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Influence du blanchiment sur les caroténoides de l'igname: Dioscorea schimperiana

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par Augustin Tchongouang Diene
Université de Douala - maitrise 2007
  

Disponible en mode multipage

INTRODUCTION

L`igname est une plante à racine et tubercule du genre botanique Dioscorea, répandue dans le monde entier. Il est considéré comme un aliment significatif dans plus de trente pays du monde qui regroupent plus de trois cents milliers d'habitants. Ce tubercule constitue un aliment séculaire tant en Afrique qu'en Océanie où sa culture et son utilisation font l'objet du savoir-faire ancestral et souvent rituel (RABIER, 2000). Son utilisation comme aliment de base en Afrique remonte à plus de cinq siècles. ceci avant l'introduction aux XVIe et XVIIe siècles du manioc et du maïs, et les importations plus récentes du riz et du blé (COURSEY, 1972). Plusieurs espèces d'igname sont cultivées au Cameroun parmi lesquelles Dioscorea schimperiana (MEDOUA, 2005).

Dioscorea schimperiana est une espèce d'igname de longueur variable et caractérisée par de longs poils sur la peau. Il existe en trois variétés : jaune, rouge et jaune tachetée de rouge en fonction de la couleur de la pulpe (FAVIER et BELL, 2005). Cette pigmentation serait due aux caroténoïdes, provitamines A contenus dans cette espèce (BIENG, 2005). Au Cameroun, les troubles dus à la carence en vitamine A, demeure un problème de santé publique (KOLLO 2000). L'igname Dioscorea schimperiana de part sa couleur permettrait de réduire ces carences en vitamines A. Toutefois, sa forte teneur en eau limite son utilisation de façon permanente. Traditionnellement, le séchage est la méthode de conservation la plus utilisée. Toutefois, le séchage accélère l'oxydation des caroténoïdes entraînant ainsi sa destruction. Le blanchiment apparaît comme un prétraitement capable de limiter l'oxydation du en -Carotène par inactivation des oxydases. Le blanchiment à eau permet en plus une gélatinisation de l'amidon. Ceci peut être bénéfique pour la réduction des pertes en minéraux en particulier le -Carotène.Toutefois, l'influence du blanchiment dans l'inactivation enzymatique où la perte en en -Carotène est en fonction du temps et de la température. C'est dans cet optique que nous avons étudié l'influence du blanchiment à 60°C et à 95°C sur les pertes en -Carotène de deux variétés d'igname. Ceci s'effectue en fonction du temps. Pour atteindre notre objectif, nous nous sommes attelés à :

- Blanchir des tranches d'igname ;

- Déterminer la capacité d'absorption en eau et des pertes en eau de l'igname ;

- Déterminer les pertes en -Carotène dans les ignames blanchis.

I- GÉNÉRALITÉS SUR LES IGNAMES

I-1- Définition de l'igname

L'igname est un nom générique s'appliquant à plusieurs plantes appartenant à une vingtaine d'espèces du genre Dioscorea, famille des Dioscoreacées. Il est cultivé dans toutes les régions tropicales du globe dans un but alimentaire et pour leurs tubercules riches en amidons (Dictionnaire de l'académie française, 1935).

I-2- Aspect botanique

La situation du genre Dioscorea dans la systématique botanique réalisée par TRECHE en 1979 est la suivante :

Ø embranchement des spermaphytes,

Ø sous-embranchement des Angiospermes,

Ø classe des Monocotylédones,

Ø ordre des Dioscoréales,

Ø familles des Dioscoréacées,

Ø genre Dioscorea.

Ce genre est très diversifié avec 650 espèces dont plus d'une centaine comestible crue ou après détoxification, cuisson rapide ou prolongée (DEGRAS, 1986).

I-3- Les différentes espèces cultivées

Le genre Dioscorea est très diversifié. Il compte 600 à 800 espèces dont plus d'une centaine sont comestibles (DEGRAS, 1986). Le Cameroun compte dans sa flore la plupart des espèces connues en Afrique tropicale. En se basant sur la classification de LAWTON en 1967, et de LYONGA et AYUK-TAKEM en 1978, on a identifié 63 cultivars qui représentent les neufs espèces suivantes : D. alata, D. bulbifera, D. cayenensis, D. dumetorum, D. esculenta, D. liebretsiana, D. rotundata, D. schimpriana.

I-4- Production des Ignames

Les ignames sont une culture importante au plan mondial. La récolte annuelle est d'environ 40 millions de tonnes sur 4 millions d'hectares repartis dans 56 Pays. Les principaux pays producteurs sont situés en Afrique de l'Ouest. Selon les statistiques de la FAO (2004-2005), le Nigeria détient 67% de la production mondiale de l'igname en tonnes. Le Cameroun quant à lui a produit 286 494,00 tonnes d'ignames ce qui représente 1% de la production mondiale en 2004-2005 (annexe 1).

I.5- Besoins nutritionnels

Selon les recommandations de la FAO sur les besoins nutritionnels de l'homme, une consommation moyenne de 215g d'igname brute par personne et par jour peut satisfaire en moyenne 6% des besoins énergétiques de l'adulte Camerounais, 6% de ses besoins protéiques, 10% de ses besoins en Calcium, 16% de ses besoins en Phosphore, 7% de ses besoins en Fer et 12% de ses besoins en Thiamine. L'annexe 3 présente les apports nutritionnels des ignames après transformation.

I.6- Généralités sur l'espèce Dioscorea schimperiana

De la famille des Dioscoréacées, l'espèce D. schimperiana est aussi appelé "chimpanze yam" à cause des nombreux poils qui hérissent le tubercule et de la forme en pied de singe de certaines variétés. Cette espèce est peu répandue mais très appréciée par certaines tribus d'Afrique centrale et septentrionale. Elle est connue sous le nom de "nlen" par les Bamiléké au Cameroun. La couleur de la chair est jaune ou brunâtre et certaines variétés brunissent vite après épluchage. Cette igname de texture grossière, présente des caractéristiques culinaires médiocres et s'effrite souvent lors de la cuisson (BELL, 1981).

Photographie A: Tubercules d'igname D. schimperiana (KAMDE 2006)

Comme le décrit WURSTEN en 2007, ces espèces ignames sont les plantes à tige grimpantes, qui s'enroulent autour d'un support et sont souvent dioïques. Les feuilles pétiolées, cordiformes sont alternes.

 Photographie B : Plante du Dioscorea schimperiana prise par HYDE, M.A et WURSTUN,B ( 2007)

I-7- Composition chimique des Ignames Dioscorea schimperiana

Chez Dioscorea schimperiana, on trouve aussi bien les métabolites primaires que secondaires :

Comme métabolite primaire, cette igname contient pour 100 g de partie comestible : 13,14 g à 17,14 g de glucides ; 1,8 g de protéines et un taux de lipides inférieur à 2 % de la matière sèche. Le Dioscorea schimperiana contient aussi des fibres (0,71 à 1,3 %) des sels minéraux (Ca, P, Fe) et les vitamines (thiamine, niacine, la riboflavine et le -Carotène qui est une provitamine A (COURSEY et ALDO, 1996).

Comme métabolite secondaire, les tests caractéristiques qui ont été mené par BIENG en 2005 dans le but de contribuer à l'étude phytochimique de Dioscorea schimperiana ont révélé que cette igname contient les composés phénoliques, des stérols, des alcaloïdes mais de flavonoïdes qui sont des polyphénols doués de propriétés biologiques très importantes (YAMGA, 2006). BIENG en 2005 a pu isoler un stérol qui a été identifié comme le stigmata - 5,22-dien-3-sol de formule brute C29H48O.

II. LES CAROTENOÏDES

II.1. Définition, origine et sources

Les caroténoïdes sont, avec la chlorophylle et les anthocyanes, les pigments naturels de couleur verte, orange, jaune ou rouge. Ces caroténoïdes constituent le groupe le plus rependu parmi tous les pigments naturels et sont responsables des couleurs appétissantes de nombreux fruits et légumes (DONALD et MARTIN, 2002). A ce jour, plus de 600 caroténoïdes ont été identifiés, mais seulement une quarantaine est retrouvée régulièrement dans l'alimentation humaine. Une trentaine de ces caroténoïdes et leur métabolites a été identifiée dans le plasma et les tissus humains, mais 6 pigments parmi eux sont majoritaires : le carotène, le lycopène, la lutéine, la â-cryptoxanthine, l'á-caroténe et la zéaxanthine (ROCK, 2003). Seuls les végétaux et les microorganismes sont capables de synthétiser les caroténoïdes. Ils s'accumulent dans les chloroplastes et les tissus photosynthétiques. Les caroténoïdes provitamine A sont présent dans les légumes, feuilles verts foncés ;les fruits de couleur jaune,orange et rouge ; les racines de couleur jaune et orange ; et l'huile de palme (ABOUNDA, 2005).

II.2. Structure et propriétés physico-chimiques

Les caroténoïdes provitamines A sont classés en deux groupes :

- Les caroténoïdes formés d'une chaîne hydrocarbonée comportant plusieurs doubles liaisons qui leur confère une coloration pouvant aller du jaune au rouge.

- Les xanthophylles qui sont des pigments dérivant des carotènes par oxydation et ont des groupements hydroxyles sur le cycle (WELLE et al; 1998).

Les caroténoïdes sont généralement caractérisés par huit unités isopréniques se répétant par endroit de façon systématique par rapport au centre de la molécule et des radicaux méthyles (IVACG, 1987). Ils possèdent un système de doubles liaisons conjuguées. Ce système est responsable non seulement de la couleur des caroténoïdes qui varie du jaune au rouge foncé, mais aussi responsable de leur stabilité à l'oxydation (BIENG, 2005). Les caroténoïdes sont des provitamines A qui contiennent au moins un noyau de type â-ionone (SIMPSON et al; 1987). Les plantes renferment trois isomères à savoir á, â, et ã-carotènes. La figure 1 donne les structures de quelques caroténoïdes courantes.

Carotène

Carotène

Criptoxanthine

Canthaxanthine

Lutéine

Lycopène

Figure I : Structure de quelques caroténoïdes rencontrés dans les tissus humains et certains végétaux.

L'absorption des caroténoïdes dans l'ultraviolet et le visible est utilisée pour leur identification. Les pigments naturels sont en général des isomères trans. Cependant on peut trouver les formes naturelles mono-cis et poly-cis. Ils sont non polaires et hydrophobes, pratiquement insolubles dans l'eau et solubles dans les solvants organiques et les lipides.

II.3. Propriétés biologiques et effets santé des caroténoïdes.

Outre leur fonction de provitamine A, les caroténoïdes possèdent des propriétés antioxydants et antiradicalaires qui réduisent les risques de cancer, de maladies cardiovasculaires, cataracte, maladies du système nerveux central ou déficiences immunitaire (SIMPSON et al; 1987 ; CHALCHAT, 1997 ; BIENG, 2005). Ces caroténoïdes font de même partie des micronutriments qui participent aux défenses de l'organisme contre les espèces oxygénées réactives. Ce sont essentiellement des piégeurs de l'oxygène singulet, mais peuvent également neutraliser des radicaux libres. Le piégeur d'oxygène singulet le plus efficace est le lycopène (plus du double de l'activité du â-carotène) suivi successivement par le ã-carotène, l'astaxanthine, la canthaxantine, l'á-carotène, le â-carotène, la zéaxanthine,la lutéine et la â-cryptoxanthine (cinq fois moins active que le lycopène). Au niveau cellulaire, la lutéine est le caroténoïde qui protège le mieux de la péroxydation lipidique suivie du lycopène et de la canthaxanthine, l'á-carotène et le â-carotène étant les moins actifs (ROCK,2003). D'après BRUNETON, 1993, les caroténoïdes servent de colorants naturels non toxiques dans les industries agroalimentaires. Ils peuvent aussi intervenir sous la forme de provitamine A dans la formation du pourpre rétinien, la reproduction, la résistance de l'organisme aux infections et la croissance des tissus (LAREN, 2002).

III. LE BLANCHIMENT

III.1. Définition

Le blanchiment est un traitement thermique consistant à exposer le produit à la chaleur, souvent par immersion dans l'eau entre 60-100° C ou dans la vapeur d'eau à 100° C (ENCARTA ENCYCLOPEDIA, 2001). D'après CHEFTEL et al; en 1983, la durée du traitement varie en fonction de la technique employée, la nature du produit, la grosseur ou encore l'état de maturité. Le blanchiment est une méthode de prétraitement avant le processus de lyophilisation, d'appertissage, de séchage et de surgélation. Il existe plusieurs modalités de blanchiments : le blanchiment à la chaleur sèche par génération interne de la chaleur grâce aux radiations électromagnétiques (micro-ondes) et le blanchiment par la chaleur humide (utilisation de la vapeur d'eau ou de l'eau liquide comme vecteur de chaleur (ESSIBEN, 2005).

L'igname Dioscorea schimperiana se conserve de préférence sous forme sèche. Toutefois, le séchage accélère l'oxydation des caroténoïdes entraînant ainsi sa destruction. Le blanchiment apparaît comme un prétraitement capable de limiter l'oxydation du -Carotène.

III.2.Interêt du blanchiment

Un traitement thermique d'un aliment avec une température haute et de brève durée permet d'accélérer la réaction de destruction des bactéries et des enzymes en respectant d'avantage les vitamines thermolabiles et en évitant la surcuisson du produit. C'est donc ainsi que le blanchiment élimine les enzymes et microorganismes (ESSIBEN, 2005). Le blanchiment à l'eau chaude gélatinise l'amidon ou l'hydrolyse partiellement. Cette hydrolyse de l'amidon perméabilise la membrane cellulaire facilitant ainsi la sortie d'eau de la cellule. Cependant la gélatinisation se fait par formation de liaisons de faible énergie entre les molécules hydrophiles de la suspension de l'amidon et celle de l'eau. Ainsi, les molécules libres de l'eau deviennent faiblement liées, ce qui diminue leur capacité d'évaporation. La rétention d'eau lors de la gélatinisation conduit cependant à un produit plus volumineux et plus hydratés avec une bonne conductivité de la chaleur d'où le blanchiment dénommé prétraitement à la déshydratation (CHEFTEL et al; 1983).

III.3. Effet du blanchiment sur les caroténoïdes

Les caroténoïdes sont localisés à l'intérieur des membranes internes des chloroplastes qui sont elles entourées d'une double membrane (ENCARTA ENCYCLOPEDIA, 2001). Ces caroténoïdes sont liposolubles, peu sensible à la chaleur, mais sensibles à l'oxydation enzymatique, chimique et photochimiques (CHEFTEL et al; 1983). Ils sont assez stables et peu affectés par les traitements thermiques modérés lorsqu'ils sont tenus éloignés des enzymes oxydases. Par contre, si l'intégrité cellulaire est compromise et la membrane perméabilisée par épluchage, triburation ou découpage, ils deviennent accessibles et vulnérables. Ils sont d'autant plus détruit que les traitements sont sévères et que leur concentration est élevée (CHEFTEL et al; 1983) cité par ESSIBEN en 2005. Du fait de la présence de nombreuses insaturations, la chaleur peut induire les changements de conformation et activer d'autres réactions. Les isomères trans majoritairement dans les aliments, pourraient alors devenir cis à des proportions égales à la sévérité du traitement comme dans l'équation ci-dessous (CASTERMILLER et WEST, 1998) : Figure II

I. MATERIEL

I.1. Matériel biologique

Le matériel biologique est constitué de tubercules de Dioscorea schimperiana, variété à chair jaune et à chair jaune tachetée de rouge.

Variété Jaune

Variété Jaune Tachetée rrrrrrrrrouge rouge

Photographie C : Coupe de différentes variétés de D. Schimperiana

I.2 Matériel et appareillage de laboratoire.

I.2.1 Appareillage.

- Balance BB-11550/capacity 1550 g; d=0, 05

- Etuve Binder 14-D78532

- Spectrophotomètre uv/VISHEëIOS

- Agitateur magnétique

- Réfrigérant

- Centrifugeuse

I.2.2 Matériel de laboratoire

- Mortier et pilon

- Papier filtre watman n°4

- Entonnoir

- Pince en bois

- Spatule

- Colonne en verre de diamètre 2.5 cm et 100cm de hauteur

- Eprouvettes de 100ml

- Becher de 80ml et de 250ml

- Flacons opaques de 10ml

I.3 Réactifs.

- Acétone pure

- Ethanol 95°

- Hexane 65-70°

- Sulfate de sodium anhydre

- Silice pour chromatographie sur colonne (70-230Mesh).

- Eau distillée

I.4 Solutions préparées

- Solvant d'extraction du â-carotène : Hexane-Ethanol (1 :1, v/v)

- Solvant d'élution des caroténoïdes : Hexane-Acetone (9 :1 ,v/v)

II. METHODES

II.1 Choix de l'échantillon.

Les échantillons sont récoltés dans les plantations de Fotouni dans le département du Haut-nkam, province de l'Ouest Cameroun en février 2006. Ils sont transportés dans des corbeilles au laboratoire de biochimie de l'université de Douala où ils sont conservés à même le sol et à température ambiante jusqu'à l'utilisation.

II.2 Conditionnement des échantillons

II.2.1 Le tranchage des échantillons

Les différentes variétés de D. Schimperiana sont lavées à l'eau du robinet, épluchées à l'aide d'un couteau en acier inoxydable et découpées en cylindre de 3 centimètres de diamètre. Le diamètre exact est vérifié à l'aide d'un pied à coulisse. Les tubes ainsi formés sont tranches en rondelles de 3 millimètres d'épaisseur à l'aide d'un couteau.

II.2.2 Le blanchiment

Le blanchiment est fait dans de l'eau désionisée aux températures de 60°C ET 95°C pendant 20, 30, 45, 55,60 S. Le rapport eau/tranches est d'un litre pour deux tranches. Les tranches, sélectionnées au hasard, par paire et en fonction de la variété, sont trempées pendant quelques secondes, lavées à l'eau déminéralisée puis humectées à l'aide d'un papier absorbant. Elles sont ensuite plongées dans de l'eau chauffée à 60° C ou à 95° C Après chaque temps de blanchiment, les tranches sont rapidement refroidies dans l'eau froide et l'eau de surface absorbée à l'aide d'un papier absorbant. Les tranches blanchies ainsi obtenues sont utilisées pour les différentes analyses physico-chimiques.

II.3 Analyses Physico-Chimiques

II.3.1 Capacité d'absorption d'eau

Principe

Il est basé sur la différence de masse entre les échantillons blanchis et les échantillons non blanchis.

Mode opératoire (Philips, Chinman, Miller et Watter, 1988)

Les ignames de variété connue sont pelées et transformées en tubes de 3 cm de diamètre. Ils sont ensuite tranchés en rondelles de 3mm d'épaisseur. Deux tranches sont pesées avant d'être blanchir dans de l'eau chaude à 60° C ou à 95° C .Après blanchiment les tranches sont à nouveau pesées. L'eau à la surface des tranches est enlevée par imbibition à l'aide d'un papier absorbant. Le gain en masse est pris comme étant la quantité d'eau absorbée et exprimée en pourcentage d'eau absorbée selon la formule suivante :

Masse échantillon non blanchi - masse échantillon blanchi

Masse échantillon non blanchi

% d'eau absorbée = x 100

II.3.2 Capacité de rétention d'eau

Principe

Il est basé sur les différences de masses entre les échantillons non centrifugés et les échantillons centrifugés.

Mode opératoire (JAUREGUI et al; 1981),

Une masse de 0,5 g d'échantillon blanchi aux températures de 60° C ou de 95° C pendant 20,30, 45, 55 et 60 secondes a été pesée et enveloppée dans du papier filtre Whatman n° 3. Elle est ensuite centrifugée à 3000 tr/mn puis pesée à nouveau. La quantité d'eau expressive est donnée par la formule suivante :

(Masse échantillon non centrifugé) - (masse échantillon centrifugé)

Masse échantillon non centrifugé

% d'eau expressible = x 100

II.3.3 Détermination de la teneur en -Carotène

II. 3.3.1 Extraction du -Carotène

Principe

L'extraction se fait à froid, par différence de solubilité dans un mélange de solvants des phases non miscibles contrastées. Grâce aux interactions entre molécules polaires et entre molécules non polaires. Les molécules peu polaires seront dissoutes dans l'éthanol et les molécules apolaires dans l'hexane.

Mode opératoire (SIMPSON et al, 1987)

Une masse d'igname, environ 1g est introduit dans un mortier contenant du sable fin. Après ajout de 10 ml de solvant d'extraction hexane/acétone (1 : 1 ; v/v), l'ensemble est homogénéisé. L'homogénat est filtré et le résidu obtenu est repris 3 fois dans 5 ml de solvant d'extraction. Les filtrats sont mélangés, puis décantés à l'aide d'une ampoule à décanter. La phase organique est recueillie et lavée dans 50 ml d'eau déminéralisée. L'opération est reprise 3 fois de suite. La phase organique obtenue est déshydratée à l'aide du sulfate de sodium anhydre (1 pincée). Lors de la manipulation, la verrerie est enveloppée à l'aide du papier aluminium pour minimiser la dégradation du -Carotène sous l'effet de la lumière.

II.3.3.2 Elution (Chromatographie sur colonne)

Principe

L'élution du -Carotène est effectuée sur colonne chromatographique contenant du gel de silice, en utilisant comme colonne une burette au fond de laquelle on a introduit du coton. Les molécules sont entraînées vers le bas à des vitesses variables selon leur affinité pour l'absorbant et leur solubilité dans l'éluant.

Mode opératoire

Pour préparer la colonne à gel de silice, une masse de silice est prélevée et suspendue dans l'hexane pour former un gel. La colonne est tassée avec le gel obtenu jusqu'à une hauteur de 10 cm environ. Une couche d'environ un cm de sulfate de sodium anhydre y est ajoutée. Pour l'élution proprement dite, la phase organique est ajoutée à la colonne puis éluée avec 30 ml de solvant hexane / acétone (9 : 1 ; V/V). Des fractions de 5 ml chacune sont recueillies dans des bouteilles en verre de couleur marron. Les D O sont lues à 450 nm contre l'hexane.

II.3.3.3 Quantification par spectrométrie visible

Principe (ESSIBEN, 2005)

Lorsqu'on excite un atome par un apport externe d'énergie (application d'un rayonnement électromagnétique par exemple), les électrons de la couche externe de cet atome peuvent peuvent passer d'un état énergétique fondamental à un état d'énergie supérieure dite excité. Le â-corotène présente une réunion de onze doubles liaisons conjuguées qui crée une importante délocalisation spatiale des électrons et donc une diminution de l'écart entre le niveau fondamental et excité. Grâce à cette stabilisation par résonance de l'état excité, la molécule absorbe dans le visible. Le spectrophotomètre mesure l'absorbance (reliée à la quantité de lumière absorbée) qui selon la loi de Beer-Lambert est proportionnelle à la concentration du constituant analysé.

La relation de Beer-Lambert décrit que, à une longueur d'onde donnée, l'absorbance d'une solution est proportionnelle, à la concentration des espèces de la solution, et à la longueur du trajet optique (distance sur laquelle la lumière traverse la solution). Ainsi, pour une solution limpide contenant une seule espèce absorbante, la loi de Beer-Lambert donne :

A : absorbance de la solution (sans unité)

A = x L x C avec

L : longueur de la solution traversée par la lumière (en cm)

C : Concentration de la solution (en mol.L-1)

  : Coefficient d'extinction molaire (en mol.L-1 cm-1)

 Dépend de la nature de la solution et de la longueur d'onde.

Mode opératoire

Deux ml des fractions obtenues lors de l'élution sont prélevés à l'aide d'une micropipette et introduites dans des tubes à essai pour la lecture des D.O. Ces dernières sont lues à 450 nm contre l'hexane. Le tube contenant l'hexane constitue le tube blanc.

Quantification

Les concentrations en - carotène sont obtenues en utilisant la pente de la courbe d'étalonnage tracée à partir du standard de - carotène.

Préparation de la gamme d'étalonnage

La courbe d'étalonnage a été tracée à partir des données du tableau suivant :

Tableau 1 : Données de la gamme d'étalonnage pour le dosage du - carotène

Tube N°

1

2

3

4

5

6

Standard de - carotène (5g/ml)

0

1

2

3

4

5

Hexane (ml)

5

4

3

2

1

0

Concentration (g/ml)

0

1

2

3

4

5

Quantité ((g)

0

5

10

15

20

25

Densités Optiques moyennes

0

0.078

0.154

0.223

0.0312

0.392

La figure 3 ci-après illustre la courbe de dosage pour le - carotène

Figure III : Courbe d'étalonnage pour le dosage de - carotène

Soient,

ni : Le nombre de fraction de l'éluât chromatographique.

V: Volume de lecture de l'éluât en millilitre

V2 : Volume de chaque fraction de l'éluât en millilitre

: Masse de prise d'essai.

Q : La quantité de - carotène dans la matière fraîche

D.O = -0.00073+0.0157Q1 Q1 =

V1 Q2

Q2 = Qt = Q2ni

V2 Q2

M Qt

Y = mg/100g de M.F

100 Y

Y exprime la quantité de - carotène en mg/100g de MF

Estimation du pourcentage de perte en - carotène (P)

Il est déterminé par la relation suivante :

P = 100 - Qt = teneur en - carotène au temps t.

Q0 = teneur initiale en - carotène.

I- RESULTATS

I-1 Composition en eau et en -carotène des tubercules frais d'igname.

Le tableau 2 présente les teneurs en eau, en eau libre, et en -carotène des variétés à chair jaune tachetée (VJT) et à chair jaune (VJ) des tubercules de Dioscorea Schimperiana.

Tableau 2 : Teneurs en eau, en eau libre et quantité de -carotène dans les deux variétés d'igname

 

Teneur en eau

Teneur en eau libre

Qté -carotène g/100GMF

VJ

74,000

9,927 #177;2,158

7235,462#177;92,68

VJT

66,302

7,025#177;2,067

8215,664#177;48,002

VJ : variété jaune ; VJT : variété jaune tachetée de rouge

Il ressort de ce tableau que les tubercules du Dioscorea Schimperiana de variété à chair jaune tachetée est plus riche en -carotène que celui à chair jaune. Cependant les teneurs en eau et celui de l'eau libre sont plus importants dans la variété jaune que dans la variété jaune tachetée de rouge

I-2 Influence du blanchiment sur les teneurs en nutriments

I-2-1 Absorption d'eau au cours du blanchiment

Le tableau 3 ci-dessous présente les différentes valeurs enregistrées lors de l'absorption d'eau au cours du blanchiment des tranches de deux variétés du Dioscorea Schimperiana.

Tableau 3 : Différentes valeurs enregistrées lors de l'absorption d'eau au cours du blanchiment des tranches de deux variétés du Dioscorea Schimperiana.

t(s)

VJT

VJ

60° C

95° C

60° C

95° C

Moy.

écartype

Moy.

écartype

Moy.

écartype

Moy.

écartype

0

20

30

45

55

60

0

0,042

0,019

0,934

0,511

0,489

0

0

0

0,231

0,295

0,320

0

4,684

5,421

5,938

5,843

4,966

0

0,924

1,317

1,862

2,272

2,177

0

2,009

1,135

0,884

0,768

0,649

0

0

0

0

0

0

0

2,94

3,620

4,336

4,413

3,415

0

1,323

1,409

1,327

1,538

0,726

Moy. : moyenne

Les figure IV et V représentent les courbes d'absorption d'eau au cours du blanchiment des tranches de l'igname Dioscorea Schimperiana de variété jaune (VJT) et jaune tachetée de rouge (VJ°.

FIGURE IV : Courbe d'absorption d'eau au cours FIGURE V : Courbe d'absorption d'eau au

du blanchiment (VJT) cours du blanchiment (VJ)

I-2-1-1- Allure de la courbe

D'une manière générale, les courbes ont une allure polynomiale en forme de cloche et présentent deux phases :

- Une phase où l'absorption d'eau est rapide

- Une seconde phase où la capacité d'absorption d'eau diminue.

I-2-1-2- Influence de la température

Quelque soit la variété, l'absorption d'eau est plus élevée à 95°C qu'à 60°C.

I-2-1-3- Influence de la variété

L'influence de la variété est fonction de la température. A 60°C, la variété jaune absorberait un peu plus d'eau que la variété jaune tachetée.

A 95°C, le phénomène contraire se produit. La variété jaune tachetée absorbe plus d'eau que la variété jaune.

I-2-2 Rétention d'eau au cours du blanchiment des tranches

Les figures VI et VII présentent les courbes de rétention d'eau au cours du blanchiment des tranches de 3mm à 60° C et 95° C pour les deux variétés d'ignames.

FIGURE VI : Rétention d'eau au cours du blanchiment de

Tranches de 3 mm VJT

FIGURE VII : Rétention d'eau au cours du blanchiment de

Tranches de 3 mm VJ

I-2-2-1- Allure de la courbe

Les courbes sont fonction de la variété : elles ont une allure polynomiale avec deux ou trois phases pour la variété jaune tachetée et sinusoïdale pour la variété jaune.

Parlant de la variété jaune tachetée, les courbes ont une allure polynomiale avec deux phases :

- Une phase où la quantité d'eau expulsée augmente rapidement, ceci pendant les trente première secondes.

- une seconde phase où elle ralentie voire même chute (90° VJT).

Pour la variété jaune, les courbes sont sinusoïdales avec des périodes où la quantité d'eau expulsée augmente et des périodes où elle chute.

I-2-2-2- Influence de la température

L'influence de la température sur la capacité d'absorption d'eau est fonction de la variété.

Pour la variété jaune tachetée : le pourcentage d'eau expulsé est très élevé à 60°C qu'à 95°C.

Pour la variété jaune, le pourcentage d'eau expulsé est très bas à 60°C. A 95°C, il est élevé en début de blanchiment entre 0 et 20 secondes, puis on observe une chute drastique entre 20 et 45 secondes et remonte par la suite.

I-2-2-3- Influence de la variété

L'influence de la variété est aussi fonction de la température. A 95°C, le pourcentage d'eau expulsé est plus élevé dans la variété jaune que dans la variété jaune tachetée. A 60°C, on observe plutôt le phénomène contraire.

I-2-3 Expulsion d'eau au cours du blanchiment

Les figures VIII et IX présentent les courbes de vitesses d'expulsion d'eau au cours du blanchiment à 60° C et 95° C dans du Dioscorea Schimperiana de variété jaune tachetée (figure VIII) et de variété jaune (figure IX).

FIGURE VIII : Vitesse d'expulsion d'eau au cours du

blanchiment des tranches de 3 mm VJT

FIGURE IX : Vitesse d'expulsion d'eau au cours du

Blanchiment des tranches de 3 mm VJ

I-2-3-1- Allure de la courbe

D'une manière générale, les courbes ont une allure sinusoïdale sauf la courbe de vitesse d'expulsion d'eau à 60°C qui a une allure polynomiale.

I-2-3-2- Influence de la température

L'influence de la température sur la vitesse d'expulsion d'eau est fonction de la variété.

Pour la variété jaune tacheté, la vitesse d'expulsion d'eau est fonction du temps. Elle est plus élevée en début de traitement à 60°C entre 0et 45 secondes alors qu'à 95°C elle s'élève après 45 secondes de traitement.

I-2-3-3- Influence de la variété

La vitesse d'expulsion d'eau est plus élevée dans la variété jaune que dans la variété jaune tachetée.

I- 2-4 Influence ou blanchiment sur les teneurs en -carotène

Le tableau IV représente les pertes en -carotène ou leurs du blanchiment à des températures de 60° C et 95° C pendant 0, 20, 30, 45, 55, 60 secondes des deux variétés d'ignames.

t(s)

VJT

VJ

60° C

95° C

60° C

95° C

0

0

0

0

0

20

30

45

55

60

9,212

18,424

87,137

75,637

80,827

79,557

87,102

74,979

55,999

57,975

20,316

38,290

21,724

31,345

20,936

14,622

70,004

66,750

61,150

17,935

VJ : variété jaune ; VJT : variété jaune tachetée de rouge.

Les figures X et XI présentent l'évolution des pertes en -carotène dans les tranches de 3mm pour la variété jaune tachetée (figure X) et la variété jaune (figure XI) au cours du blanchiment à 60° C et 95° C en fonction du temps.

FIGURE XI : Perte en carotène au cours du blanchiment

des tranches de 3 mm VJ

FIGURE X : Perte en carotène au cours du

blanchiment des tranches de 3 mm VJT

I-2-4-1 Allure de la courbe

L'allure générale des courbes est polynomiale et présentent deux phases :

v Une phase ascendante où la perte en â-carotène est considérable

v Une phase descendante ou constante où la perte en â-carotène diminue.

I-2-4-2 Influence de la température

Quelque soit la variété, l'influence de la température est fonction du temps. La perte en â-carotène est plus élevée à 95°C par rapport à 60°C en début du traitement (0 à 45 secondes pour la variété jaune tachetée et 0 à 30 secondes dans la variété jaune). Par la suite, elle chute pendant qu'elle s'élève à 60°C pour la variété jaune tachetée et chute légèrement pour la variété jaune.

I-2-4-3 Influence de la variété

La perte en â- carotène est fonction de la variété. La variété jaune perd moins de â- carotène que la variété jaune tachetée quelque soit le temps.

II - DISCUSSION

Les résultats obtenus au cours de nos analyses, nous conduisent à de nombreuses hypothèses : Dioscorea Schimperiana est riche en eau et en - carotène. Nous avons obtenu une teneur moyenne en eau de 74,000% et en eau libre de 9,927% dans la variété jaune. Cependant ces teneurs dans la variété tachetée de rouge sont estimées respectivement à 66,302% (teneur en eau) et à 7,020% (teneur en eau libre). Ce qui montrerai que la variété jaune est plus riche en eau libre que la variété jaune tacheté de rouge. Par contre, Nous avons observé que la teneur en - carotènes semble plus élevée dans la variété Jaune tachetée de rouge que dans la variété Jaune. Cette différence observée est en accord avec les travaux de RODRIGUEZ AMAYA (1997). En effet, la teneur en - carotène dépend de plusieurs facteurs tels que  la variété (plus la coloration de la pulpe de celle-ci tend vers l'orange, meilleur est sa teneur en -carotène), les techniques culturales  et la maturité des tubercules.

Nous constatons d'autre part que l'absorption d'eau est plus importante à 95°C qu'à 60°C quelque soit la variété. Ceci pourrait s'expliquer par l'effet de la température sur le diamètre des pores des tubercules. En effet, ce diamètre augmente avec la température facilitant ainsi l'entrée massive d'eau dans la cellule (CHEFTEL et al; 1983). Cette absorption d'eau est plus prononcée à 60°C dans la variété jaune que dans la variété jaune tachetée. Ceci s'expliquerait par la porosité normale de la cellule des tubercules. Ce qui est en accord avec les résultats de NGO NGUIDJOL (2006) qui a affirmé que cette porosité serait plus grande dans la variété jaune et les différents transferts d'eau et de chaleur plus importants. A 95°C, le phénomène contraire se produit : la variété jaune tachetée absorbe plus d'eau que la variété jaune. Ceci serait dû au transfert massif de chaleur dans cette variété puisqu'elle semble plus poreuse. Ce transfert de chaleur dans la cellule provoquerait à cette température un gonflement des granules d'amidon. Ces dernières entraîneraient une restriction des diamètres des pores de la cellule réduisant ainsi l'absorption d'eau. Ces résultats sont en accord avec celui de MEDOUA (2005) qui a montré que l'épaississement de la membrane cellulaire lors de la gélatinisation de l'amidon ralentit la capacité des tubercules à observer de l'eau.

En ce qui conserne la capacité de rétention d'eau, nous remarquons dans un premier temps que l'influence de la température sur cette dernière est fonction de la variété. Nous avons noté un pourcentage d'eau élevé à 60°C qu'à 95°C dans la variété jaune tachetée. Ceci pourrait s'expliquer par la gélatinisation de l'amidon à 95°C (température favorable pour le gonflement des granules d'amidon). Laquelle gélatinisation réduirait les pores des cellules. Pourtant, ce pourcentage d'eau expulsée est très bas à 60°C dans la variété jaune alors qu'95°C, il est élevé en début de blanchiment puis chute drastiquement pour remonter par la suite. Ces phénomènes seraient dus au départ de la porosité du tubercule, ensuite de la réduction des pores par gélatinisation de l'amidon et enfin de l'éclatement des granules d'amidon. Dans un second temps, nous constatons qu'à 95°C la quantité d'eau expulsée est élevée dans la variété jaune que dans la variété jaune. Pourtant à 60°C le phénomène contraire se produit. Nous pouvons justifiez ceci par la porosité de cellules des tubercules sur la variété jaune qui serait plus grande, aussi par les différents transferts d'eau et de chaleur qui seraient plus importants à 95°C. En plus la teneur en eau libre est plus élevée dans la variété jaune ; ce qui pourrait aussi expliquer le fait que cette variété ait un pourcentage d'eau expressive plus élevé que la variété jaune tachetée. Cette forte teneur en eau libre dans la variété jaune justifierait aussi la rapidité de la vitesse d'expulsion d'eau chez celle-ci que dans l'autre variété.

Les analyses des résultats de dosage en -carotène  montrent que quelque soit la variété, la perte en -carotène  est plus élevé à 95°C par rapport à 60°C en début de blanchiment. Ceci pourrait s'expliquer par le transfert de chaleur qui est très importante pendant cette phase. Ce qui entraînerait une dégradation progressive du -carotène  au cours du temps. Ces résultats sont en accord avec CHEFTEL et al; (1983) et ESSIBEN (2005) qui montrent que les molécules du - carotène sont liposolubles et sensibles à la chaleur. Elles sont dont détruites majoritairement par la chaleur dans les conditions du blanchiment. Lors du blanchiment la température de l'intérieur du produit tend très rapidement vers celle du milieu chauffant ; c'est ce qui peut expliquer l'ampleur des pertes. Ensuite on note une diminution de ces pertes en - carotène Cette diminution serait due aux différentes modifications structurales observées dans les tubercules notamment lors de la gélatinisation de l'amidon. En effet, en présence de la chaleur les granules d'amidon passent d'état cristallin à un état amorphe. Au cours de la gélatinisation, il y a gonflement des granules d'amidon ce qui occasionne une obstruction des pores des cellules et une diminution de la porosité des tubercules d'où la chute. Enfin la perte en - carotène est plus élevé dans la variété jaune tachetée que dans la variété jaune. Ce qui pourrait justifier la sensibilité de cette variété à ce traitement.

I - CONCLUSION

Ce travail avait pour but de contribuer à l'étude de l'influence du blanchiment sur la teneur en - carotène du D. Schimperiana. Il s'agissait spécifiquement de rechercher les températures et temps propices pour un bon blanchiment, afin de minimiser les pertes en - carotènes de l'igname.

Au terme de cet analyse, nous avons noté que lors du blanchiment il y avait une forte perte en - carotène. Cependant cette perte est moins élevée à une température de 95° C qu'à 60° C quelque soit la variété. D'où la température de 95°C est la température la mieux indiquée pour le blanchiment ; ainsi qu'un temps de 60 secondes quelque soit la variété du Dioscorea Schimperiana. Ceci parce que c'est à cette température et cette durée que nous enregistrons moins de pertes en ce micronutriment c'est-à-dire 17,935% de perte pour la variété jaune et 57,975% pour la variété jaune tachetée de rouge.

II - RECOMMANDATION

Nous recommandons vu l'importance de la - carotène dans notre alimentation un blanchiment à 95° C pendant 60 secondes avant tout séchage d'igname ce qui permettant d'améliorer sa richesse en provitamine A ainsi que ses qualités organoleptiques de notre Dioscorea Schimperiana.

III - PERSPECTIVES

Nous envisageons dans un proche avenir de continuer notre études sur :

- L'influence du blanchiment sur d'autres micronutriments de cette igname ;

- Etendre notre étude en faisant varier les épaisseurs de l'igname de façon croissante ;

- Faire une comparaison entre les teneurs en - carotène entre les tranches d'ignames sèches ayant subit un blanchiment et celles n'ayant pas subit de blanchiment.

- Transformer les tranches séchées en farine et analyser les teneurs en nutriments.

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