& Sous.	-	"
"	Lonchocarpus sericeus (Poir) H.B.K	-	"
"	Lonchocarpus cyanescens (Schum	-	"
	&Thonn)	-	"
"	Pterocarpus santalinoïdes (l'Her. ex	-	"
"	D.C.)	-	"
"	Pterocarpus erinaceus (Poir)	-	"
"	Pacchyrrhizus angulatus (Rich.)	-	"
"	Psophocarpus palustris (Deso.)	-	"
"	Afromosia laxiflora (Benth) Harms	-	"
"	Andira inernis (Wright) D.C.	-	"
"	Carnavalia ensiformis (L.) D.C.	-	"
"	Centrosema pubescens	-	"
"	Carnavalia virosa (Roxb.)	-	"
"	Esclerotona dolabriformis (coll.)	-	"
"	Parkia africana (Jack) Benth	-	Taylor (1978)
Mimosaceae		Feuilles	Atachi &
		Gousses	Djihou (1994)
Cesalpinaceae	Poinciana sp	Gousses	Taylor (1978)
"	Cassia occidentalis (L.)	Fleurs	Atachi &
"	Cassia obtusifolia (L.)	Fleurs	Djihou (1994)
Pedaliaceae	Sesamun sp.	Fleurs, gousses	"
Malvaceae	Hibiscus sp	-	Taylor (1978)
"	Abutilon mauritianum (Jack) Medic.	Fleurs, fruits	"
Annonaceae	Annona senegalensis (Pers.)	Fruits	Atachi &
Moraceae	Ficus gnaphalocarpa (Miq) A. Rich.	Fruits	Djihou (1994)
Rubiaceae	Gardenia erubescens (Stapf & Hutch)	Fruits	"
Euphorbiaceae	Ricinus communis (L.).	Bourgeons végétatifs, fleurs	" "
			"

1-2-4 Ennemis naturels

Dans l'écosystème du niébé, il existe une diversité d'ennemis naturels de M. vitrata. Cependant, la chenille de M. vitrata est très peu attaquée sur le terrain par les ennemis naturels, le taux d'infestation variant entre 1 et 5%. Ainsi, Taylor (1967) a obtenu 5% ; Gblagada (1982) trouva quant à lui 1,5 à 4,6 % et Adango (1994), 3,9% en condition expérimentale et 3,2% en milieu paysan. Mais des interactions diverses peuvent exister entre les ennemis naturels de M. vitrata et ses plantes hôtes. Ainsi, l'action des ennemis naturels peut être plus importante et plus efficace sur ces plantes hôtes que sur les légumineuses herbacées. C'est le cas de Phanerotoma leucobasis (Kriechbaumer), parasite ovo-larvaire de M. vitrata, qui présente plus de succès sur les arbres et arbustes que sur les légumineuses herbacées. Cependant, c'est le phénomène contraire qui est observé chez Trichogrammatoïdae sp. parasite oophage de M.vitrata (Tamò et al., 2002). Les ennemis naturels peuvent être répartis en trois catégories: les prédateurs, les entomopathogènes et les parasitoides. Le tableau 6 présente les principaux ennemis naturels de M.vitrata.

1-2-5 Les parasitoïdes

L'immense diversité des Arthropodes, en particulier celle des insectes et des Acariens, en fait le groupe taxonomique potentiellement le plus important comme source de biocides autonomes potentiellement exploitables en lutte biologique. Ainsi, plus de 150.000 espèces d'insectes sont parasites ; la majorité d'entre elles étant plus précisément des parasites d'autres insectes (Waage & Greathead, 1986). Les espèces exploitées en lutte biologique contre les ravageurs sont le plus souvent des Hyménoptères Chalcidoîdes, ou Ichneumonoïdes, et des Diptères tachinides ; mais d'autres groupes d'Hyménoptères, de Diptères et Coléoptères sont aussi exploités à un moindre degré (Poinar & Thomas, 1985). Les parasitoïdes sont caractérisés par un adulte ayant de forte capacité d'orientation et de répérage d'hôtes potentiels. Généralement l'adulte dépose un ou plusieurs oeufs de façon qu'ils soient directement en contact de l'hôte soit en surface ou à l'intérieur dans le cas d'Hyménoptère, mais seulement en surface dans le cas des Tachines. Ainsi on distingue les endoparasites qui se développent dans le corps de leur hôte et les ectoparasites qui se développent à l'extérieur. Les parasitoïdes sont des candidats de premier choix comme biocides autonomes applicables en la lutte biologique contre les ravageurs. Leur utilisation présente certains avantages sur d'autres possibilités, en particulier les microorganismes :

- une forte autonomie et une grande mobilité se manifestant par une capacité élevée de dispersion, de repérage du ravageur et de suivi indépendant ;

- une bonne capacité d'auto propagation avec possibilité d'effets durables sinon permanents et modérément amplifiés pour que l'hôte convenable soit accessible ;

- un niveau de sécurité exceptionnel pour la santé humaine et la qualité du milieu et ;

- une spécificité très élevée qui permet une capacité d'intervention précise contre un

ravageur particulier ou quelques espèces apparentées. Mais leur emploi présente aussi des

inconvénients :

- le caractère onéreux de leur production en masse qui nécessite l'élevage d'hôtes spécifiques devant être aussi produits en masse à partir de plantes vivantes ou de régimes alimentaires particuliers ;

- le fait que leur livraison vers le lieu d'intervention nécessite des précautions spéciales pour assurer l'intégrité des entomophages libérés ;

- le fait que leur libération soit surtout manuelle, donc exigeante en main d'oeuvre ; - la longueur relative de leur délai d'action ;

- l'incertitude quant au niveau de répression qui est lié à l'influence des conditions extérieures sur l'activité et la survie des parasitoides et ;

- le niveau élevé de leur spécificité biologique qui limite la gamme des ravageurs visés et la position d'auto propagation lorsque l'hôte a une faible densité.


· Apanteles taragamae (Viereck) > Origine

Apanteles taragamae a été identifié dans les champs de Sesbania cannabina sur lequel l'attaque de M. vitrata est aussi sérieuse. En effet, c'est après une prospection pouvant aider à recenser tous les ennemis naturels de M .vitrata que Apanteles taragamae fut découvert à Taïwan.

> Biologie

Chez ce parasitoïde, il existe une différence morphologique entre les deux sexes. Ainsi, la femelle a un corps noir mesurant environ 2,89 mm de long. Elle possède des yeux noirs et deux antennes qui mesurent environ 2,26 mm de long. Les ailes sont transparentes et les pattes sont généralement noires. L'abdomen est noir et se termine par un ovipositeur. Ce dernier mesure 1,35 mm de long environ. Par contre, le mâle se distingue de la femelle par :

- un corps plus petit (2,28 mm de long environ)

- des antennes légèrement plus longues (2,59 mm de long environ)

- un abdomen plus mince et sans ovipositeur.

Ils s'accouplent très tôt après leur émergence. Les mâles émergent d'abord de la pupe et fécondent les femelles au fur et à mesure qu'elles apparaissent. Les femelles ne s'accouplent qu'une seule fois au cours de toute leur vie (Ekpodilè, 2006). Le sexe ratio chez l'espèce est de 50% donc une femelle pour un mâle. Mais quelquefois, 2 à 3 mâles essaient de s'accoupler avec la même femelle et il s'en suit la mort de celle-ci. Ceci pourrait, entre autres expliquer la mortalité des femelles au sein d'une population. En effet, dans une population de A. taragamae, le nombre de mâles dépasse largement celui de femelles. Les femelles non fécondées des Hyménoptères en général ne produisent que de mâles (Greathead et al., 1992).

La recherche de l'hôte par la femelle se fait par une prospection sans cesse sélective de l'organisme visé dans son habitat. Ainsi avec ses antennes, elle identifie la chenille hôte, et une fois la chenille retrouvée, elle peut monter sur elle et se pencher de côté, baisse son abdomen, insère son ovipositeur dans la chenille hôte et y dépose des oeufs. Cette phase dure généralement quelques secondes. Les oeufs se développent à l'intérieur de la chenille hôte jusqu'à l'éclosion. La larve de A. taragamae qui sort de la chenille hôte dure quelques heures (5 à 10 heures environ) et se transforme en pupe. Pour sortir, la larve de A. taragamae, déchire le corps de son hôte, entraînant ainsi la mort de celui-ci. La pupe est cylindrique et arrondie aux deux extrémités. Elle mesure environ 3,73 mm de long et 1,27 mm de large. Elle est d'une couleur blanc claire au début et devient sombre à la fin de la pupaison. L'émergence de l'adulte a lieu 4 à 8 jours après la pupaison à 24,6°C et 80-85% d'humidité relative (Peter & David, 1 990).Lors des périodes d'intense activité, le parasitisme de A. taragamae atteint un seuil élevé de 63% des chenilles de M.vitrata trouvées sur S. cannabina de juin à août avec une réduction de septembre à novembre. (Huang et al., 2003)



2mm

Photo 3 : Adulte de Apanteles taragamae (viereck) Réalisé par Dr Georgen, IITA-Bénin.

1-2-6 Dégâts et importance économique

La foreuse de gousse occasionne de graves dégâts sur les plants de niébé. Les dégâts de cette pyrale ont été signalés surtout sur les Fabaceae cultivés dans toutes les régions tropicales et subtropicales du monde (Atachi & Djihou, 1994). Les dégâts sont causés par les chenilles qui se nourrissent des tiges tendres, des pédoncules et des fleurs. Ces chenilles, par l'intermédiaire des fils soyeux, migrent d'une fleur à une autre. Dans ces conditions, 4 à 6 fleurs peuvent être détruites avant le développement complet de la chenille (Gblagada, 1982). La présence de l'insecte se signale par ses excréments qui restent accrochés aux fils soyeux avec lesquels la chenille lie les organes attaqués (Autrique & Perreaux, 1989).

L'incidence économique de ses dégâts est remarquable. Dans ses travaux, Taylor (1978) a montré que les activités de M. vitrata sont sérieuses, continuelles et se situent généralement au dessus du seuil économique. Les dégâts chez cet insecte entraînent des pertes de rendement de 30 à 86 %, même chez les variétés à haut rendement (Okeyo- Owuor et al., 1983) ou entre 20 à 80% (Singh et al., 1990). Néanmoins, avec une lutte appropriée, les rendements en graines de niébé peuvent passer de 100 - 300 kg à plus de 1000 kg/ ha (Singh et al., 1990).

Pour accroître la production du niébé au Bénin, des actions efficaces doivent être entreprises dans plusieurs domaines pour favoriser son développement. Au nombre de celles- ci, nous pouvons indiquer l'utilisation des bio pesticides, des variétés résistantes aux insectes ou aux maladies, des ennemis naturels et des méthodes efficientes résultant de la combinaison d'au moins deux techniques de lutte pouvant contribuer à la réduction sensible des ravageurs.

1-3 Méthodes de lutte contre M. vitrata

La lutte contre ce ravageur s'avère nécessaire afin de diminuer considérablement la pression d'attaque due à cet insecte. Ainsi, pour la protection durable du niébé contre cette foreuse des gousses, diverses méthodes ont été développées. Ces dernières se substituent ou se complètent dans le temps et dans l'espace. Ainsi, pour une lutte efficace, les pheromones peuvent servir d'avertissement agricole puissant pouvant nous aider à reduire le dégré d'infestation afin de vite intervenir pour limiter les dégâts.

1-3-1 Pratique traditionnelle : Utilisation des pesticides botaniques

Les diverses pratiques recouvrent l'utilisation des plantes insecticides. Jackai & Oyediram (1991) disent à propos de l'utilisation des plantes insecticides que les différentes concentrations (5 ; 10 et 20%) d'huile de neem ont un effet inhibiteur prononcé sur les chenilles de M. vitrata.

1-3-2 Lutte culturale

Elle requiert certaines pratiques culturales qui permettent à la culture d'échapper aux dégâts causés par les ravageurs. Certaines cultures associées avec le niébé se sont avérées susceptibles de réduire les effets nocifs de M. vitrata sur celui-ci. Ainsi, les lignées résistantes du sorgho et du niébé en culture associée protègent remarquablement leur homologue sensible contre les principaux insectes parasites notamment M. vitrata (Omolo & Ogango, 1999). Pour cette lutte culturale, il est aussi recommandé la destruction des gousses attaquées ainsi que celles des légumineuses qui poussent spontanément afin d'éviter le maintien d'une population de ravageurs tout au long de l'année (Autrique, 1981).

1-3-3 Lutte chimique

C'est la méthode de lutte la plus pratiquée. Elle est fondée sur l'utilisation des pesticides qui anéantissent le parasite par contact, par inhalation ou par ingestion. Plusieurs insecticides ont été testés par différents chercheurs pour le contrôle de M. vitrata. Les résultats varient selon les saisons culturales, les localités et les années. Il serait inexact de désigner l'insecticide le plus efficace contre cet insecte. Ainsi, pour lutter contre cette pyrale, plusieurs insecticides ont été étudiés par différents chercheurs (Atachi & Adeoti ; 2004). Atachi & Souroukou (1989) préconisent l'application du Decis (deltaméthrine) aux 45^ème et 65^ème jours après les semis, alternée avec le Systoate (diméthoate) au 55^ème jour aux doses respectives de 12,5 g/ha et 400g/ha. En effet, selon les mêmes auteurs, le Decis contrôle mieux la population larvaire de M . vitrata dans les fleurs et les gousses que le systoate. Mais malgré le fait qu'ils contribuent à augmenter les rendements en luttant contre les ravageurs, leur utilisation présente beaucoup d'inconvénients parmi lesquels nous pouvons citer : promotion de la résurgence, sélection des ravageurs résistants, détérioration de la santé humaine et animale, pollution du sol, de l'air et des eaux. La situation actuelle ne se prête pas à la suppression totale des pesticides. Pour cela, des efforts doivent être entrepris afin de minimiser les risques.

1-3-4 Résistance variétale

Il s'agit de la méthode la plus saine et la plus importante pour lutter contre l'insecte. Elle repose sur l'utilisation de variétés résistantes. Il s'agit de la capacité génétique que présente le niébé à donner un rendement de bonne qualité et plus élevé que les variétés ordinaires pour une même densité de population d'insecte. Selon Painter (1954) les mécanismes de base de défense sont : l'antibiose, la tolérance ou la non préférence.

La résistance des variétés VIT A5 et TVU 946 réside dans l'inhibition des premiers stades larvaires (Okech & Saxena, 1990). Selon Oghiakhes et al. (1992), les variétés de niébé qui produisent des gousses à angles ouverts (> 89°) révélent une résistance aux attaques de M .vitrata. Pour Machucka et al. (1999), l'utilisation de l'antibiose est une voie prometteuse pour l'obtention des variétés transgéniques résistantes aux attaques de cette pyrale. Il est important de retenir que la résistance variétale est le moyen de lutte le moins astreignant, le plus économique et le moins polluant (Messiaen ,1981).

1-3-5 Lutte biologique

La lutte biologique est l'utilisation des organes vivants en tant qu'agents de lutte contre les ravageurs. (Kumar, 1991). Selon le même auteur, la signification traditionnelle de lutte biologique est la manipulation des ennemis naturels des ravageurs visant à réduire ces derniers à des niveaux rendant tolérables les pertes économiques qu'ils entraînent.

Il est important de distinguer les différents types de lutte biologique. Ainsi, il y a :

- la lutte biologique classique ou inoculative. On qualifie de lutte biologique classique, ou par introduction, la technique qui consiste à introduire une nouvelle espèce dans un environnement afin de contrôler les populations d'un ravageur (Pedigo ,1996).

- la lutte biologique inondative est une technique augmentative consistant à augmenter les populations d'ennemis naturels existant déjà dans un milieu donné. Dans ce cas, les quantités relâchées dans le milieu sont importantes et l'objectif est de détruire immédiatement le ravageur sans que l'établissement et la reproduction de l'ennemi naturel ne soient visés. Des efforts considérables ont été déployés pour le contrôle biologique de M. vitrata ces dernières années (Tamò et al., 2003).

Les méthodes biologiques sont celles qui offrent le plus de solutions véritables et durables (Cloutier & Cloutier 1992).

1-3-6 Lutte intégrée

La lutte intégrée est une pratique de lutte qui associe au moins deux méthodes de contrôle complémentaires des ravageurs (Kossou & Aho, 1993). Elle est un système de lutte contre les ravageurs qui, dans le contexte de l'environnement et de la dynamique des populations des espèces de ravageurs, emploie toutes les techniques et les méthodes adaptées d'une manière aussi compatible que possible, pour réduire et maintenir les populations des ravageurs à des niveaux entraînant des dommages économiques faibles (Glass ,1975).

Au Bénin, plusieurs projets, dont notamment le « projet niébé », utilisent l'approche de lutte intégrée contre les ravageurs du niébé. A cet effet, Kossou et al. (2001) avancent une approche de lutte intégrée selon laquelle une mesure de contrôle intégrant la conservation des ennemis naturels à travers la gestion des habitants des cultures et l'utilisation des plantes insecticides. Cette méthode de lutte a pour objectif de mettre au point des méthodes mixtes appropriées de luttes anti ravageurs qui seraient en harmonie avec les réalités économiques et écologiques, favorisant ainsi un équilibre environnemental fiable et vivable.

1-3-7 La lutte microbiologique

Comme la plupart des animaux, les insectes sont sensibles aux maladies causées par une variété d'organismes pathogéniques dont certains présentent un potentiel élevé en tant qu'agents de lutte biologique. Les pathogènes pénètrent dans le corps de l'insecte de manière passive lors de l'ingestion d'aliment ou active par les orifices naturels ou par voie directe à travers la cuticule. Une fois à l'intérieur de l'hôte, les pathogènes se multiplient rapidement, puis entraînent la mort de l'hôte après une période de latence plus ou moins longue en produisant des substances toxiques ou en épuisant les ressources alimentaires de ce dernier. Cinq principaux groupes ont montré dans la pratique, un potentiel considérable en lutte microbiologique. Il s'agit des Bactéries, des Virus, des Champignons, des Nématodes et des Protozoaires. (Programme Natura/Nectar, 1996).

La plupart des pathogènes présentent une grande spécificité et certains, notamment les virus, n'infectent qu'un seul genre ou qu'une seule espèce d'hôtes (Cloutier & Cloutier, 1992).

1-4- Les virus entomopathogènes

Les virus sont des organismes pathogéniques obligatoires, ultramicroscopiques et intracellulaires. Ils sont constitués d'un seul type d'acide nucléique (Acide Desoxyribonucléique (ADN) ou Acide Ribonucléique (ARN) entouré ou non d'une enveloppe protectrice de nature protéine ou lipoprotéine appelée capsule. En effet, les virus sont capables d'organiser leur propre réplication seulement à l'intérieur de leur hôte (Mattews, 1991).

Hunter-Fujita et al. (1998), ont inventorié 13 familles de virus dont les Baculoviridae, les Iridoviridae, les Réoviridae, les Entomopoxviridae, les Barvoviridae, les Ascoviridae, les Birnaviridae, les Caliciviridae, les Nodaviridae, les Picornaviridae, les Rhabdoviridae, les Tetraviridae, les Polydnaviridae, en plus d'un grand nombre non encore classifié.

Environ 1600 espèces de virus ont été isolées sur 1100 espèces d'insectes et d'acariens. Certaines d'entre elles infectent seulement les Arthropodes et d'autres Crutacés. Cependant, en pratique, seuls les Baculovirus sont actuellement utilisés comme agents de lutte biologique (Dent, 1991).

1-4-1- Les Baculovirus

· Origine

Les Baculovirus ont été découverts pour la première fois en Asie au 1 6^ème siècle dans une sériciculture de lépidoptère Bombyx mori. Ils ont une grande importance dans la lutte biologique contre des ravageurs des cultures.

En matière de lutte biologique, beaucoup de travaux ont été faits sur plusieurs espèces de lépidoptères. Mais c'est dans l'ordre des Hyménoptères que deux espèces de guêpes ont été identifiées (Catopsilia thauruma Mabille et Catopsilia versicota Saalmuller) comme espèces ayant la capacité de conservation du pouvoir infectieux des virus. Elles ont été identifiées comme étant respectivement à l'origine des Baculovirus et des Cypovirus (Morel & Fouillaud, 1994).

· Morphologie, Biologie et Taxonomie des Baculovirus

Les Baculovirus constituent un groupe de virus très vaste. Ils ont été isolés principalement des insectes et un peu des autres arthropodes tels que les Crutacés et les Acariens, Arachnides (Robert et al., 1984). Différentes espèces de Baculovirus peuvent infecter des chenilles de lépidoptère dont certaines sont des ravageurs de culture, mais aussi

des Hyménoptères, des Diptères, des Coléoptères et des Trichoptères. Contrairement aux autres virus des insectes, les Baculovirus ne semblent présenter aucun risque écologique. En effet, aucun cas d'infection n'a été observé jusqu' aujourd'hui chez les vertébrés ou les végétaux, que ce soit en conditions naturelles ou expérimentales. Devauchelle & Cérutti (2000) ont montré que les Baculovirus sont très virulents pour certaines espèces d'insectes mais sans effets néfastes sur les vertébrés et les végétaux. Seules les chenilles sont touchées après l'ingestion d'aliments contaminés. Ils sont très spécifiques à l'espèce et parasitent seulement une seule espèce d'insectes ou quelques espèces à l'intérieur du même genre. Cependant, il y en a un petit nombre qui peut infecter plusieurs espèces d'insectes à la fois. Ces virus en forme de bâtiments enveloppés, d'une longueur d'environ 250 - 300 nm et d'un diamètre de 30 - 50 nm avec une moyenne de 45 nm , contiennent un génome constitué d'une molécule d'ADN bicaténaire circulaire. Ils se répliquent uniquement dans le noyau des cellules hôtes (Cloutier & Cloutier, 1992). Leur structure est constituée d'une nucléocapside ou coque formée de la chaîne d'ADN circulaire enroulée en spirale de la capside. Il faut noter que ces nucléocapsides peuvent être regroupées en faisceau délimité par une enveloppe lipoprotéique appelée virion. Un corps d'inclusion (polyèdre ou granule) peut contenir plusieurs virions. Il est formé d'une protéine du nom de polyèdrine. La polyèdrine est une protéine structurale viro-codée qui constitue la matrice, protège les virions contre les influences de l'environnement et permet à ces virus de persister pendant plusieurs années sous conditions favorables. Chez les polyèdroses nucléaires et les granuloses, les particules virales se développent dans une structure cristalline de nature protéique (corps d'inclusion), permettant de conserver le facteur d'infection hors de l'hôte. On parle dès lors de virus d'occlusion (Hunter-Fujita et al., 1998)

Les Baculovirus se dissolvent en présence d'une solution alcaline : c'est un caractère physiologique propre à ces virus entomopathogènes. La famille des Baculoviridae a été connue depuis des décennies. Selon Greathead et al. (1992) cette famille est subdivisée en deux sous-familles :

- les Eubaculovirinae constitués de deux Genres ;

+ Le genre polyèdre nucléaire (NPV on Nuclear Polyhedrosis Virus) regroupe les virus qui sont inclus dans des corps protéiques de 1 à 5 appelé polyèdres (Figure 3). Dans ce groupe, on distingue deux sous-groupes de NPV selon que les particules se présentent à raison d'une seule nucléocapside (SNPV = Single Nuclear Polyhedrosis Virus) tel que Bombyx mori SNPV ou de plusieurs nucléocapsides (MNPV=Multiple Nuclear Polyhedrose virus) à l'exemple de l'Ac MNPV isolé des

chenilles d'Autographa californica.

+ Le genre Granulose (GV ou Granulosis Virus) au niveau duquel il y a une seule nucléocapside dans un corps d'inclusion appelé granule à l'exemple de Granulosis Virus (GV) isolé à partir de Plutella xylostella.

La différence entre les deux genres est que les polyèdroses nucléaires affectent principalement les lépidoptères et les Hyménoptères phytophages tandis que la Granulose affecte surtout les lépidoptères.

- les Nudibaculovirinae : cette sous-famille est constituée des Baculovirus dépourvus de corps d'inclusion pendant tout leur cycle de développement.



Figure 3: Polyèdres de NPV (laissés) et une section transversale d'un MNPV
Source : www.univ-montp1.fr/biotech/Baculovirus/BaculoStructure.htm-101K. (2004)

GP 64



Corps d'inclusion (polyèdre ou granule)

nvelope du Enveloppe du virion

Enveloppe polyédrale

Enveloppe issue

de la cellule de ADN viral

l'hôte

Nucléo
Nucléo capside

Virus bourgeonné Vi

Virus dérivé par
occlusion

Figure 4: Schéma d'un virus bourgeonné (BV) et d'un virus dérivé par occlusion
Source : www. Univmonpt1.fr/biotech/Baculovirus/BaculoSommaire.htm (2001)

(ODV)



Figure 5: Culture de cellules Spodoptera litura infectées par un Baculovirus

Source : www. Univmonpt1.fr/biotech/Baculovirus/BaculoSommaire.htm (2001)

· Ecologie des Baculovirus

Les Baculovirus vivent dans différents milieux mais ne se multiplient que lorsqu'ils se retrouvent au sein de leur hôte. Ils sont stables dans le sol et les autres milieux protégés. Cela leur confère une longue persistance et une durabilité utile dans l'optique de la production de bio pesticides (Jacques, 1973 ; Fuxa, 1987). Les corps d'inclusion restent de préférence dans les premiers centimètres du sol. Les particules virales sont très sensibles à conditions environnementales telles que la température, le pH et le rayon ultra violet.

Après infection virale, des chenilles meurent puis libèrent de nombreuses particules virales dans le sol. Ces particules sont suffisamment importantes pour infecter d'autres individus. En effet, les polyèdres en provenance des chenilles mortes contaminent les environs et les feuilles inférieures des plantes ; ils constituent donc une nouvelle source d'infection pour d'autres chenilles vivant à proximité.

Il a été constaté que 98% de corps d'inclusion de Mamestra brassicae NPV ont disparu du sol après une période de 12 mois (Evans et al., 1980). De même, la persistance de l'activité des Baculovirus s'atténue avec le temps lorsqu'ils se retrouvent dans le sol, dans l'eau et dans tout milieu qui leur est défavorable.

· Mode d'action et cycle de réplication

Les Baculovirus utilisent plusieurs modalités pour infecter leurs hôtes : l'ingestion, les voies ovariennes, l'infection par contact direct. Mais, l'infection baculovirale commence par l'ingestion des corps d'inclusion (OB) sur le régime de l'insecte hôte.

Au cours du processus d'infection dans le noyau des cellules, ces virus forment des corps d'inclusion constitués de plusieurs particules virales dans une matrice protéinique

composée principalement de la polyédrine, simple polypeptide. Les polyèdres, une fois ingérés par les larves, sont dissouts dans le suc intestinal en général très alcalin ; les virions sont libérés puis pénètrent dans les cellules intestinales par fusion membranaire ou endocytose (Figure5). Après leur passage dans l'épithélium intestinal, ces virus infectent les hémocytes et les tissus adipeux de leur hôte où ils se multiplient.

Chez les Lépidoptères, l'infection est normalement limitée à l'intestin. Les virus secrètent dans le corps des larves, une sorte de protéase qui permet aux cheniiles de s'éclater et de libérer les corps d'inclusion. Les chenilles atteintes de maladies virales apparaissent souvent pâles et flasques. Elles prennent la couleur brune et noire par suite d'une infection bactérienne. Dans certains cas, les virus liquéfient les corps gras, entraînant une turgescence de la larve suivie de sa mort (Meynadier et al., 1993) 5 à 14 jours après l' infection. Chez les Lépidoptères, la majorité des cellules du corps de la chenille infectée est finalement envahies par le virus. Les particules virales forment 30% du poids sec des larves malades à la fin du processus d'infection (Programme Natura/Nectar, 1996).

Après la mort de l'insecte, les corps d'inclusion très résistants sont disséminés dans la nature pour réinitier une autre infection après libération des particules virales qu'ils contiennent. Les polyèdres représentent principalement la forme d'infection de larve à larve à l'intérieur de l'insecte alors que les virions sont transmis de cellule à cellule par exocytose (Cloutier & cloutier, 1992).

Chez les Baculovirus, il existe la synthèse biphasique de deux particules différentes de virus : les particules virales extracellulaires issues du bourgeonnement de la cellule et les particules virales incluses dans les polyèdres. Les Virus Bourgeonnés (BV) contiennent généralement une seule nucléocapside simple, tandis que les Virus Dérivés par Occlusion (ODV) en contiennent plusieurs (Figure 6). Les nucléocapsides bourgeonnent dehors par le mur de cellules qui est préalablement modifié par l'addition de la protéine virale GP 64. Les ODV sont produits au cours de la dernière étape de l'infection virale (Fuxa, 1987). Ils sont enveloppés d'un corps protéique


· Transmission et importance des Baculovirus

La transmission peut être divisée en deux grandes catégories selon la manière dont le pathogène est introduit dans la population hôte. La transmission est dite horizontale lorsque le pathogène passe d'un individu à un autre sans que cela ne soit de parent à descendant direct (Canning, 1982). Cette transmission peut avoir lieu dans une même génération ou d'une

génération à une autre et ne dépend pas de la voie d'entrée. La transmission est dite verticale lorsqu'il y a un transfert direct du pathogène de l'organisme d'un parent vers sa descendance (Fine, 1975). Cette transmission permet le transfert du pathogène d'une génération à une autre. Elle est aussi appelée transmission congénitale, parentale, héréditaire ou transovariale.

Chez les Baculovirus, la transmission horizontale est de loin la plus fréquente (Kelly, 1981), et la voie d'entrée dominante est la bouche. La transmission orale se fait par ingestion d'aliments ou de matières fécales contaminées par les virus, mais cela peut aussi avoir lieu lorsque des individus se nourrissent directement des cadavres infectés suite à un cannibalisme des hôtes infectés (Tanada, 1964). Il faut noter que le phénomène de cannibalisme est très prononcé chez Maruca vitrata en cas d'insuffisance alimentaire.

Les Baculovirus peuvent aussi être transmis directement par les téguments, par l'ovipositeur d'Hyménoptère. L'inoculation de l'hôte sain se fait directement dans l'hémocoele par un ovipositeur contaminé. Les parasitoïdes peuvent aussi transporter mécaniquement le virus sur le corps d'un hôte sain, et l'entrée se fait par ingestion (Raimo et al., 1977 ). La contamination initiale du parasitoïde adulte résulte fréquemment de l'oviposition dans un hôte malade mais peut aussi se produire lorsque le parasitoïde a réussi à se développer dans une chenille d'hôte malade (Vail, 1981).

Membrane péri trophique



Intestin

pH alcalin

Ingestion des polyèdres

Post-intestin

Pré-Intestin

Dissolution des polyèdres pour libérer les virions: Rupture de la membrane péri trophique

Polyèdres à virions enveloppés

Membrane péri-trophique

Cellules intestinales

Figure 6 : Diagramme montrant le cycle d'infection d'un insecte hôte par le NPV Source :www.univ-montp 1 .fr/biotech/Baculovirus/BaculoStructure.htm- 101K (2004) .



Réplication

Réplication

Virus bourgeonné

Précoce

Tardif

Dissémination

Polyèdres dissous: migration et fusion des virions à la membrane des cellules intestinales

Virus bourgeonné

Dissémination

Virus inclus

Lyse cellulaire

Figure 7 : Cycle de réplication des Baculovirus

Source : www.univ-montp1.fr/biotech/Baculovirus/BaculoStructure.htm-101K. (2004)


· Importance et limite des Baculovirus dans la lutte biologique

Les Baculovirus ont présenté depuis longtemps un grand intérêt dans la lutte contre les ravageurs des plantes. Ils causent souvent des épizooties, exterminant presque des populations entières de chenilles et des insectes, généralement à la fin de la saison de croissance. Ces maladies sont relativement spécifiques à un nombre limité d'espèces d'hôtes potentiels (Dent, 1991).

Ces virus peuvent aussi rapidement causer la mortalité dans les 4 à 6 jours qui suivent l'infection selon la dose, la concentration et l'isolat du virus.

Les Baculovirus sont des virus exclusivement pathogènes d'invertébrés, en particulier les insectes, mais bénins pour les vertébrées. Les différents tests exécutés par Possée et al. (1993) ont attesté la non toxicité des Baculovirus pour les mammifères et même les formes recombinées. Plus de 3000 espèces d'insectes ont été contrôlées par le virus. Le mode d'action hautement spécifique et unique, la spécificité de l'hôte, font des Baculovirus une forme de lutte séduisante pour les agriculteurs, et cadre bien avec les programmes de lutte intégrée. Ils constituent des agents sécuritaires du point de vue de la santé des vertébrés et

entraînent des impacts environnementaux très négligeables.

Les caractéristiques principales des biopesticides à base de Baculovirus sont : la spécificité, la haute virulence, la rapidité d'action et le niveau raisonnable de persistance dans l'environnement. (Dent, 1991).

Les problèmes liés au développement de ces biopesticides sont les suivants : leur spectre d'action étroit, la lenteur de leur action par rapport aux insecticides chimiques, l'importance de programmation du traitement, la persistance limitée au champs, la sensibilité au rayonnement solaire et au PH plus élevé du feuillage. La durée de vie des Baculovirus est limitée par rapport aux insecticides chimiques. Leur rémanence est affectée par les radiations ultraviolettes. Les NPV et GV deviennent inactifs après quelques heures d'exposition au rayonnement solaire (Franz, 1971). Les rayons UV dénaturent les molécules d'ADN, ce qui bloque la réplication de l'ADN.

Le coût de production de ces agents constitue un frein à son développement, du fait qu'ils doivent être produits in vivo dans des cultures de cellules d'insectes ; ce qui nécessite un dispositif de culture cellulaire assez complexe. Le marché pourrait donc être assez limité à cause de la spécificité de la cible pour les Baculovirus et du nombre restreint d'espèces d'insectes ravageurs pour lesquelles ils sont pathogènes.



DEUXIEME PARTIE : MATERIEL

ET METHODES

2.1. Cadre de l'étude

Les essais ont été conduits au laboratoire de Pathologie de la Station de l'IITA-Bénin située dans la Commune d'Abomey-Calavi à 12 km au Nord de Cotonou. Elle s'étend sur une superficie de 50 ha de terre dans le voisinage de l'Université d'abomey-Calavi. C'est le Centre de Lutte Biologique pour l'Afrique.

2.2. Matériel

2.2.1. Matériel entomologique

Pour le déroulement de nos essais, nous avons utilisé des chenilles de M. vitrata à deux différents âges à savoir : 4 jours et 5 jours. Ces deux âges larvaires correspondent respectivement aux stades L2 et au début du stade L3 (Atachi, 1998). Toutes ces chenilles nous ont été fournies par le Laboratoire d'élevage de la Section niébé de la Station de l'IITABénin.

Nous avons aussi utilisé des parasitoïdes femelles déjà accouplées de A. taragamae et possédant toutes leurs potentialités génétiques. Tous ces insectes nous ont été fournis par le Laboratoire d'élevage de la Section niébé de notre élevage.

2.2.2. Matériel entomopathogène

Le virus polyédrose nucléaire (MaviNPV) , spécifique à M. vitrata qui est un virus pathologène spécifique d'insectes les mieux connus dans le contexte de la lutte biologique, a été utilisé ( Miller et al., 1983). Ce virus a été importé de Taiwan et introduit au Bénin par l'IITA en 2006.

2.3. Condition de laboratoire

Tous nos essais se sont déroulés dans une gamme de température et d'humidité. La température variait entre 24 et 26°C avec une humidité relative variant entre 75 et 85%

2.4. Matériel de laboratoire

Plusieurs équipements ont été utilisés au laboratoire au cours de nos travaux de recherche surtout pour la production de virus :

- une hotte de marque BIOHAZARD MICROFLOW : c'est une enceinte qui protège le manipulateur contre toute contamination, explosion et brisure de verres. Elle permet aussi d'éviter les microorganismes non désirés présents dans les alentours immédiats de même que les particules et odeurs provenant de la manipulation des produits ;

- un petit pulvérisateur de capacité 250 ml nécessaire pour l'application de la suspension virale sur le milieu nutritif artificiel lors de l'infestation en masse des chenilles ;

- une centrifugeuse de marque ALC-PK 121, série 30007057 CE, pour centrifuger le broyat lors de la purification du virus ;

- un microscope optique de marque LEICA DMLB muni d'une caméra vidéo couleurs

JVG de marque SANYO, série TK-1280^E, pour visualiser les corps d'occlusion ;

- une microbalance de marque Denver Instrument (Max = 220 mg ; Min = 10 mg, d = 0,1

mg) qui permet de peser la poudre de SDS (Dodecyle Sulfate de Sodium) afin de

préparer la solution SDS 0,1% ;

- un homogénéiseur de marque JANKE & KUNKEL-IKA, qui sert à faire dissoudre la poudre de SDS dans l'eau distillée stérilisée ;

- un agitateur magnétique de marque JANKE & KUNKEL-IKA qui sert à faire dissoudre la poudre de SDS dans l'eau distillée stérilisée.

- un réfrigérateur de marque VESTFROST, dont la température interne est maintenue à 4° C servant à la conservation des suspensions virales ;

- un congélateur de marque LIEBHERR dont la température interne est maintenue à - 12°C et qui sert à conserver les chenilles mortes ou malades ;

- des boîtes pour garder les chenilles et les parasitoïdes ;

- des toiles pour couvrir les boîtes et permettre aux chenilles de respirer ;

- des plateaux dans lesquels on met les boîtes ;

- des étiquettes pour numéroter les boîtes et les plateaux ;

- une boîte contenant du miel pour nourrir les parasitoïdes ;

- un incubateur de marque Percival ayant l'image d'un réfrigérateur dans lequel les
plateaux contenant les chenilles sont stockées et gardées durant toute la durée de l'essai ;
- un hématimètre de type NEUBAVER qui est l'élément indispensable pour la numération
du virus. Il présente 25 grands carreaux subdivisés chacun en 16 petits carreaux de

surface de base 1/400 mm² et de profondeur 0,1 mm ;

- des lames et lamelles servant aux montages microscopiques pour observer les chenilles mortes afin de constater la présence de virus ;

- une trousse à dissection comportant ciseaux, pincette et pinceau ;

- un mixeur de marque WARING BLENDOR qui sert à broyer les chenilles mortes au cours de la production ;

- un compteur manuel de marque VEEDOR-ROOT (V/R) qui sert à compter afin de calculer les différentes concentrations ;

- un distillateur GFL de type 2008, fréquence 50/60, puissances 6kw qui sert à préparer de l'eau distillée ;

- une autoclave de marque SYSTEC modèle 3870 EL type TUTTAUER Autoclave permettant la stérilisation de certains matériels utilisés au cours de l'essai ;

- des béchers, des erlenmeyers ;

- des désinfectants tels que : (l'alcool, l'eau de javel et le savon MIR) pour nettoyer les

boîtes utilisées évitant ainsi toute autre contamination pouvant biaiser les données ; - un thermomètre et un hygromètre pour relever la température et l'humidité relative ; - des micropipettes de capacité 10 ul et 1000jtl pour pipeter la quantité de la suspension

virale voulue ;

- un aspirateur muni d'embouchure servant à prélever les parasitoïdes pour l'inoculation et ;

- des papiers aluminium et torchons pour emballer le reste du milieu nutritif et nettoyer les outils utilisés.

2.5. Méthodes

Pour atteindre les objectifs que nous nous sommes fixés, les étapes suivantes ont été adoptées.

2.5.1. Formation à la Station de l'Institut International d'Agriculture Tropicale (IITA)

Une formation de deux mois a été organisée à notre intention. Cette formation a eu lieu d'une part, au niveau du prototype où se fait l'élevage en masse de M. vitrata sur milieu artificiel, à l'insectarium où se fait l'élevage en masse de A. taragamae et d'autre part, dans la

section pathologie où la production en masse du virus se fait.

A l'issue de notre formation, nous avons été capable de :

- identifier les adultes (papillons) de M. vitrata ;

- identifier les différents stades larvaires;

- identifier les pupes et les adultes de A. taragamae et ;

- produire en masse le virus MaviNPV.

Il est important de mentionner que tous les objectifs préfixés pour la formation ont été atteints à la fin de celle-ci.

2.5.2. Production en masse de Maruca vitrata

La production en masse des adultes de M. vitrata se fait déjà au Laboratoire suivant les techniques d'élevage développées par Jackai & Raulston (1988). La production en masse consiste à produire en nombre très important des chenilles de M. vitrata devant être infectées avec le virus.

Ainsi, cette production consiste à recueillir les oeufs de M. vitrata dans les boîtes de 60cc qui sont déposées sur le milieu nutritif artificiel à la veille de l'éclosion. Dès l'éclosion, les chenilles quittent les boîtes pour le milieu nutritif où elles s'alimentent jusqu'à leur chrysalidation. A l'étape chrysalide, les chenilles cessent de s'alimenter jusqu'à l'émergence des papillons. Ces adultes sont transférés dans les cages d'élevage au sein desquelles, des boîtes de Petri contenant du coton imbibé de solution de saccharose à 10% et du coton imbibé d'eau distillée comme substrat alimentaire sont mises. Trois jours après leur émergence, les adultes sont soumis à l'accouplement pendant 24 heures. Les femelles sont ensuite isolées dans les boîtes de 60 cc et incubées dans une chambre noire pour la ponte des oeufs. Les oeufs évoluent en chenilles de même âge et sont nourries au milieu artificiel jusqu'au stade larvaire désiré, isolées du milieu à l'aide des pincettes pour servir à la production en masse du virus. La même technique est utilisée pour assurer la fourniture régulière des chenilles aux stades désirés pour nos essais.

2.5.3. Préparation du milieu nutritif artificiel de Maruca vitrata

Pour préparer le milieu nutritif artificiel, il faut en un premier temps, verser 59,2 g d' agar dans deux litres d'eau distillée. On porte le mélange à ébullition, remué à l'aide d'une cuillère pour éviter la formation des grumeaux. On laisse le mélange ainsi obtenu se refroidir jusqu'à une température de 60°C environ. Cette température nous permet d'obtenir un gel qui est un fluide.

En second temps, on verse deux litres d'eau distillée avec les ingrédients du tableau 6. Le mélange ainsi fait est ajouté au mélange d'agar obtenu au préalable. L'ensemble du mélange est remué énergiquement afin d'homogénéiser le mélange. Après un moment de remuage, le mélange ainsi obtenu est coulé sous hotte dans les boîtes cylindriques réservées à cette fin. Il faut noter que la hauteur du milieu coulé dans les boîtes est environ 1 cm. C'est de ce milieu nutritif que se nourrissent les chenilles jusqu'à l'émergence des adultes.

Tableau 6 : La composition du milieu artificiel d'élevage de M. vitrata et les

Rôles de quelques composantes.

Constituant	Rôle /utilité		Quantité	Premier mélange Eau
	2000 ml,		Agar agar
Liant nécessaire pour donner une certaine consistance au milieu	59,2 g,		Deuxième mélange Farine de graine de niébé
Utilisé pour rapprocher le milieu artificiel de la nourriture naturelle des chenilles	400 g,		Farine de germe de blé
Permet d'apporter l'énergie à partir du glucose pour assurer la croissance des chenilles	127 g,		Sucre
Permet d'apporter de l'énergie	60 g,		Mélange de sels de Wesson
	44 g,		Auréomicine
Antibiotique qui empêche le développement des bactéries sur le milieu	11 g,		Acide sorbiques
Rôle de stabiliseur du milieu	6.82 g		Méthyl. Parahydroybenzoate
	3.64 g,		Acide L. ascorbique
A un rôle phagostimulant pour les chenilles ; c'est un élément nutritif indispensable à leur croissance	25 ml,		Acide acétique
Rôle de stabiliseurs du milieu	50 ml,		Formaldéhyde
Antibiotiques qui empêchent le développement des bactéries sur le milieu	60 ml,		Hydroxyde de potassium
	22 ml,		Choline chloride
	29.2ml		Vitamine B-complexe
	30 ml		Eau
	2000ml



Source : Jackai & Raulston, (1988)

2.5.4. Obtention et multiplication des adultes de Apanteles taragamae

Les adultes de A. taragamae utilisés ont été obtenus au centre AVRDC (Asian Vegetable Research and Development Center) à Taïwan et introduits à l'insectarium de l'IITA-Bénin où ils sont produits et élevés en masse. A l'aide d'un aspirateur, on introduit deux (2) femelles fécondes de A. taragamae dans chacune de ces boîtes. Ces dernières sont ensuite couvertes par un tissu en mousseline sur lequel on dépose une goutte de miel pour l'alimentation des parasitoïdes. Elles sont ensuite fermées avec des couvercles perforés. Les femelles du parasitoïde A. taragamae pondent dans les chenilles. Après 24 heures, les femelles sont retirées des boîtes. On introduit ensuite dans les boîtes où séjournent les chenilles de M. vitrata parasitées, un autre morceau du milieu nutritif artificiel et un bout de papier torchon pour réduire l'humidité dans les boîtes. Les oeufs de A. taragamae se développent et éclosent à l'intérieur des chenilles. Sept à huit jours après l'inoculation, les larves de A. taragamae sortent des chenilles de M. vitrata et se transforment en pupes au bout de quelques heures (Ekpodilé, 2006). Ensuite on procède au dépouillement qui consiste à la collecte des pupes des boîtes de 30 cc dans les boîtes cylindriques de 60 cc. On les couvre de toile en mousseline sur laquelle on met une goutte de miel pour l'alimentation des adultes dès leur émergence.

2.5.5. Production, Purification et Comptage du virus MaviNPV

Dans le but de disposer d'une quantité suffisante de suspension virale pour effectuer nos essais, nous avons procédé à une production en masse du virus MaviNPV.

Pour produire le virus en masse, la suspension virale de MaviNPV de concentration 4,07.10⁸ PIB/ml préparée à partir de la poudre de ce virus produite à Taïwan à partir d'une autre lignée de chenille de M. vitrata a été utilisée. Elle a été conservée au réfrigérateur à 4°C.


· Méthode de production du virus

Le travail se fait sous hotte à flux laminaire pour que l'inoculation se réalise sans

contamination et s'inspire des travaux de Shapiro (1986). Les étapes sont les suivantes :

- 4000 chenilles de 2^ème stade ont été dépouillées au Laboratoire d'élevage de M. vitrata ;

- une suspension virale à inoculer aux chenilles en fonction du nombre de chenilles à

infecter est préparée ; soit à inoculer 5 iil de cette suspension à la dose virale de

10⁴PIB/ml à chaque chenille ;

- sous une hotte, le milieu nutritif artificiel a été découpé en petits morceaux cubiques sur

du papier aluminium ;

- le milieu nutritif artificiel ainsi découpé, a été pulvérisé avec la suspension virale préparée en prenant soin de bien mouiller chaque morceau cubique ;

- le milieu infecté est versé dans un bac d'alimentation en plastique où les chenilles sont déposées ;

- les chenilles sont suivies quotidiennement ;

- après être nourries de la quasi-totalité du milieu infecté, les chenilles sont isolées par lots de cinq (05) dans les boîtes de 30 cc où elles sont nourries au milieu nutritif sain, c'est-à- dire exempt de suspension virale ;

- les chenilles infectées sont récoltées. Les premiers symptômes apparaissent après 4 jours. Les chenilles infectées portent dans leur corps un pus blanchâtre visible à travers la cuticule. La récolte se fait avant la mort de la chenille pour éviter la contamination par les spores de champignons et ;

- les chenilles récoltées sont stockées dans un congélateur à - 12°C.

Au total 3568 chenilles malades ont été collectées excepté celles éclatées et qui suintent déjà. La production en masse a duré huit (08) jours environ. Les chenilles gardées au congélateur sont soumises à l'extraction et à la purification du virus.


· Extraction et purification du virus

C'est la méthode de centrifugation différentielle décrite par Harrap et al. (1977) et Hunter et al. (1984) pour les baculovirus qui est utilisée. Elle se déroule comme suit :

- à l'aide d'un mixeur, les chenilles infectées sont broyées et homogénéisées dans un

volume égal de 0,1% de Dodécyl Sulfate de Sodium (SDS = Sodium Dodecyl

Sulphate) ;

- l'homogéinat obtenu est filtré (filtre de maille de 90 iim) pour enlever les cuticules et les débris grossiers ;

- le filtrat obtenu est rincé avec de la solution de SDS à 0,1% puis distribué dans des tubes appelés godets ;

le filtrat est centrifugé à 100g avec une vitesse de 1350 rpm pendant 25 secondes puis on recupère les surnageants ; le culot solide du bas reste dans le tube ;

- Le culot est lavé au SDS à 0,1% ; l'homogéinat a été distribué dans les tubes à essai puis centrifugé avec une vitesse de 6750 rpm pendant 30 mn ;

- L'opération précédente a été répétée 3 fois de suite ;

- Les culots obtenus ont été lavés avec de l'eau distillée stérilisée puis centrifugés une dernière fois avec une vitesse de 6750 rpm pendant 30 mn.

Cette étape a permis d'éliminer les graisses contenues dans la suspension virale. La suspension virale obtenue a été mise dans un flacon puis conservée à 4°C au réfrigérateur pour comptage des corps d'occlusion au microscope optique muni d'une caméra digitale.

La méthode qui est utilisée ici a un haut degré de pureté (Cherry et al., 1997) mais l'inconvénient est sa cherté (Jones, 1994). Elle convient aux applications à petite échelle.


· Comptage du virus de la polyédrose nucléaire.

Ici, trois opérations sont exécutées : les dilutions, le comptage proprement dit et les calculs de concentrations virales (Wigley, 1980)

La détermination précise de la concentration virale est essentielle. Toute erreur dans l'estimation de la concentration influence les résultats et fausse la discussion.

> Les différentes dilutions

Les premières opérations effectuées dans le cadre du comptage concernent les différentes dilutions de la suspension virale mère contenue dans le flacon.

La première dilution (10^-1) se fait avec 900 u l d'eau distillée stérilisée et 100 u l de la suspension mère. A partir de celle-ci, cinq (05) autres dilutions ont été faites.

10^-1 = 100 u l de suspension virale mère dans 900 u l d'eau distillée stérilisée (1^ère dilution) 1 0^-2 = 100 u l de la 1^ère dilution dans 900 u l d'eau distillée stérilisée (2^ème dilution)

1 0^-3 = 100 u l de la 2^ème dilution dans 900 u l d'eau distillée stérilisée (3^ème dilution) 1 0^-4 = 100 u l de la 3^ème dilution dans 900 u l d'eau distillée stérilisée (4^ème dilution) 1 0^-5 = 100 u l de la 4^ème dilution dans 900 u l d'eau distillée stérilisée (5^ème dilution) 10^-6 = 100 ul de la 5^ème dilution dans 900 ul d'eau distillée stérilisée (6^ème dilution)

> Le comptage des corps d'inclusion au microscope.

Le comptage se fait avec l'hématimètre de Noubar amélioré qui est convenable aux suspensions de Baculovirus hautement purifiées. L'hématimètre est une lame en verre ayant sur sa surface 25 grands carreaux (5 sur la ligne, 5 sur la colonne) contenant chacun 16 petits carrés de 0,002 5 m² chacun. La profondeur du champ est 0,1 mm. Cette méthode a été décrite par Wigley (1980) et améliorée par Hunter-Fujita et al. (1998).

Elle suit les étapes suivantes :

- l'hématimètre et sa lamelle ont été nettoyés avec de l'eau savonneuse et de l'eau de javel puis séchés ;

- parmi les différentes dilutions faites, la solution la moins concentrée est choisie ;

- la solution choisie est bien homogénéisée et on prélève 10 ul de cette solution qu'on introduit dans la chambre de l'hématimètre après avoir pris soin de le fermer au préalable ; - la préparation faite a été montée au microscope optique puis on passe à la mise au

point ;

- avec un compteur manuel, on a compté tous les corps d'inclusion retrouvés dans les 25 grands carreaux du champ de l'hématimètre.

Le comptage manuel est répété 2 fois pour calculer la concentration de la suspension

X1 = nombre de corps d'inclusion énuméré dans le champ 1.

X2 = nombre de corps d'inclusion énuméré dans le champ 2

Xm = moyenne des deux comptages

Xm =		X1X2

> Calcul des concentrations virales.

La concentration de la suspension virale a été calculée par la formule de (Grzywacz, 1987). C = F Xm/KV ; avec

C = Concentration de la suspension virale

Xm = Moyenne des comptages

F = 1/D = Facteur de dilution, avec D = dilution faite ;

K = nombre de petits carreaux sur l'hématimètre

V = Volume de l'hématimètre ; V = 0,1 mm x 0,0025 mm² = 2,5. 10^-4 mm³


· Méthode de préparation d'une suspension virale à partir d'une suspension virale mère connue.

Le stock de suspension virale précédemment préparée a une concentration élevée (4,07.10⁸PIB/ml). Ainsi pour obtenir la concentration voulue pour les inocula, on est obligé de faire des dilutions. Pour y parvenir, on a utilisé la méthode qui suit :

C1 V1 = C2 V2 où C1 est la concentration de la suspension virale mère et C2 est la concentration de la nouvelle suspension virale à préparer, mais connue et fixée d'avance. Dans notre cas ici, elle est de 2,16.10³ PIB/ml.

V1 est le volume de la suspension à prélever,

V2 est le volume de la nouvelle suspension.

2.6. Protocole des expériences

Trois expériences ont été menées au Laboratoire de la section Entomopathologie de l'IITA. En effet, nos essais ont été stockés dans un incubateur au sein duquel règne une de température variant entre 24 et 26°C et une humidité relative variant entre 75 et 85%. Tous ces paramètres sont fonctions des conditions environnementales favorables pour les

différentes unités (espèces) entomologiques utilisées. Au cours de ces expériences, différents paramètres ont été évalués. Ainsi, pour les différentes méthodes de contamination du parasitoïde, les paramètres suivants ont été mesurés : la transmission et l'acquisition du virus par le parasitoïde (A. taragamae) ; évaluation des effets conjugués du virus et du parasitoïde.

2.6.1. Expérience : conception des différentes méthodes de Contamination de

Apanteles taragamae

Pour la réalisation de nos essais, nous avons utilisé une suspension virale de concentration 2,16.10³ PIB/ml.

Cette suspension a été préparée par la méthode suivante :

- Nous avons prélevé un volume donné de la suspension virale mère. Pour chercher ce
volume, nous avons maintenu la concentration initiale qui est 2,16.10³ PIB/ml. Le nombre de
chenilles à infecter est connu ; à partir de ces données, le volume de la suspension virale mère

C₁ x nbre de chenille

est prélevé : Vmère =

Cmère

Vmère = Volume de la suspension virale mère à prélever

C1 = Concentration de la suspension virale à préparer

n = Nombre de chenilles

Cmère = Concentration de la suspension virale mère.

Après, on a supposé qu'une chenille peut être infectée par une quantité de suspension virale de 5iil. Ainsi, le volume total pour infecter les chenilles est obtenu en faisant le volume par chenille multiplié par le nombre total de chenilles. Pour cela, la quantité d'eau distillée et stérilisée est obtenue en soustrayant du volume total, le volume de la suspension virale mère.

En effet, trois méthodes de contamination ont été définies pour effectuer nos essais afin d'atteindre les objectifs prédéfinis.


· Première méthode de contamination (T1)

Elle consiste à contaminer l'ovipositeur du parasitoïde femelle adulte à l'aide d'un pinceau plongé préalablement dans une suspension contenant des corps d'inclusion. Etant donné que le parasitoïde est un Hyménoptère, on a essayé de le faire endormir à une température basse (4°C) pour pouvoir toucher effectivement l'ovipositeur par le pinceau. Après la contamination, on a orienté la lumière de la lampe de la binoculaire sur le parasitoïde pour le réveiller. Ensuite on met les parasitoïde pendant 2 heures et 24 heures, dans une boîte

contenant un mélange de 30 chenilles de M.vitrata au stade L2 et au début de L3 (5ème jour) à raison de 15 chenilles par stade, pour faire l'inoculation. Après, le parasitoïde est retiré et mis dans une autre boîte. On isole ensuite les chenilles à raison d'une chenille par boîte pour s'assurer de l'effectivité de la piqûre de la chenille par le parasitoïde .Dans chaque boîte est mis du milieu nutritif artificiel sain c'est-à-dire exempt de tout virus pour nourrir chaque chenille. Cette chenille est suivie jusqu'à la mort et est écrasée pour être observée au microscope afin d'identifier la présence des corps d'inclusion ou à la pupaison après piqûre. Les pupes qui en sont sorties, sont collectées de chaque boîte et sont mises dans une autre boîte couverte par une toile sur laquelle du miel sera mis pour nourrir les adultes de parasitoïde qui seront émergés 3 jours après la pupaison. Après l'émergence, à deux femelles considérées comme la première génération, sont soumises trente (30) chenilles saines de M.vitrata de sorte que toutes les femelles soient inoculées. Ainsi, ces chenilles ont été examinées au microscope après leur mort pour voir la présence de virus.

La même opération est faite pour un parasitoïde contaminé et laissé après 24 heures.

· Deuxième méthode de contamination (T2)

Les mêmes opérations, comme dans le cas précédent, sont reprises seulement, ici, on évite de toucher à l'ovipositeur tout en contaminant toute la surface du corps du parasitoïde .La suite des opérations demeure la même que précédemment.

· Troisième méthode de contamination (T3)

Elle consiste à contaminer le milieu nutritif qui, pulvérisé sous hotte, sert de nourriture aux chenilles préalablement à jeun pendant 24 heures.Ainsi on découpe le milieu nutritif en de petits carrés afin que le milieu soit bien imprégné de la suspension virale de concentration 2.1610³ PIB/ml. Après, le milieu nutritif est mis dans une boîte de 60cc contenant un mélange de 30 chenilles aux stades L2 et L3. Après 24 heures, les chenilles sont retirées de cette boîte pour être mises dans une boîte contenant du milieu sain pendant 12 heures. Après cette phase, ces chenilles sont retirées à nouveau de cette boîte pour être mises dans une autre boîte sans milieu nutritif. Dans cette boîte, elles subissent l'action de deux parasitoïdes femelles saines pendant 2 heures et 24 heures. Chacune des chenilles est mise ensuite dans une boîte contenant du milieu nutritif artificiel sain c'est-à-dire exempt de tout virus pouvant le contaminer. Chacune des chenilles est suivie jusqu'à la mort et est écrasée pour être observée au microscope afin de constater la présence des corps d'inclusion. Les chenilles peuvent donner de pupes ou non avant de mourir. Les pupes sont collectées de chaque boîte

et sont mises chacune dans une autre boîte couverte par une toile sur laquelle du miel est mis pour nourrir les adultes de parasitoïde qui ont émergé 3 jours après la pupaison. Il est soumis à chacune des femelles émergées, une chenille de M.vitrata. Ainsi ces chenilles sont examinées au microscope après leur mort pour voir la présence de virus.

La même opération est faite pour le délai de 24 heures.

Chaque expérience est répétée 5 fois.

Pour chacune des méthodes, nous avons utilisé deux parasitoides pour 30 chenilles et par durée représentant ainsi une répétition.


· Témoin (T0)

Le témoin a été realisé avec des parasitoïdes non contaminés.A ces parasitoides, sont soumises 30 chenilles saines en fonction des durées.Chaque témoin est répété 5 fois.

2-6-2 Analyses statistiques

Les données sont enregistrées avec le logiciel Excel version (2001). Nous avons fait l'analyse de variance (ANOVA ; Analysis of Variance) en utilisant la procédure GLM (Generalized Linear Model) du programme statistique SAS Version 8. Les moyennes sont séparées par le test de Student-Newman et Keuls.

Les moyennes cumulées de mortalité, d'émergence et de présence de virus ont subi la transformation arc sinus dans le test de Student et de Newman et Keuls pour l'analyse de la variance afin de stabiliser la variance et rendre homogène la population.

Nous sommes partis d'une génération de parasitoïdes notée Go. Les tests utilisés prennent seulement en compte les parasitoïdes de la première génération G1.



TROISIEME PARTIE : RESULTATS

3.1- Acquisition et Transmission du virus par les parasitoïdes aux chenilles

de Maruca vitrata à partir des différentes méthodes de Contamination.

3.1.1- Comparaison de la mortalité des chenilles

Pour toutes les méthodes utilisées, on a enregistré des chenilles mortes et ceci durant les deux temps utilisés.

· Comparaison de la mortalité des chenilles entre les différentes méthodes de contamination durant 2 heures d'inoculation.

L'analyse de la variance a indiqué une différence significative (au seuil de 5%) entre la mortalité des chenilles due au virus (toutes méthodes de contamination confondues) et le témoin.Cependant, deux (2) heures après l'inoculation,la mortalité des chenilles ne diffère pas significativement entre les diffèrentes méthodes de contamination (Tableau 7).

· Comparaison de la mortalité des chenilles entre les différentes méthodes de contamination durant 24 heures.

L'analyse du tableau 7 révèle, vingt quatre heures après l'inoculation, la mortalité des chenilles est significativement élevée au niveau des diffèrentes méthodes de contamination en comparaison avec le témoin. Toutefois, l'analyse de variance ne révèle aucune difference significative entre les differentes méthodes de contamination.

Les moyennes cumulées pour les deux durées, révèlent une différence significative au seuil de 5 %.

Tableau 7. Mortalité des chenilles de Maruca vitrata en fonction de differentes méthodes de contamination : 2h et 24h après l'inoculation par le virus.

Traitements	Durée de l'essai			Moyenne
	24 H
0,43 b	0,44 b		0,43 B	T1
0,91a	0,96 a		0,93 A	T2
0,94 a	0,97 a		0,95 A	T3
0,90 a	0,98 a		0,94 A	P>F
<0,0001***	<0,0001***		-	Cv%
11,18	9,15		-	Moyenne
0,79A	0,84 A		-

Les moyennes suivies de la même lettre ne sont pas statistiquement différentes au seuil de 5% ; *** : différence significative au seuil de 0,1%

Les résultats d'ANOVA montrent une différence hautement significative entre méthodes de contamination de 2 h et 24 h avec le témoin.

3.1.2 - Comparaison de l'existence de virus dans les chenilles mortes

· Comparaison de l'existence de virus entre les différentes méthodes de contamination durant 2 heures d'inoculation.

L'analyse du nombre moyen cumulé de virus présents dans les chenilles mortes révèle une différence significative entre les méthodes et le témoin non contaminé avec le virus (Tableau 7). Toutefois, aucune différence n'est observée entre ces différentes méthodes.

· Comparaison de l'existence de virus entre les différentes méthodes de contamination durant 24 heures.

L'analyse du nombre moyen cumulé de virus présents dans les chenilles mortes pour une durée de 24 h de contamination révèle une différence significative entre les méthodes utilisées et le témoin (Tableau 7). Par contre, aucune différence n'est observée entre ces différentes méthodes.

La comparaison des effets des deux durées n'a montré aucune différence significative.

Tableau 8. Présence de Virus dans les chenilles de Maruca vitrata en fonction de differentes méthodes de contamination : 2h et 24h après l'inoculation par le virus.

Traitements	Durée de l'essai			Moyenne
	24 H
0 b	0 b		0 B	T1
0,91 a	0,96 a		0,93 A	T2
0,94 a	0,97 a		0,95 A	T3
0,90 a	0,98 a		0,94 A	P>F
<0,0001***	<0,0001***		-	Cv%
12,8	10,26		-	Moyenne
0,68 A	0,73 A		-

Les moyennes suivies de la même lettre ne sont pas statistiquement différentes au seuil de 5% ; *** : différence significative au seuil de 0,1%

L'analyse globale d'ANOVA révèle une différence hautement significative pour différentes méthodes et aussi pour les durées d'acquisition du virus.

3.1.3- Comparaison de l'émergence des parasitoïdes

· Comparaison de l'émergence après 2 heures d'inoculation

L'analyse de variance n'a révélé aucune difference significative entre les méthodes pour ce qui concerne le taux d'émergence des parasitoides après 2h d'inoculation (Tableau 8). La structuration des moyennes de l'émergence n'a présenté aucune différence significative entre les différentes méthodes de contamination. Mais, par contre il y a une différence significative au seuil de 5 % entre les méthodes et le témoin.

· Comparaison de l'émergence en fonction de : 24 heures d'inoculation.

La structuration des moyennes révèle une différence hautement significative entre les méthodes d'une part et entre les méthodes et le témoin d'autre part avec un coefficient de variation (CV = 9,19 %).

Les moyennes des durées ne sont pas statistiquement différentes. (Tableau 8). L'analyse dans ANOVA révèle une différence significative pour les différentes méthodes en ce qui concerne l'émergence des parasitoïdes.

L'analyse de la variance n'a présenté aucune différence entre les deux durées utilisées. Tous les résultats sont consignés dans le tableau 9.

Tableau 9. La structuration des moyennes de l'émergence des parasitoïdes (moyennes#177;erreur standard) issues de l'analyse de la variance suivant le test de Student, Newman et Keuls.

Traitements	Durée de l'essai		Moyenne
	2 H	24 H
T0	0,41 b	0,42 d	0,41 C
T1	0,63 a	0,57 c	0,60 B
T2	0,73 a	0,69 b	0,71 A
T3	0,67 a	0,85 a	0,76 A
P>F	0,0009***	<0,0001***	-
cv%	12	9,19	-
Moyenne	0,61 A	0,63 A	-

Les moyennes suivies de la même lettre ne sont pas statistiquement différentes au seuil de 5% ; * * * : différence significative au seuil de 0,1%

Tableau 10. Analyse de la variance à deux critères de classification, modèle croisé mixte, des paramètres de mortalité, d'émergence des parasitoïdes et de leur infection au virus dans un essai de 4 traitements suivant deux temps (2H et 24 H).

Sources de variation	DL	Les carrés moyens
		Mortalité	Emergence	Virus
Traitements	3	4,362 ***	1,096 ***	18,978 ***
Temps	1	0,488 ns	0,037 ns	0,45 8 ns
Traitement*Temps	3	0,068 ns	0,163 *	0,078 ns
Erreur	32	0,060	0,03 8	0,056
Total	39	-	-	-
Cv	-	10,14	10,4	11,5

Ces données ont subi une transformation arc sinus ; ns : différence non significative au seuil de 5% ; * : différence significative au seuil de 5% ; ** : différence significative au seuil de 1% ; *** : différence significative au seuil de 0,1%



QUARTRIEME PARTIE : DISCUSSION

4.1. Effet d'acquisition et de transmission du virus 4.1.1. Mortalité

De l'analyse globale des résultats, les différentes méthodes ont un effet très hautement significatif sur la mortalité des chenilles de M. vitrata comparées au témoin (parasitoides non infectés mais inoculés aux chenilles de M.vitrata saines). Cela signifie que ces méthodes engendrent plus de mortalité que le témoin.Ce qui nous conduit à dire que l'effet combiné du virus et du parasitoïde a agi sur les chenilles de Maruca vitrata. Cette observation confirme celle de Raimo et al. (1977), qui ont démontré qu'il y a plus de mortalité des chenilles de Lymantria dispar (Lepidoptera: Noctuidae) lorsque Apanteles melanoscelus (Ratzeburg) est infecté avec le virus que lorsqu'il ne l'est pas. En effet, Reardan & Podgwaite (1976) ont rapporté qu'il existe une corrélation positive entre les actions de NPV et les adultes de A. melanoscelus sur les populations de chenilles.

4.1.2. Présence de virus

L'analyse des chenilles mortes a révélé la présence de virus en leur sein. Les parasitoïdes contaminés ont donc pu transmettre le virus aux chenilles de M. vitrata. Les progénitures des parasitoïdes contaminés ont également transmis le virus à des chenilles saines de M. vitrata. Ceci signifie qu'il y a acquisition du virus, c'est dire que A. taragamae constitue un vecteur de Mavi NPV, ce qui confirme les tests de Raimo et al. (1977) qui ont montré que A. melanoscelus était un vecteur capable de transmettre des doses létales de NPV pour les chenilles.

Ainsi, toutes les méthodes de contamination utilisées dans la présente étude ont permis aux parasitoïdes d'acquérir et de transmettre le virus aussi bien aux chenilles qu'aux parasitoïdes provenant des chenilles contaminées. Ces observations sont similaires à celles rapportées par Dung et al. (2005) sur Meteows pulchricornis (Hymenoptera : Braconidae) dans les chenilles de Spodoptera litura (Lepidoptera : Noctuidae). Ces auteurs ont observé qu'une femelle de M. pulchricornis émergée à partir de chenilles de Spodoptera litura (Lepidoptera : Noctuidae) infectées, transmet le virus à n'importe quel hôte sain et peut être considérée comme un agent efficace de dispersion du virus. La transmission du virus par les parasitoïdes peut être catégorisée en 2 termes : un vecteur mécanique dans la translocation du virus comme le résultat de la contamination d'une partie du corps de l'hôte en contact avec une source d'aliment infecté (Irabagon & Brooks, 1974 ; Sait et al., 1996) et un vecteur

biologique dans la translocation du virus comme un résultat d'une inoculation directe de l'hôte par un ovipositeur contaminé par des virus (Levin et al., 1983 ; Hamm et al., 1985).

Les études du comportement des hôtes sélectionnés par les parasitoïdes en relation avec les infections virales ont été conduites par plusieurs auteurs. Ainsi Caballero et al. (1991), ont observé que les taux de parasitisme des chenilles de Agrotis segetum (Lepidoptera : Nocturidae) par Apanteles telengai (Hymenoptera : Braconidae) et Aleiodes gasteratus (Hymenoptera : Ichneumonidae) sont plus élevés que la mortalité des chenilles causée par l'infection des Granulovirus.

4.1.3 Influence des Délais d'inoculation

Les analyses ont montré qu'il n'existe aucune différence significative entre les deux délais d'inoculation utilisés. Cela signifie, que le temps d'inoculation n'a aucun effet sur la possibilité de transmission et d'acquisition du virus par le parasitoïde. Ceci confirme les résultats obtenus par Raimo et al.(1977) qui ont rapporté que le temps d'inoculation du parasitoïde de A. melanoscelus contaminé avec le virus NPV n'a aucun effet dans la transmission du virus aux chenilles de L. dispar.

Nos tests démontrent qu'il existe une différence significative pour l'émergence entre les différentes méthodes de contamination utilisées et le témoin. En effet, cela signifie que pour les différentes méthodes, nous n'obtenons pas le même taux d'émergence, ce qui infirme les résultats obtenus par Raimo et al. (1977) qui par contre n'ont observé aucune différence significative. Ceci pourrait être expliqué par les conditions hygrométriques. Les variations de température au cours de notre étude ont été de l'ordre de 24 à 26°C et l'humidité relative de l'ordre de 75 à 85%. Par contre, Raimo et al. (1977) ont travaillé sous une température constante de 20°C et 50% d'humidité relative.

L'analyse des résultats n'a présenté aucune différence significative entre les deux délais. Ceci signifie que les durées utilisées n'ont aucun effet sur la mortalité et la transmission du virus. Mais l'interaction entre les méthodes et le temps révèle une différence signification de l'effet du facteur temps pour l'émergence des parasitoïdes. Ceci signifie que les différentes méthodes de contaminées appliqués ne se comportent pas de la même façon pour l'émergence d'une durée d'inoculation à une autre.

CONCLUSION ET SUGGESTIONS

La présente étude met en évidence l'action combinée de Biopesticide MaviNPV et du parasitoïde A. taragamae sur M. vitrata. Bien que la contamination du parasitoïde ait été faite avec différentes méthodes, l'efficacité de ces dernières s'est révélée identique en ce qui concerne la transmission de MaviNPV. On assiste alors à une importante trilogie biologique constituée par un insecticide biologique, un parasitoïde larvaire et un hôte phytophage. La transmission du virus MaviNPV assurée par le parasitoïde est un moyen de lutte intégrée efficace pouvant permettre au paysan une protection écologiquement durable de niébé et ce faisant, une amélioration de la production. Ceci favorisera davantage une réduction sensible des cas de malnutrition.

Aussi, pour la protection de niébé, les stades de jeunes âges de M.vitrata seront - ils donc ciblés prioritairement.

Etant donné que le parasitoïde est une espèce exotique, son établissement dans notre milieu s'avère obligatoire. Or pour un établissement, il faut un temps long allant de 10 ans à 30 ans, alors que la nécessité de protéger cette culture est un besoin immédiat non seulement pour le paysan mais aussi pour les consommateurs. De ce fait, nous préconisons une production massive (élevage en masse) des parasitoïdes véhiculant le virus afin de faire des lâchers inondatifs pour une résolution immédiate de ce problème lié à ce ravageur (M. vitrata) avant que le parasitoïde ne s'établisse dans notre milieu paysan.

De façon globale, l'analyse des différents résultats soulève des questions qu'il serait souhaitable d'étudier dans l'avenir. Il s'agit de :

- reprendre les mêmes investigations en milieu réel et d'en déduire les impacts réels dans une zone écologiquement contrôlable..

- étendre cette étude au niveau de toutes les zones agro-écologiques du Bénin où l'on produit le niébé en vue de la mise au point d'une méthode de lutte efficace pour tout le Bénin.

- étudier la rentabilité de cette méthode de lutte.

- comparer l'efficacité des parasitoïdes sains au champ et des parasitoïdes contaminés avec le virus dans le milieu réel.

- étudier l'impact du biopesticide sur les vertébrés.

- comparer l'efficacité des parasitoïdes contaminés et du biopesticide.

- effectuer la même étude de contamination sur le parasitoïde ovo-lavaire Phanerotoma leucobasis Kriechbaumer (Hymenoptera : Braconidae).

- associer les deux ennemis naturels contaminés pour le contrôle de M. vitrata au laboratoire et dans le milieu réel.

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES

Adango, E., 1994. Inventaire des parasitoïdes de Maruca testulalis (Geyer)

(Lepidoptera : Pyralidae) en culture du niébé ( Vigna unguiculata (l.) Walp au Sud du Bénin. Thèse d'Ingénieur Agronome (FSA/UAC), 96 p.

Akpovi, S., 1993. Etude au laboratoire de l'efficacité de Dinarmus basalis

(RONDANI) (Hyménoptera : Pteromalidae) Ectoparasite de Callosobruchus maculatus (Fabricius) (Coleoptera Bruchidae). Mémoire de fin de formation pour l'obtention du diplôme ingénieur agronome.27-40 p.

Akundabwensi, L., S., Paul C. P & Singh,B .B, 1991. Evaluation des lignées

d'élites de niébé pour un usage double (feuilles, fourrage et graine) Recherche à IITA

n° 3 pp. 6-9.

Allen D. J., Ampofa J. K. O. & Wortmann C. S., 1996. Pest, diseases and nutritional discorders of the common bean in Africa. A fild guilde, CIAJ & IITA, 132 p.

Amoaka-atta B. & Omolo E.O.,1983. Influence of maize, cowpea and sorghum intercropping system on stem-pod borer infestation. Insect Science Application,4 , 47-57

Anochili B., 1978 . Food crop production world crops, 39-42.

Anon , 1995 . Fiche technique des cultures vivrières : céréales légumineuses à

graines et tubercules. Institut National des Recherches Agricoles du Bénin (INRAB) 75 p.

Anonyme, 1974 . Cowpea has a great potential as plant protein source. Trop. Grain Legume Bull 26, p. 281.

Anonyme, 1976 : Grain legume improvement programme report, 1976 Ibadan, IITA. 74 p.

Arodokoun, D. Y., Tamò M., Cloutier, C., 1997: Parasitoids guild; Feasibility
of its application incontrolling legume pod borer, Maruca vitrata

(Fabricius) (Lepidoptera : Pyralidae). In: Proceeding of the joint congress of the Entomoligical Society of Southern Africa (11 th Congress) and the African. Association of Insect Scientists (12 th congress) (Stellenbosch 30 June - 4 July 1997). Robertson G. H. (ed). Entomological Society of Southern Africa. 1997, p. 63.

Arodokoun D. Y., Tamò M., Cloutier C. & Adeoti R., 2003. Importance of

alternative host plants for the annual cycle of the legume pod borer Maruca vitrata (Fabricius) (Lepidoptera: Pyralidae) in southern and central Benin. Insect Sci. Applic., 23, 103-1123 p.

Assa, A.D., 1984. Coordinated minimum insecticide trial: yield performance of insect resistant cowpea cultivar from IITA Tropical Grain Legume Bull. 5.p .9.

Atachi P., 1998. Lutte chimique contre les foreurs du maïs dans un programme de lutte intégrée au Bénin-Agron. Trop., 44, 93-103.

Atachi, P. & Adeoti R., 2004. Interaction plante- animal : un cas d'étude d'utilisation de quelques formulations combinées d'insecticides dans la gestion des insectes ravageurs de niébé, Vigna unguiculata (L.) Walp. au Sud-Bénin - Sciences du Végétal, 2, 7-21.

Atachi P. & Ahohuendo B. C.,1989. Comparaison de quelques paramètres

caractéristiques de la dynamique des population entre Megalurostrips sjostidae (Trybom) et Maruca testulalis (Geyer) sur une même plante hôte, le niébé. Insect Science. And its Application 10,1 83p.

Atachi P. & Ahounou M., 1995. Etude expérimentale des potentialities

biologiques de Maruca testulalis (Geyer) (Lepidoptera. Pyralidae) sur quelques subtrats alimentaires en condition de laboratoire. Bull. Soc. Zool. Fr., 120,29-45.

Atachi P.& Desmidts,N., 1984. Investigation sur les insectes parasites du

Niébé ( Vigna unguiculata (L) Walp). en République du Bénin, Laboratoire de Défense des Cultures, Recherches Agronomiques 37p.

Atachi P., Desmidts M. & Durnez C., 1985. Entomologie et protection phytosanitaire du niébé : éléments d'un premier inventaire des insectes ravageurs du niébé, République Populaire du Bénin. Essais de mise au point de moyens de lutte. Travaux et documents de la Recherche Agronomique au Bénin, 37 p.

Atachi P. & Djihou Z., C., 1994. Inventaire des plantes hôtes de Maruca testulalis (Geyer) (Lepidoptera : Pyralidae) en Republique du Benin. Ann. Soc. Entomol. Fr. (N.S), 30, 169-174.

Atachi P. & Gnanvossou D., 1989. Dynamique quantitative des populations Animales : Recherches préliminaires à une étude comparée des dynamiques des biomasses, d'effectifs et de production chez Maruca testulalis

(Geyer).( Lepidoptera : Pyralidae) en culture de niébé dans un agrosystème du sud Benin. Acta oecologica oecol. Applic., 10 (3), 221- 239.

Atachi P. & Sourokou B., 1989. Use of Decis and Systoate for the control of Maruca vitrata (Fabricius) in cowpea. Insect Sci Applic, 10; 373-381.

Autriche A., 1981. Principaux ennemis des cultures de la région des grands lacs d'Afrique Centrale - Institut des Sciences Agronomiques du Burundi (ISABU) 144 p.

Autrique A. & Perreaux D., 1989. Maladies et ravageurs des cultures de la

région des grands Lacs d'Afrique Centrale. Ed. Division de la Défense des végétaux et Institut des Sciences Agronomiques du Burundi, 232 p.

Aykroyd W. R. & Doughty J., 1982. Les graines de légumineuses dans l'alimentation humaine. Revu et corrigé par Doughty J. & Walker, A. Etude FAO. Alimentation et Nutrition Rome ,1982. 152 p.

Bourguerra L., M., 1986. Les pesticides et le tiers monde .Recherche n°176 pp: 545-553 Brooks G., T., 1975. Chlorinated insecticide. Vol II Biological and Environnemental aspect-CR-C. Press in England, 197p.

Brooks W. M., 1993. Host-parasitoïd pathogen interaction In Parasites and Pathogens of Insects (N. E Beckage S. N., Thompsen and Federici eds) vol. 2. Academic Press, New York, NY., pp. 23 1-272.

Caballero P., Vargas-Osuna E. & Santiago - Alvarez, 1991. Parasitization of

granulosis-virus infected and nominfected Agrotis segetum Larvae and the virus

transmission by three hymenoptera parasitoïds. Entomol.Exp. Applic. 58, 55-60.

Canning E. U., 1982. An evaluation of protozoal Characteristics in relation to biological control of pest. Parasitology 84, 22-119

Cherry A. J., Parnell M. A., Grzrywacz D. & Jones K. A., 1997. The optimisation of in vivo nuclear polyhedrosis virus production in Spodoptera exempta (walker) and Spodoptera exigua, (Hubner). Journal of Invertebrate Pathology 70. 50-5 8.

Chu H. F., 1949. How to know the immature Insects. W. M. C. Brown Company Publishers. Dubuque, Iowa, 234p.

Cloutier C. & Cloutier C., 1992. Les solutions biologiques de lutte pour la répression des insectes et acariens ravageurs des cultures. In : La lutte Biologique, Vincent, C. & Coderre, D., (eds) ; Gaëtan Morin, 19-88.

Dent D. R., 1991. Insect pest management, éd. CAB International UK.V

Debach, P. et B. Barlett, 1951. Effect of biological insecticide control of insect pest of citrus. J. Econ. Entomol. 44, 372-3 83.

Devauchelle G. & Cerutti M., 2000. Les Baculovirus d'Insectes Vecteurs d'expressions de gènes Etrangère. Station de pathologie comparée. UMR 5087. INRA CNRS Université Montpellier II 30380. Saint Christol, 117- 140.

Duke J. A., 1990. Introduction to food Legume. In : Insect pest of tropical food Legumes, Singh S.R., John Wiley & Sons. (eds)., New York, 1-42.

Dung Hoang N., Nakai, M., Takatsuka J., Okuno S., Ishh T. & Kunimi y., 2005.

Interaction between a nucleopolyhedrovirus and the braconid parasitoid Meteows pulchricornis (Hymenoptera: Braconidae) in the larvae of Spodotera litura (Lepidoptera: Noctuidae). Appl. Entomol Zool 40 (2), 325-334.

Dupriez H. & De Leencer P., 1987. Jardins et Vergers d'Afrique. Ed. Terre et Vie, 354 p.

Ekpodilé A. B., 2006. Etude expérimentale de quelques caractéristiques biologiques de Apanteles taragamae Viereck (Hymenoptera : Braconidae) parasitoïde larvaire de Maruca vitrata(Fabricius) (Lepidoptera : Pyralidae) ravageur de niébé. Mémoire de fin de formation pour l'obtention de diplôme d'Ingénieur des Travaux (DIT) en Aménagement et protection de l'Environnement (APE) à l'Ecole Polytechnique d'Abomey-Calavi (EPAC), UAC, 77 pages.

Evans H F., Bishop J. M. & Page, E. A., 1980 : Method for the quantitative assessment of nuclear Polyhedrosis virus in soil Journal of investebrate pathology 35. 1-8 p

F.A.O., 2005. FAO stat database. Site internet : http// www.fao.org/statistic.

Fine P. E. M., (1975). Vectors and vertical transmission : an epidemiology perspective. Annual New York Académic Science 266, 173-178.

Franz J. M., 1971 . Influence of environment an modern trends in crop management on microbial control. In : Birgess, H. D. and Hussey, M. W. (eds), Microbial control of nsects and mites. Academic press, London, pp. 407-444.

Fuxa J. R., 1987. Ecological consideration for use of entomopathogens in IPM. Annu. Rev. Entomol. 32, 225-609.

Gblagada C. C. S. 1982. Inventaire des parasites Lavaires de Maruca testulalis (Geyer) sur le niébé ( Vigna unguiculata (L.) Walp) et sur le pois d'angole (Cajanus cajan L. Millsp.). Thèse d'ingenieur Agronome ; IITA-Ibadan,

Nigéria. 145 p.

Glass E., 1975. Integrated pest management rational, potential, needs and

improvment. Special Publication, ESA, 140 p.

Godonou I., 1987. Effets et doses d'application de divers produits naturels pour

le contrôle de Callosobruchus maculatus (F) (Coleoptera : Bruchidae) de niébé (Vigna unguiculata (L) (Walp)). Mémoire d'Ingénieur Agronome.1 15p.

Greathead D. J., Waage J. K., Evans H. C. P. Bergvan den H., 1992. Etude des

ennemis naturels In: Manuel Lutte Biologique. 1er tome: principe et

application de lutte biologique. 27-147.

Grzywacz D., 1987. A Training Manual on the Production and Quality Control of Nuclear Polyhedrosis Viruses (NPV). UK: Natural Resources Institute, p. 55.

Hamm. J., Nordlung, D. A. & Marti O. G., 1985. Effects of a nonoccluded virus of Spodoptera frugiperda (Lepidoptera: Noctuidae) on the development of a parasitoid Cotesia marginiventris (Hymenoptera: Braconidae) Environ. Entomol. 14: 258-326.

Harrap K., Payne C. C. & Robertson J., 1977. The properties of three

baculovirus from closely related hosts. Virology 79, 14-31.

Huang C., Peng. W-K. & Talekar N. S., 2003. Parasitoids and other natural enemies of Marci vitrata feeding on Sesbania cannabina in Taiwan. Biocontrol., 48, 407-416. Hunter F. R., Grook n. E & Entwistle P. F., 1984. Viruses as pathogens for the

control of insect. In: Microbiological methods and environmental biotechnology Grainger J. M. (eds) Society of Applied Bacteriology, London pp 325-3 47. Hunter-fujita F. R., Entwisthe P. F., Evans F. H. & Crook N. E., 1998. Insect

Viruses and pest Management. England: John and Sons 620 p.

IFDC., 2005. L'état du marché des Intrants Agricoles au Bénin. Technical

Bulletin 70, 85 p.

IITA., 1981 : Le point de la recherche. Ibadan, Nigeria 72 p.

IITA., 1982 : Annual report for 1981. Ibadan, Nigeria, 46 p.

IITA., 1983 : Annual report for 1982. Ibadan, Nigeria 217 p.

IITA., 1988. Annual Report and Research Highlights - IITA, Ibadan, 50 p.

IITA., 1989 : Rapport Annuel. Ibadan, Nigeria 72 p.

IITA., 1992. Fiches météorologiques mensuelles, station de Cotonou, pour la

Première saison.IITA, Cotonou 1-9.

IITA., 2004. Annual report IITA. Ibadan, Nigeria, 55 p.

Irabagon, T. A. & brooks, W. M., 1974. Interaction of Campoletis sonorensis

and a nuclear polyhedrosis virus in larvae of Heliothis virescens. J. Econ. Entomol. 67, 229-23 1.

Jackai L., E., N., 1981. Use of an oil soluble dye to determine the oviposition

sites of the legume pod borer, Maruca testulalis (Geyer) (Lepidoptera: Pyralidae) Insect Sci. Applic, 2, 205-207.

Jackai L. E. N., Railston J. R., 1988. Rearing the legume pod borer Maruca

testulalis (Geyer) (lepidoptera: Pyralidae) on artificial diet. Trop. Pest Management 34 (2), 168-172.

Jackai, L. E. N., Singh, S. R., 1981. Studies on some behavioural aspect of

Maruca testulalis on selected species of Crotalaria retusa and Vigna unguiculata. Tropical Grain Bulletin, 22: 1-3.

Jackai L.E.N & Daoust R. A., 1986. Insect pests of cowpea. Annu. Rev Ent.,3 1, 95-119.

Jackai L.E.N, Pnizzi A. R., Kundu G. G., SWAS T. K. P., 1990. Insect pests of

Soybean in the tropic, 91-156. In S. R. Singh (ed), Insect pest of tropical food legumes. John wiley & sens, Chichester, Devon, U. K. 451 p.

Jackai L.E.N. & Oyederan I., O., 1991. The potential of neem (Azadirachta

indica). A juss for controlling post-flowering pest of cowpea (Vigna unguiculata Walp.) The pod borer Maruca testulalis . Insect Sci. Applic. 12, 103-109.

Jacques R. P., 1973. Pest on microbial and chemical, insecticide for control of

Trichoplusia ni (Lepidoptera: Noctuidae) and Pieris rapae

(Lepidoptera:Peridae) on cabbage. Can. Entomol. 105, 2 1-27.

Jones K. A., 1994. Use of baculovirus for cotton pest control. In : insect pest of

cotton (Matthews G.A. & Tunstall, J. P. eds) CAB International Wallingford, UK. Pp .477-504.

Jonhson D. T., 1970. The cow pea in African eareas of Rhodesia - Rhod. Agric J., 67, 61-64.

Kelly D. C., 1981. Non-occluded Virus. In "Pathogenesis of inverte brates

microbial diseases". E. W. Davidson. ed. Osmon publishers, Totowa, New

Jersey. Pp. 196-220.

Kossou D. K., Agbo B. P., Arodokoun D. Y., Aïhou K. & Mathess A., 2001. lutte intégrée

contre les organismes nuisibles du niébé ( Vigna unguiculata (L.) Walp au Bénin (projet niébé) In : Actes de l'Atelier Scientifique (Niaouli, 11-12 Janvier 2001), Recherche Agricole pour le Développement, 81-82.

Kossou D. K. & Aho N., 1993. Stockage et Conservation des grains alimentaires tropicaux : principes et pratiques. Ed. Flamboyant, 125p.

Kumar R., 1991. La lutte contre les insectes ravageurs: situation de l'agriculture africaine Ed .Karthala et CTA 31 0p.

Lane J. A., Moore T. H. M., Child D. V., Cardwell K. F., Singh B. B. & Bailley
J. A., 1994. Virulence characteristics of a new race of the parasitic

Angiospem, Striga gesneroides, from southerm Benin on cowpea (Vigna unguiculata) Euphytica. 72 (3), 183-188.

Levin d. B., Laing J. E., Jacques R. P., & Corrigan J. E. 1983. transmisson of the

granulosis virus of Pieris rapae (Lepidoptera : Pieridae) by the parasitoïd Apanteles glomeratus (Hymenoptera: Braconidae) Environ. Entomol. 12, 166-170.

Liao, C. T. & Lin,C.S., 2000. Occurrence of legume podborer Maruca testulalis

(Geyer) (Lepidoptera: Pyralidae) on cowpea Vigna unguiculata(L.) Walp. an its insecticides applicationb trial. Plant Pro.Bull., 42,213-222.

Machuka J., Van Damme E. J. M., Peumans W. J. & Jackai L. E. N., 1999.

Effect of plant lectins on Larval development of the legume pod borer, Maruca vitrata. Ent. Exp. Appl., 93, 179-187.

Maréchal R., 1970. Donnée cytologiques sur les aspects de la sous tribu des

Papilionaceae Phaseoleae. Bulletin du Jardin Botanique National de Belgique 40, 307- 348.

Marechal R., Maschepa J. W. M. & Stainnier R. Y., 1978 Etude taxonomique

d'un groupe d'espèce de genre Phaseolus et Vigna (Papilionaceae) sur la base des données morphologiques et polliniques traitées par l'analyse informatique Boissiera 28, 271-273.

Mattews R. E. F., 1991. Plant virology. Third Ed., Academic Press, San Diego, California Pp. 1-10.

Messiaen C. M., 1981. Les variétés résistantes: Méthodes de lutte contre les

maladies et ennemis des plantes. Ed. INRA, 374 p.

Meynadier G., Margier A., GiradieJ. & Vago, C. 1992. Une entomopoxvirose chez

l'orthoptère Anacridium aegyptium. Entomophag 37, 453-464.

Miller L. K., Lingg A. J. & Bulla L. A., 1983. Bacterial, Viral and Fungal

Insecticides Sciences 219, 715-721.

Morel G. & Fouillaud M. 1994 : Persistance of occluded Viruses in the nests of

the paper wasp polistes herbraeus (Hym : Vespidae) Unis. Réunion face. Sei, Lab; pathologie invertébrés, 97715. Saint-Dénis Messag, Reunion. Librairie le François. Paris, France Revue V. 156-197pp.

NRI., 1991. Aperçu general de la lutte biologique intégrée dans les pays en développement, Natural Ressources Institut, Chattham, 20p.

Ntare B., R., 1989. Intercropping cowpea with millet. IITA research brief 9, 4 p5. OBOPAF, 2004. Expansion du commerce intra et inter- régional entre les pays

de la CEMAC et de l'UEMOA : Etude de l'offre et la demande sur des produits alimentaires. République du Bénin; 189p.

Ochieng R. S., Okeyo-Owuor. J. B. & Dabrowski Z. T., 1981. Studies on

legume pod borer Maruca testulalis (Geyer). 11: Mass rearing on natural food. Insect Sci. Applic., 1, 269-272.

Oghiakhes S., Jackai L. E. N. & Makanjuola W. A., 1992. Cowpea plant

architecture in relation to infestation and damage by the legume pod borer, Maruca testulalis (Geyer) (Lepidoptera: Pyralidae) effect of pod angle - Insect Sci. Applic., 13, 339-344.

Oghiakhes S., 1995. Progress and future prospects in utilisation of host plant

resistance in the control of insects pest of cowpea, Vigna unguiculata in Africa - Insect Sci. Applic., 16, 123-143.

Okech S. O. H. & Saxena K. N., 1990. Responses of Maruca testulalis,

(Lepidoptera: Pyralidae) Larvae to variably resistant cowpea cultivars. Environ. Entomol., 19, 1792-1797.

Okeyo-owuor J.B. & Ochieng R., 1981. Studies on the legume pod borer

Maruca testulalis (Geyer) . Life cycle and behaviour. Insect Sci Applic,

1(3), 263-268.

Okeyo-Owuor J. B., Agwaro P. O. & Simbi C. O. J., 1983. Studies on the

legume pod borer, Maruca testulalis. (Geyer). V. Laval population. Insect Sci. Applic., 4, 75-81.

Okeyo-Owuor J. B., Oloo G. W & Agwaro P. O., 1991. Natural enemies of the

legume pod borer Maruca testulalis (Geyer) (Lepidoptera: Pyralidae) in small scale

farming systemes of western Kenya. Insect Sci. Applic., 12, 35-42.

Okigbo B. N., 1978. Grain legume in the agriculture of the Tropics. Madison,

American Society of Agronomy, 246 p.

Okwakpan B. A., 1978. The taxonomy, biology and control of two species of

thrips Sjostetti trybom and Sericothrips occipitalis Hood (Thysonoptera: Thripidae) on legume. Ph.D. Thesis University of Ibadan, Nigeria 205 p.

Omolo E. O. & Ogango K. O., 1999. Use of varietal intercropping to control

pests in sorghum and cowpea. In African Crop Science Conference Proceeding (Casablanca 10-14 octobre 1999). Adipala E., Nampala P., Osiru M., Tenywa J. S. & Ismaïli M., (eds)., Africa Crops Science., 1999, 569-573.

Painter R., 1954 . Resistance of plants to insects. J. Econ. Entomol., 47. 1036-

1040.

Pedigo L. P., 1996. Entomology and pest management. 2^nd ed. Prentice Hall,

Upper Saddle River, New Jersey. 5 6-89

Peter C. & David B. V., 1990. Biology of Apanteles taragamae Viereck

(Hymenoptera : Braconidae), a parasitoïd of Diaphania indica (Sauder) (Lepidoptera: Pyralidae): Frederick Institut of plant Protection and Toxicology. Padappai 601301, Tamil Nadu, India. Insect Sci. Applic, 13 (1) 7-17.

Poinar G. O. & Thomas G. M., 1985. Laboratory guide to insect pathogens and parasites. Plenum Press, New York, 392 p.

Porter W. M., Rachie K. O., Rawal K. M., Wien H. C., Williams R. J., Luse R.

A., 1975.Cowpea Coerm plasm catalogue n°1. IITA. Ibadan Nigeria, 209 p.

Possée R. D., Hirts M., Jones J. D., Bishop D. H. L., & Cayley P. J. 1993. Fields

tests of genetically engineered Baculoviruses, Br. Crop Protect Council 55, 23- 26.Programme Natura/Nectar, 1996. Adaptation du Module Biologique. Pour une formation continue destinée aux professionnels des Institutions de Development. 151 p.

Programme Natura / Nectar, 1996. Adaptation du Module Biologique pour une formation

continue destinée aux professionnels des Institutions de Développement. 151p. Quintella E. D., Quinderé M. A. W. & Roberts D. W., 1991. Principal insect

pests of Cowpea in Brazil EMBRAPA & CNPAF, Brasil, 37 p.

Rachie K. D., Robert 1. M., 1974. Grain legume of the low land tropics.

Advanced in Agronomy, 26, 1-32.

Raimo B., Reardon R. C. & Podgwaite D. J., 1977. Vectoring gypsy moth

nuclear Polyhedrosis virus by Apanteles melanoscelus (Hymenoptera: Braconidae). Entomophaga 22, 207-13.

Rawal K., 1975. Natural hybridization among wild, weedy and cultivated Vigna unguiculata (L.) Walp. Euphytica, 24, 699-707.

Readon R. C. & Podgwaite J. D. 1976. Disease - parasitoïd relationships in natural population of Lymantria dispar in the northeastern United States. Entomophaga, 21, 333-341.

Reardon R. C. & Podgwaite D. J., 1976. Disease-parasitoid relationships in nature al Population of Lymantria dispar in the northeastern United States. Entomophaga, 21,33 1-341.

Robert L. M., Rachie K. D., 1974 . Grain Legume of the Low land tropics. Adv. Agronomy. 26: 132.

Sait S. M., Begon M., Thompson d. J. & Harvey J. A., 1996. Parasitism of

baculovirus infected Plodia interpunctella by Venturia canescens and subsequent virus transmission. Func . Ecol. 10, 586-591.

Santos O. J., 1976. Grain legume of Mozambique. Tropical Grain Legume

Bulletin 3 pp 13-15.

Scott L. B., 1940. The Bean Pod Borers In Puerto Rico. J. Agwe. Univ. P. R., 24 (2), 35-47.

Shapino M., 1986. In vivo production of Baculovirus. In : the Biology of

Baculovirus, vol. 2 pratical application for insect control Granados, R. R. & Federici A. (eds) CRC Press, Boca Raton. 31-61.

Singh S.R.,1990. Insect pest of food legume.IITA. ,Ibadan,4 15p.

Singh S. R. & Allen D. J., 1979. Les insectes nuisibles et maladies en niébé. Manuel N°2. IITA. 113p.

Singh S. R., & Allen D. J., 1980. Pests, diseases, Resistance and Protection in

Cowpea. In : Summerfield, R. J. and Bulling, A. H. (eds). London, Advances in Legumes Sciences, 419-443

Singh S. R. & Jackai L. E. N., 1985. Insect of cowpea in Africa: their life cycle,

economic importance and potential for control. In: Cowpea Research, Production and

Utilization, Singh S. R., Rachie K. D. & Wiley H. N., (eds)., London, 217-23 1.

Singh R.S. & Jackai L.E.N., 1988. The legume pod borer Maruca testulalis (Geyer) past present and future research. Insect Sci. Applic., 9; 1-5

Singh B. R., Jackai L.E.N., dos Santos J. H. R. & Adalla C. B., 1990. Insect pest

of cowpea. In : Pest of Tropical Food Legume, Singh, S. R. (ed.). Chichester, 43-89. Tamò M., Bottenberg H. Arodokoun D. & Adéoti R., 1997. The feasibility of

classical biological control of two major cowpea insect pests In : Advance in Cowpea Research, Singh B. B., Mohan R. A. J., Dashiell D. L. & Jackai L. E. N. (eds). Ibaraki, 259-270.

Tamò M., Arodokoun D. Y., Zenz N., Tindo M., Agboton C. & Adéoti R., 2002. the importance of alternative host plants for the biological control of two key cowpea insects pests, the pod borer Maruca vitrata (Fabricius) and the flower thrips Megalurothrips sjostedti (Trybom.). In : Challenges and opportunities for enchancing sustainable cowpea production, Fatokin, C. A., Tarawali S. A., Singh B. B., Mahan

Ray D. R., Dsahiell K. E. & Jackai L. E. N. (eds)., IITA, Ibadan, Nigeria, 81-93.

Tamò M., Ekesi S., Maniania N. K. & Cherry A., 2003. Biological control non-

obvious component integrated pest management for cowpea. In: Biological control in integrated pest management systems in Africa. Neuenschwander P., Borgemeister C. & Langewald, (eds.)., Wallingford, 205-309.

Tanada Y., 1964. Epizootiology of infections diseases. In Biological control of insects and weeds. Reinhold, New York. 548 p.

Taylor T. A., 1967.The bionomic of Maruca testulalis (Geyer) (Lepidoptera:

Pyralidae), a major pest of cowpea in Nigeria. J.W. Afric.Sci.Assoc., 12,111-129.

Taylor T. A., 1978.Maruca testulalis: an important pest of tropical grain legume.

In: Pests of Tropical Grain Legumes: ecology and control, Singh S.R.,Taylor T.A.& Van Emden H.F. (eds)., London, 193-200.

Tiyagi S. A. & Parveen M., 1990. Pathological effect of stunt nematode

Tylenchorhynchus .brassicae on pollen. Fertility, water absorption caya ability and plant growth of pigeonpea news pp.19-21.

Vail P. V., 1981. Cabbage looper nuclear polyhedrosis virus parasitoïd

interactions. Environmental Entomology 517, 221-28.

Waage J. & Greathead D., 1986. Insect parasitoïds. Academic Press, London,

389 p.

Waterhouse D. F. & Norris K. R., 1987. Chapter 31: Polyphagotarsonemus latus

(Bank). In: Biological Control Pacific Prospects. Inkata Press. Melbourne, 454 p. Wigley P. J., 1980. Pratical. Counting micro-organisms. In : Microbial control

of insect pest (Kalmakoff, J. & Longworth. J. F. eds). DSIR Bulletin 228. Department of Scientific and Industrial Research, Wellington, New Teacland, pp. 29-3 5.



ANNEXES

www. Univmonpt1.fr/biotech/Baculovirus/BaculoSommaire.htm (2001)

ANNEXE 1. La structuration des moyennes de la Mortalité (moyenne s#177;erreur standard) issues de l'analyse de la variance suivant le test de Student, Newman et Keuls (parents infectés)

Traitements	Durée de l'essai		Moyennes
	2 H	24 H
T0	1,66#177;0,04 (0,55)c	1,91#177;0,05 (0,57)c	1,78#177;0,05 (0,61)C
T1	2,27#177;0,05 (0,82)b	2,38#177;0,04 (0,86)b	2,32#177;0,03 (0,84)B
T2	2,38#177;0,07 (0,86)b	2,34#177;0,11 (0,84)b	2,36#177;0,06 (0,85)B
T3	3,14#177;0 (1,00)a	3,14#177;0 (1,00)a	3,14#177;0(1,00)A
P>F	<0,0001***	<0,0001***	-
cv%	4,6	5,7	-
Moyennes	2,36#177;0,12 (0,81) A	2,44#177;0,10 (0,84)A	-

Les moyennes suivies de la même lettre ne sont pas statistiquement différentes au seuil de 5% ; ( ) : les valeurs entre parenthèse sont des proportions moyennes sans la transformation arc sinus ; * * * : différence significative au seuil de 0,1%

ANNEXE 2. La structuration des moyennes de la présence de Virus (moyennes#177;erreur standard) issues de l'analyse de la variance suivant le test de Student, Newman et Keuls

Traitements	Durée de l'essai		Moyenne
	2 H	24 H
T0	0 c	0 c	0 C
T1	2,16#177;0,11 (0,77)b	2,20#177;0,04 (0,79)b	2,18#177;0,06 (0,78)B
T2	2,25#177;0,06 (0,81)b	2,30#177;0,10 (0,83)b	2,28#177;0,06 (0,82)B
T3	3,14#177;0 (1,00)a	3,14#177;0 (1,00)a	3,14#177;0(1,00)A
P>F	<0,0001***	<0,0001***	-
cv%	7,26	6,8
Moyenne	1,89#177;0,26 (0,65) A	1,9 1#177;0,27 (0,66)A	-

Les moyennes suivies de la même lettre ne sont pas statistiquement différentes au seuil de 5% ; ( ) : les valeurs entre parenthèse sont des proportions moyennes sans la transformation arc sinus ; * * * : différence significative au seuil de 0,1%

ANNEXE 3. La structuration des moyennes de l'Emergence des parasitoïdes (moyennes#177;erreur standard) issues de l'analyse de la variance suivant le test de Student, Newman et Keuls. (Parents infectés)

Traitements	Durée de l'essai		Moyenne
	2 H	24 H
T0	1,46#177;0,06 (0,45)b	1,60#177;0,08 (0,56)a	1,58#177;0,06 (0,50)A
T1	1,14#177;0,06 (0,29)c	1,33#177;0,06 (0,38)b	1,23#177;0,05 (0,34)B
T2	1,79#177;0,09 (0,61)a	1,16#177;0,10 (0,31)bc	1,48#177;0,12 (0,46)A
T3	1,02#177;0,05 (0,24)c	1,02#177;0,07 (0,24)c	1 ,02#177;0,04(0,24)C
P>F	<0,0001***	0,0002***	-
cv%	11,5	14
Moyenne	1,35#177;0,07 (0,40) A	1,30#177;0,07 (0,84)A	-

Les moyennes suivies de la même lettre ne sont pas statistiquement différentes au seuil de 5% ; ( ) : les valeurs entre parenthèse sont des proportions moyennes sans la transformation arc sinus ; * * * : différence significative au seuil de 0,1%

ANNEXE 4. Analyse de la variance à deux critères de classification, modèle croisé mixte, des paramètres de mortalité, d'émergence des adultes de Apanteles taragamae et de leur infection au virus dans un essai de 4 traitements suivant deux temps (2H et 24 H).(parents infectés)

Sources de variation	DL	Les carrés moyens
		Mortalité	Emergence	Virus
Traitements	3	3,104 ***	0,629 ***	17,915 ***
Temps	1	0,060 ns	0,028 ns	0,0046 ns
Traitement*Temps	3	0,042 ns	0,390 ***	0,0016 ns
Erreur	32	0,015	0,029	0,018
Total	39	-	-	-
Cv	-	5,17	12,77	7

Ces données ont subi une transformation arc sinus ; ns : différence non significative au seuil de 5% ; *** : différence significative au seuil de 0,1%

ANNEXE 5. Mortalité des chenilles de Maruca vitrata en fonction de differentes méthodes de contamination : 2h et 24h après l'inoculation par le virus.(première génération)

Traitements	Durée de l'essai		Moyenne
	2 H	24 H
T0	1,42#177;0,06 (0,43)b	1,45#177;0,06 (0,44) b	1,44#177;0,04 (0,43) B
T1	2,54#177;0,08 (0,91)a	2,83#177;0,13 (0,96) a	2,68#177;0,08 (0,93) A
T2	2,81#177;0,12 (0,94)a	2,86#177;0,12 (0,97) a	2,78#177;0,08 (0,95) A
T3	2,58#177;0,57 (0,90)a	2,99#177;0,09 (0,98) a	2,79#177;0,11(0,94) A
P>F	<0,0001***	<0,0001***	-
cv%	11,18	9,15	-
Moyenne	2,41#177;0,13 (0,79)A	2,53#177;0,15 (0,84)A	-

ANNEXE 6. Présence de Virus dans les chenilles de Maruca vitrata en fonction de differentes méthodes de contamination : 2h et 24h après l'inoculation par le virus.(première génération)

Traitements	Durée de l'essai		Moyenne
	2 H	24 H
T0	0 b	0 b	0 B
T1	2,54#177;0,07 (0,91) a	2,83#177;0,03 (0,96) a	2,68#177;0,08 (0,93) A
T2	2,71#177;0,12 (0,94) a	2,86#177;0,12 (0,97) a	2,78#177;0,08 (0,95) A
T3	2,60#177;0,17 (0,90) a	3#177;0,08 (0,98) a	2,79#177;0,11 (0,94) A
P>F	<0,0001***	<0,0001***	-
cv%	12,8	10,26	-
Moyenne	1,96#177;0,26 (0,68) A	2,17#177;0,29 (0,73) A	-

ANNEXE 7. La structuration des moyennes de l'émergence des parasitoïdes (moyennes#177;erreur standard) issues de l'analyse de la variance suivant le test de Student, Newman et Keuls.(première génération)

Traitements	Durée de l'essai			Moyenne
	2 H	24 H
T0	1,38#177;0,06 (0,41) b	1,41#177;0,05	(0,42) d	1,39#177;0,04 (0,41) C
T1	1,85#177;0,13 (0,63) a	1,72#177;0,07	(0,57) c	1,78#177;0,07 (0,60) B
T2	2,06#177;0,08 (0,73) a	1,97#177;0,09	(0,69) b	2,02#177;0,06 (0,71) A
T3	1,93#177;0,10 (0,67) a	2,36#177;0,07	(0,85) a	2,15#177;0,09(0,76) A
P>F	0,0009***	<0,0001***		-
cv%	12	9,19
Moyenne	1,81#177;0,07 (0,61) A	1,87#177;0,08	(0,63) A	-

Les moyennes suivies de la même lettre ne sont pas statistiquement différentes au seuil de 5% ; ( ) : les valeurs entre parenthèses sont des proportions moyennes sans la transformation arc sinus ; * * * : différence significative au seuil de 0,1%

ANNEXE 8. Analyse de la variance à deux critères de classification, modèle croisé mixte, des paramètres de mortalité, d'émergence des parasitoïdes et de leur infection au virus dans un essai de 4 traitements suivant deux temps (2H et 24 H).(première génération)

Sources de variation	DL	Les carrés moyens
		Mortalité	Emergence	Virus
Traitements	3	4,362 ***	1,096 ***	18,978 ***
Temps	1	0,488 ns	0,037 ns	0,45 8 ns
Traitement*Temps	3	0,068 ns	0,163 *	0,078 ns
Erreur	32	0,060	0,03 8	0,056
Total	39	-	-	-
Cv	-	10,14	10,4	11,5

Ces données ont subi une transformation arc sinus ; ns : différence non significative au seuil de 5% ; * : différence significative au seuil de 5% ; ** : différence significative au seuil de 1% ; *** : différence significative au seuil de 0,1%

ANNEXE 9: Les principaux ennemis naturels de M. vitrata

Groupe	Espèces	Stades attaqués	Lieu de l'étude	Sources
Pathogènes
Virus	Virus de la Granulose	L	Kenya	Odiendo et al.,1989
	Virus de la Polyhédrose cytoplasmique	L	Kenya	Otieno et al., 1983.
Bactéries	Bacillus sp	LC	Kenya	Okeyo-Owuor et al., 1991
	Bacillus thuringiensis	L	Kenya	Otieno et al., 1983.
	Bacillus cereus	L	Kenya	Otieno et al.., 1983
	Clostridium	L	Kenya	Okeyo-Owuor et al.,1991
	Monococci	L	Kenya	Odiendo et al.,1989
Champignons	Entomophthora spp	L	Kenya	Otieno et al., 1983
Protozoaires	Nosema sp	L	Kenya	Okeyo-Owuor et a.,1991.
Parasitoides
Braconidae	Apanteles sp	L	Kenya	Okeyo-Owuor et al.,1991
	Bracon sp	LC	Kenya	Okeyo-Owuor et al., 1991
	Braunsia sp	L	Kenya	Okeyo-Owuor et al., 1991.
	Phanerotoma leucobasis	L	Nigeria	Arodokoun, 1996
Trichogrammatoïdae	Trichogramma sp	O	Bénin	Tamò et al., 1997
Eulophidae	Tetratichus sp	C	Nigeria	Usua & Singh, 1978
	T. sesamiae	C	Kenya	Okeyo-Owuor et al., 1991
Prédateurs
Araneae	Selenops radiatus	L	Nigeria	Usua & Singh, 1978
Formicidae	Campanotus sericeus	L	Nigeria	Usua & Singh, 1978
	C. rufoglaucus	L	Kenya	Odiendo et al.,1991

Légende: L = larves; O = oeufs; C = chrysalide