Memoire Online - à‰tude de l'efficacité biologique du metarhizium acridum (driver et milner) j.f. bischoff, rehner et humber sur les populations de bactrocera dorsalis (hendel) et de ceratitis capitata (wiedemann) au laboratoire.

DEPARTEMENT FORMATION ET RECHERCHE MEMOIRE DE FIN D'ETUDES POUR l'OBTENTION DU DIPLOME DE

Etude de l'efficacité biologique du Metarhizium acridum (Driver
et Milner) J.F. Bischoff, Rehner et Humber sur les populations
de Bactrocera dorsalis (Hendel) et de Ceratitis capitata
(Wiedemann) au laboratoire

Soutenu le 14 Novembre 2014 devant le jury composé de : Président : Pr ATTA Sanoussi

Directeur de mémoire: Dr MAIGA Idrissa Halidou, Expert Formateur en auu CRA

SECRÉTARIAT EXECUTIF : 03 BP 7049 Ouagadougou 03 BURKINA FASO. Tél. (226) 30 67 58/59 Fax : (226) 30 67 57 Email : CILSS@fasonet.bf Site Web : www.cilssnet.org

CENTRE RÉGIONAL AGRHYMET : BP 11011 Niamey, NIGER. Tél (227) 96 73 31 16 /96 73 24 36 Fax : (227) 96 73 24 35 Email : admin@sahel.agrhymet.ne Site Web : www.agrhymet.ne

INSTITUT DU SAHEL : BP 1530 Bamako, MALI. Tél : (227) 22 21 48 / 23 02 37 Fax : (223) 22 23 37 / 22 59 80 Email : idriss@agrosoc.insah.ml Site Web : www.insah.org

Dédicaces

Accomplir sa Légende Personnelle est la seule et unique obligation des hommes. Tout n'est qu'une seule chose.

« Et quand tu veux quelque chose, tout l'Univers conspire à te permettre de réaliser ton désir. »

A mon marabout, Cheikh Bounana Aidara, que Dieu lui accorde une longue vie et la santé ;

A tous le personnel de la Direction de la Protection des Végétaux du Sénégal ;

A mes co-stagiaires : Alioune Coundoul, André Coly, Mamadou Diatta, Bécaye Faye ;

A mes amis Ismaila Diallo, Ousmane Sow, Ibrahima Sow, Lamine Diop, Papa Khouma, Ndiagne Wade, Mohamed Diaby, Mamadou Diagne, Outé diop ;

Aux « Alphas » Ebeleba Atcholé Kezié, Djibril Jamanca, Edem Wetro, Ibou Sabaly, Youssouf Kane ;

A ceux qui ont participé de près ou de loin à la réalisation technique de ce mémoire.

Remerciements

Tout d'abord je remercie Allah (SWT) de m'avoir donné une bonne santé, un esprit d'endurance et le courage qui m'ont permis de finir cette formation. Ce travail a été réalisé avec le concours du Département de la Formation et de la Recherche du Centre régional AGRHYMET de Niamey et de la Direction de la Protection des Végétaux du Sénégal. Que ces institutions trouvent ici mes remerciements les plus sincères. Ma mobilité entre ces institutions a été possible grâce à l'appui de l'Agence Universitaire de la Francophonie et l'Union Européenne pour la bourse qui m'a été octroyé. Que les responsables de ces institutions trouvent ici l'expression de ma profonde reconnaissance et de mes sincères remerciements.

Je tiens aussi à remercier le Dr Idrissa Halidou Maiga pour avoir été mon directeur de mémoire et pour la confiance qu'il m'a accordée, sa disponibilité. Je tiens également à remercier le Directeur de la Direction de la Protection des Végétaux, le Dr Emile Victor Coly, d'avoir accepté de me recevoir dans son structure, également le Dr Kémo Badji, entomologiste et chef du laboratoire d'entomologie et de zoologie agricole pour m'avoir encadré et soutenu au cours de ces 4 mois de stages et Mr El Hadji Omar Dieng. Qu'ils reçoivent ma profonde reconnaissance et mes sincères remerciements.

Je remercie aussi mon oncle, le Dr Abdallah Samba, d'avoir été mon tuteur et ses encouragements et conseils tout au long de mon séjour à Niamey. Qu'il accepte l'expression de ma profonde gratitude. Mes remerciements s'adressent aussi au personnel du laboratoire d'entomologie et de zoologie agricole de la Direction de la Protection des Végétaux pour leur assistance et soutiens à savoir Kalilou Bodian, Abdoulaye Diop, Aliou Badji, Djibril Djiba, Moussa Konaté et Augustin Sambou. J'ai eu à profiter de leurs expériences et un plaisir de travailler avec eux.

Je remercie également l'ensemble du personnel de l'AGHRYMET à travers son Directeur Général le Pr Bouaffou Guy Marcel, le chef du Département de la Formation et de la Recherche le Pr Hassan Bismarck Nacro, le chef de la Division Formation de Base le Pr Sanoussi Atta, le chef de la Division de la formation Continue le Dr Etienne Sarr, le chargé de la communication Mr Pape Oumar Diéye, le Dr Benoit Sarr le Dr Mohamed Ly, le coordinateur du Mastère Protection Durables des Cultures et de l'Environnement le Dr Mbaye Ndiaye, le Dr Sama Gagare, le Dr Mabougou Garba et Mme Amina Beidari. Qu'ils reçoivent l'expression de ma profonde reconnaissance et mes sincères remerciements.

Je remercie aussi l'ensemble des étudiants du centre de m'avoir accordé leurs confiances et leurs soutiens pour la charge de Secrétaire Général de l'ASECAN. Qu'ils reçoivent l'expression de ma profonde reconnaissance.

Je remercie également mes amis Youssouf kane, Ibrahima Sabaly, Moussa Diagne, Iba Sané, Amina Diallo, Thioro Faye, Asta Koita, Orlando Mendes, Amatna, Djibril Jamanca pour avoir été ma deuxième famille à Niamey. Sans oublier mes mais nigériens Ibrah, Adamou, Mamoudou, Boko, Baraatou, Shafatou, Nayssa, Nazaara et Estelle pour leurs amitiés.

Je tiens également à remercier ma famille, mes frères Cherif et Abdoulaye, mes soeurs Amy Colé et son mari, Lala Aicha et son mari, Arame et son mari, Coumba, Yaye Salla ; mes cousins Mamadou Ndiaye, Fatou Ba, Amadou, Hamath, Samba, Racky, Alassane, Omar, Pily, Maman Salla, Ibranhima ; mes neveux ; mes tantes Sokhna Dioum, Colé Faye, Marianne Faye, Aby Ndiaye Faye, Fatou Faye, Ndeye Coumba Faye, Fatim Ly ; mes oncles Moreau Faye, Alioune Diagne, Aliou Dème, Tonton Ly Alassane Dioum, Mamadou Dioum, pour leurs encouragements et leurs prières.

Liste des Figures

Figure 7: Survie moyenne des populations de B. dorsalis et de C. capitata en fonction du

temps. 44
Figure 9: Efficacité des différentes doses de Metarhizium acridium sur les populations de B.

dorsalis dans le temps 45
Figure 12: Séparation des moyennes de survie (#177; SE) des adultes selon la dose de Metarhizium acridum (les moyennes suivies par la même lettre ne sont pas significativement

différentes au seuil 5%) 46
Figure 13: Taux de survie en fonction du temps des populations de B.dorsalis et de

C.capitata 47
Figure 14: Taux de survie en fonction du temps des populations adultes de B. dorsalis et de

C. capitata 48
Figure 15: Pourcentages moyens de sporulation selon le mode de transmission et l'espèce - 49

Figure 16: Moyennes de pupes avortées de B. dorsalis en fonction de la dose 52

Figure 17: Moyennes de pupes avortées de C. capitata en fonction de la dose 52

Liste des cartes

Carte 1:Principales zones de cultures de de l'Ouest la mangue en Afrique (WAFFI, 2014) -- 5

Liste des photos

Photo 1: En A adultes mâle à gauche et femelle à droite (Prodobelt, 2014) et en B détails de

Photo 2: OEufs de C. capitata (Florida Division of Plant Industry Archive, 1997) 8

Photo 3: Larve de C. capitata (Florida Division of Plant Industry Archive, 1997) 8

Photo 5: Adultes mâle, à gauche, et femelle, à droite, de B. dorsalis (De Meyer, 2007) 13

Photo 7: Larves de deuxième et de troisième stade de B. dorsalis (Faye, 2014) 14

Photo 9: Désherbage d'un verger en A et installation de cuvette en B (Ndiaye, 2007) 18

Photo 10: Enfouissement et ensachage des fruits infestés tombés (Ndiaye, 2007) 18

Photo 11: Un Augmentorium de légumes en A (Deguine, 2011) et de mangues en B (Billah,

Photo 14: Piège en seau de fabrication locale à plus de 1,5 m du sol (Ndiaye, 2007) 21

Photo 16: Cadavres de B. dorsalis femelle (position dorsale et ventrale) (Faye, 2014) 27

Photo 17: Mouches mortes mâle et femelle de C. capitata de coloration rose tuées par le

Metarhizium acridum (Faye, 2014) 27
Photo 18: Sporulation du Metarhizium acridum au niveau des articulations en A et de

Photo 20: Matériel pour le test de germination : 1 Hémocytomètre, 2 micropipette, 3 embouts, 4 microscope, 5 tubes de Falcon et portoir, 6 vortex, 7 lamelles, 8 boîtes de Pétri, 9

Photo 24: Chambres d'auto-inoculation avec de la gauche vers la droite les doses de 0,3 g ;

0,15 g et 0,075 g de Metarhizium acridum et la chambre témoin (Faye, 2014) 37

Photo 26: Cadavres mâle et femelle de C. capitata avec sporulation du Metarhizium sur le

corps des insectes (Faye, 2014) 49
Photo 27: Sporulation du Metarhizium acridum sur le cadavre d'une mouche mâle de C.

capitata (Faye, 2014) 50
Photo 28: Début de germination du Metarhizium de couleur blanche sur le cadavre de B.

dorsalis femelle (Faye, 2014) 50
Photo 29: Germination du champignon sur le cuticule de Bactrocera dorsalis (Faye, 2014) 51

Photo 30: Pupes et émergences avortées de Ceratitis capitata (Faye, 2014) 53

Sigles et abréviations

AGRHYMET Centre Régional de Formation et d'Application en Agrométéorologie et

Table des matières

1.5.2. Fixation, germination et pénétration du champignon sur l'hôte 26

2.2.1. Matériel de préparation, d'inoculation, de comptage des conidies 29

2.3.2. Test de quantification du nombre de spores collectée par mouche 35

2.3.3. Tests préliminaires de la pathogénicité des spores du Metarhizium acridum

2.3.3.1. Effet du Metarhizium acridum sur les adultes de Ceratitis capitata 36

2.3.3.2. Effet du Metarhizium acridum sur les adultes de Bactrocera dorsalis 36

2.3.4. Evaluation de l'efficacité de 3 doses Metarhizium acridum sur les populations de

Bactrocera dorsalis et Ceratitis capitata, détermination de la LT 50 pour chaque dose 37

2.3.5. Transmission horizontale de l'entomopathogène Metarhizium acridum 38

2.3.6. Effet du Metarhizium acridum sur les larves de Ceratitis capitata et de Bactrocera

3.3. Maximum challenge test de l'effet du Green Muscle sur Ceratitis capitata (Wiedemann)

3.4.1. Transfert des conidies des mâles vers les femelles des mouches adultes de Bactrocera

Résumé

En Afrique de l'Ouest, les mouches des fruits (Diptera : Tephritidae) sont les plus importants ravageurs des cultures fruitières. Au Sénégal, elles causent des pertes économiques considérables de l'ordre de 60 à 80 % aux producteurs (DPV, 2004). Afin de contribuer à la mise en oeuvre d'une gestion durable et intégrée des populations de mouches des fruits, notre étude menée au laboratoire avait pour l'objectif d'évaluer l'effet du Metarhizium acridum (Driver et Milner) J.F. Bischoff, Rehner et Humber sur les populations adultes et larvaires de Bactrocera dorsalis Hendel et de Ceratitis capitata (Wiedemann). Les nombre de spores pouvant être collectées par une mouche a été déterminé pour B.dorsalis et C.capitata. Au bout de 3 minutes dans la chambre d'auto-inoculation avec 0,3 g de Metarhizium acridum, 8,15 x10 ⁶spores sont collectées par B.dorsalis contre 4,6x 10⁶ spores pour C.capitata. Cette dose entraine une mortalité de 100 % en 5#177;6 jours après contamination. Nous avons exploré les doses économiques efficaces suivantes 0,3 g, 0,15 g et 0,075 g de Metarhizium acridum. Notre étude démontre bien que le séjour dans la dose 0,3 g était le plus efficace. Nous avons également exploré la possibilité pour les mouches adultes mâles traitées de contaminer les mouches adultes femelles non traitées lors de l'accouplement ou par contact (transmission horizontale). Les mouches mâles traitées transmettent l'infection fongique aux mouches femelles non traitées. Similairement, des mouches adultes femelles traitées avec le Metarhizium acridum ont aussi transmis l'infection fongique aux mâles. L'entomopathogénicité du Metarhizium acridum a été étudiée sur les populations larvaires de B. dorsalis et de C. capitata. Cinq doses de spores mélangées avec 400 g de sable sec tamisé ont été utilisées (1,5 g, 0,5 g, 0,3 g, 0,15 g et 0,05 g). Les résultats montrent une importante réduction du taux d'émergence des adultes. Cette étude suggère que le Metarhizium acridum peut être utilisé dans les programmes de lutte intégrée contre les populations de mouches des fruits.

Mots clés : Bactrocera dorsalis, Ceratitis capitata, Metarhizium acridum, infection fongique, Sénégal.

Abstract

In West Africa, fruit fly (Diptera: Tephritidae) are the most important pests of fruit crops. In Senegal, they cause considerable economic losses of about 60-80% (DPV, 2004) to the producers. In the approach to implement a sustainable and integrated management of fruit flies populations, we conducted a laboratory study with the aim to evaluate the effect of the entomopathogenic fungus Metarhizium acridum (Driver and Milner) JF Bischoff, Rehner and Humber as a biological control agent candidate against adult and larval populations of Bactrocera dorsalis Hendel and Ceratitis capitata (Wiedemann),. The number of spores collected by a fly was determined for B. dorsalis and C. capitata. The number of spores collected after a residence time of 3 minutes in the self-inoculation room with 0.3 g of M. acridum, was 8.15 x 10 ⁶ spores for B. dorsalis and 4.6 x 10 ⁶ spores for C. capitata. This result showed 100% mortality within 5 #177; 6 days post-exposure. We also studied three economic doses of 0.3 g, 0.15 g and 0.075 g of M. acridum. Results showed that the 0.3 g dose was the most effective. The same dose was used to determine whether adult male treated flies could contaminate untreated female flies during mating (horizontal transmission). When treated male flies were placed in the same cage with healthy females, they were able to transmit fungal infection to untreated female causing high mortality among them. Similarly, adult females treated with M. acridum were mixed with healthy male flies, they also transmitted fungal infection to males, resulting in high mortality. The pathogenicity of M. acridum was also studied on larval populations of B. dorsalis and C. capitata. Five doses of fungal spores were used (1.5 g, 0.5 g, 0.3 g, 0.15 g and 0.05 g) and mixed with 400 g of sieved dry sand. The overall result showed a significant reduction in adult emergence of both species compared to control. Results suggest that the M. acridum can be incorporated in an IPM program against fruit fly populations.

Keywords: Bactrocera dorsalis, Ceratitis capitata, Metarhizium acridum, fungal infection, Senegal.

Introduction

La production de fruits et de légumes en Afrique est affectée par différents ravageurs, parmi lesquels les mouches des fruits (Diptera : Tephritidae) occupent une place importante. La famille des Tephritidae comprend environ 4000 espèces dont 500 genres. Elle est l'un des groupes les plus importants économiquement (Ekesi & Billah, 2010). Les femelles de ces mouches pondent leurs oeufs, par petits groupes, sous l'épiderme des fruits-hôtes. Les larves se développent dans la pulpe du fruit, puis le quittent en fin de développement larvaire pour se transformer en pupe dans le sol, d'où leur nom de « mouches des fruits » (Abanda, et al., 2008).

L'Afrique exporte chaque année 3,6 millions tonnes de mangues avec les pays de la CEDEAO qui couvrent environ 38% de la récolte totale des mangues du continent soit 1,2 million de tonnes en 2006 à presque 1,4 million de tonnes en 2010. En Afrique de l'Ouest, les pertes dues aux mouches des fruits dépassent 50 % pour les cultivars d'intérêt commercial à partir du milieu de la campagne mangue depuis 2005, impliquant des pertes considérables de revenus pour les planteurs (Vayssières, et al., 2014). Ces pertes sont dues à plusieurs espèces de mouches des fruits, Ceratitis cosyra (Walker), C. fasciventris (Bezzi), C. rosa (Karsch), C. anonae, C. capitata Weid. et Bactrocera invadens Drew Tsuruta et White (Diptera: Tephritidae), constituent la contrainte majeure à la production de mangues en Afrique. Bactrocera dorsalis, qui, après sa première découverte en 2003 au Kenya, s'est disséminée très rapidement dans plusieurs pays d'Afrique de l'Est, d'Afrique Centrale, d'Afrique de l'Ouest et en Afrique Australe (Drew, et al., 2005 ; Mwatawala, et al., 2004 ; Quilici & Vayssières, 2010 ; Ndiaye, et al., 2012 ; Dimbi, et al., 2013).

Depuis l'introduction de Bactrocera dorsalis (ex invadens) au Sénégal, les pertes de production de mangues ont été estimées de 40 à 80 % par endroit (DPV, 2004 (Dimbi, et al., 2013) . Selon l'Institut Sénégalais de Recherches Agricoles (ISRA), B. dorsalis a pris une importance toute particulière car son pic de population coïncide avec la période de maturation des mangues (Juillet-Août).

Bactrocera dorsalis provoque des pertes de récolte pouvant atteindre 40 à 60 % dans les Niayes et 70 à 80 % en Casamance. Ces pertes touchent les arboriculteurs mais également tous les acteurs de la filière (négociateurs, vendeurs, exportateurs, transformateurs) (ISRA, 2010) ; (Grechi, et al., 2013).

En Afrique de l'Ouest, Ceratitis capitata est une mouche d'importance économique qui attaque surtout les agrumes et d'autres fruits indigènes, cause des pertes de rendement à répercussions économiques (Umeh, et al., 2008 ; Maùsse & Bandeira, 2007).

En plus des pertes directes, les mouches des fruits sont des organismes de quarantaine infligeant chaque année la destruction de nombreuses expéditions de mangues en provenance de l'Afrique de l'Ouest en destination de l'Europe. En France, entre 2007 et 2010, les interceptions de cargaisons de mangues infestées par B. dorsalis sont les suivantes : 19 interceptions en 2010 provenant du Cameroun et du Togo ; 39 en 2009 en provenance du Sénégal, du Mali, du Kenya, du Burkina Faso, de la Côte d'Ivoire, du Togo et du Cameroun ; 18 en 2008 en provenance du Cameroun, de la Côte d'Ivoire, du Mali, du Burkina Faso et du Sénégal ; 1 en 2007 venant du Cameroun (De Meyer, et al., 2010).

De nombreuses méthodes de luttes ont été explorées: traitements aux pesticides chimiques, le traitement localisé avec les attractifs, l'élimination des mâles, la lutte biologique, le piégeage en masse. Au Sénégal, les exploitations traitées à travers le piégeage des mâles sont ré-infestées à partir des parcelles voisines. De plus, au sein d'une parcelle infestée traitée, il existe un très fort potentiel de recontamination à partir des larves et pupes enfouies dans le sol (ISRA, 2010).

L'introduction récente de mesures strictes de quarantaine et de limite maximale de résidus (LMR) par la plupart des pays importateurs de fruits comme les Etats Unis, l'Union Européenne et l'Australie, ont motivé la recherche et le développement d'alternatives biologiques à la lutte chimique (Toledo, et al., 2006) ; (Aboussaid, et al., 2009) ; (AGRHYMET, 2010) ; (Che Raghi, et al., 2012) ; (Daniel, 2014).

Cette étude entre dans le cadre d'une contribution à la gestion intégrée des mouches des fruits en Afrique de l'Ouest en utilisant l'entomopathogène Metarhizium acridum (Driver et Milner) J.F. Bischoff, Rehner et Humber, qui a fait ses preuves dans le cadre de la lutte antiacridienne en Afrique, en Australie et en Amérique du Sud, contre les adultes et le troisième stade larvaire de la mouche orientale des fruits Bactrocera dorsalis (Hendel) et de la mouche méditerranéenne des fruits Ceratitis capitata (Wiedemann).

a. Objectif Général

L'objectif général de cette étude est de tester la possibilité pour le Metarhizium acridum (Green Muscle^®) à transmettre des épizooties sur les populations de mouches des fruits (Diptera: Tephritidae) Bactrocera dorsalis et de Ceratitis capitata.

b. Objectifs spécifiques

Etudier l'effet du Metarhizium acridum sur les populations adultes de mouches (primary pick-up),

Etudier la transmission horizontale (secondary pick-up) du Metarhizium acridum chez les populations adultes,

Etudier l'efficacité biologique du Metarhizium acridum sur les populations larvaires de Bactrocera dorsalis et de Ceratitis capitata;

Dans le cadre de cette étude sur l'utilisation du Metarhizium acridum sur les populations de B.

dorsalis et de C. capitata, les questions importantes suivantes doivent trouver des réponses :

? Entre les mâles et les femelles, qui est le meilleur agent vecteur de la transmission de la

? Les spores de Metarhizium acridum dans le sol peuvent-elles infecter les larves en

? Le Metarhizium acridum tue les populations adultes de B. dorsalis et de C.

Cette présente étude rentre dans le cadre de la recherche de méthodes de luttes alternatives aux

produits chimiques dans la gestion intégrée des mouches des fruits au Sénégal en l'occurrence

B. dorsalis et C. capitata. Il s'agit de vérifier l'effet du M. acridum sur les populations adultes

Ce travail réalisé au niveau du laboratoire d'entomologie et de zoologie agricole de la Direction de la Protection des Végétaux du Sénégal est articulé en quatre parties. La première partie comprend le chapitre faisant la synthèse bibliographique sur la mangue en Afrique de l'Ouest, de la présentation des mouches B. dorsalis et C. capitata, de la lutte et de l'entomopathogène M. acridum. Le deuxième chapitre est consacré au matériel et la méthodologie utilisée pour les tests de l'étude. Le troisième chapitre présente les résultats obtenus et le quatrième chapitre est

consacré à la discussion des résultats. Une bibliographie précédée d'une conclusion et des recommandations clôture ce travail.

1.1. La mangue en Afrique de l'Ouest

La mangue, Mangifera indica L., est un fruit qui constitue un élément clé du système horticole dans de nombreuses régions tropicales et subtropicales d'Afrique et d'Asie. Pour les populations urbaines et rurales, elle constitue un des fruits les plus prisés, sources de vitamine A et d'autres nutriments (FAO, 1999).

En Afrique de l'Ouest, il existe un grand bassin de production de mangues inscrit dans un périmètre compris entre Bobo-Dioulasso (Burkina Faso), Bamako-Yanfolila (Mali) et Tafire Dikodougou (Côte d'ivoire). La Guinée maritime et les Niayes au Sénégal, séparées géographiquement et économiquement du principal bassin de production, sont les deux principales zones de production et d'exportation. Elles utilisent des circuits et des voies de transport différents (Vannière, et al., 2004). La figure 1 montre les zones de production de mangue en Afrique de l'Ouest (Vayssières, et al., 2014).

Carte 1:Principales zones de cultures de de l'Ouest la mangue en Afrique (in Vayssières, et

1.2. Généralités sur les mouches des fruits en Afrique

Les mouches des fruits (Tephritidae) constituent un des problèmes entomologiques majeurs des

manguiers en Afrique de l'Ouest et dans le monde. Ces espèces sont économiquement

importantes de par les dégâts directs qu'elles provoquent et en tant qu'insectes de quarantaine dans les principaux pays importateurs : Union européenne (UE), États-Unis, Australie, Nouvelle-Zélande, Japon, etc. (Vannière, et al., 2004).

Toutes les espèces de cette famille ne sont pas des ravageurs de fruits : certains taxons comme la sous-famille des Trypetinae, par exemple, s'attaquent aux fleurs (surtout d'Asteraceae). D'autres comme la sous-tribu des Gastrozonina sont des ravageurs des tissus parenchymateux des racines, de tiges ou de feuilles (White & Elson-Harris, 1992). Plusieurs espèces de mouches des fruits sont également bénéfiques et sont utilisées en tant qu'agents de lutte biologique contre les mauvaises herbes (Ekesi & Billah, 2010).

Bien qu'une attention particulière soit faite à la mouche des fruits Bactrocera dorsalis ex invadens (Drew, Tsurata et White) Hendel et à la mouche méditerranéenne Ceratitis capitata (Wiedermann), il y a au moins une vingtaine d'espèces de Tephritidae d'un intérêt économique en Afrique, et particulièrement au Sénégal. Elles font partie de la sous-famille des Dacinae et appartiennent à deux tribus : Dacini et Ceratidini (White & Elson-Harris, 1992) ; (De Meyer, 2000) ; (Ekesi & Billah, 2010) ; (Vayssières, et al., 2011) ; (Ndiaye, et al., 2012).

1.3. Description des espèces à l'étude

1.3.1- Ceratitis (Ceratitis) capitata (Wiedemann, 1824)

1.3.1.1 Position systématique

La mouche méditerranéenne des fruits appartient à la famille des Tephritidae qui compte

environ 4000 espèces réparties dans 500 genres. Sa position systématique est donnée ci-dessous.

1.3.1.2 Historique

Ceratitis capitata est originaire de la région paléarctique sud occidentale, notamment dans le sud marocain. Elle est présente et endémique dans la plupart des pays d'Afrique sub-saharienne. Elle a été enregistrée à partir de l'ouest de la Zambie par Munro (1953) et de la Namibie par Hancock et al. (2001).. La propagation en Europe, en Égypte, au Moyen-Orient, dans la sous-région malgache, l'Australie et les Amériques est susceptible d'être le résultat du transport accidentel à travers les activités commerciales (Weldon, 2014).

Cette espèce a beaucoup de synonymes dont Ceratitis citriperda (MacLeay), Ceratitis hispanica (De Brême), Pardalaspis asparagi (Bezzi), Tephritis capitata (Wiedemann). Elle présente des noms communs selon la langue dont elle est décrite comme Mittelmeerfruchtfliege (allemand), Mediterranean fruit fly ou medfly (anglais), Mosca mediterránea ou moscamed (espagnol) et la Mouche méditerranéenne des fruits, mouche de l'oranger, mouche des fruits (français) (Berger, 2005).

1.3.1.3 Description morphologique

L'adulte de Ceratitis capitata ailé, mesure 4,5 à 6 mm. Les mâles et les femelles peuvent être séparés de la plupart d'autres espèces par le fait que la moitié apicale du scutellum étant entièrement noire et le dessin caractéristique de l'aile. La tête en couleur jaune et une bande claire et elle est douée d'une grande mobilité. Le dimorphisme sexuel est très net chez la femelle par un ovipositeur rétractile, large et rougeâtre permettant l'insertion des oeufs dans les fruits. Le mâle possède deux soies orbitales antérieures allongées et terminées par une petite palette en forme de losange de couleur noirâtre.

Photo 1: En A adultes mâle à gauche et femelle à droite (Prodobelt, 2014) et en B détails de l'aile de C. capitata (Florida Division of Plant Industry Archive, 1997)

L'oeuf est de couleur blanche nacré, brillant, de forme allongée et arquée en son milieu, convexe du côté dorsal et concave du côté ventral. Le tégument est nettement visible à la loupe binoculaire et on distingue bien ses particularités au microscope. Il fait 0,9 à 1,1mm de long sur 0,20 à 0,25mm de large. L'oeuf est translucide lorsqu'il est fraîchement pondu et peut être manipulé facilement dans l'eau où il peut éclore. La durée d'incubation varie avec la température (24 à 72h), les seuils thermiques étant de 18 et 38 °C (Whittier, et al., 1992).

Photo 2: OEufs de C. capitata (Florida Division of Plant Industry Archive, 1997)

La larve est apode, acéphale lisse et de couleur blanc crème. Elle a une forme conique, effilée dans sa partie antérieure et subcylindrique et tronquée dans sa partie postérieure. Les antennes sont peu visibles et les pièces buccales réduites aux crochets mandibulaires qui sont noirâtres. On distingue 3 stades larvaires chez la cératite qui se différencient par la présence, le nombre et la taille des stigmates. La larve de troisième stade mesure 7 à 8 mm de long et présente des stigmates fortement chitinisés.

Photo 3: Larve de C. capitata (Florida Division of Plant Industry Archive, 1997)

La nymphe ou pupe est le résultat de la nymphose de la larve de stade 3 qui ne rejette pas son exuvie comme les larves des autres stades, mais la garde et va devenir comme un tonnelet elliptique lisse et résistant dont la couleur varie en fonction de la nourriture, l'âge et le milieu. La nymphe est enclose dans l'exuvie et formant une pupe. Cette pupe mesure 4 à 5 mm de long et prend la couleur brun foncé. Elle ne peut survivre à une température inférieure à 2 °C.

1.3.1.4. Cycle biologique de Ceratitis capitata

Les mâles se rassemblent sur les plantes hôtes, où ils émettent une phéromone sexuelle attirant les femelles. La Cératite est caractérisée par une période pré-ovipositionnelle après laquelle la femelle s'accouple pour la formation des ovules mûrs qui seront ensuite pondus. La survie et la durée du développement de ce stade sont régies par plusieurs facteurs dont notamment, la température et les caractères physico-chimiques du site de ponte.

Les femelles adultes, grâce à leur oviscapte, pondent leurs oeufs, groupés par 3 à 7, à l'intérieur des fruits, à une profondeur de 2 à 5 mm environ. Après 2 à 5 jours, les oeufs éclosent et donnent des larves qui s'enfoncent dans la pulpe du fruit. Après le troisième stade larvaire, elles quittent le fruit et s'enfoncent dans le sol où s'effectue la nymphose jusqu'à l'émergence. Les adultes récemment émergés se nourrissent des substances sucrées présentes sur les arbres fruitiers comme le montre la figure 1 (Nouira, 2008).

Le développement larvaire est régi par deux principaux facteurs : les conditions climatiques et la plante hôte. Les larves peuvent manifester une compétition intra spécifique en fonction de la densité de la population larvaire. La qualité de l'hôte affecte aussi bien la durée de développement que les caractéristiques biométriques de l'adulte (poids, mensurations). Une fois que les trois stades larvaires sont achevés, celle du troisième stade réalise le saut larvaire caractéristique de l'espèce lui permettant de tomber sur le sol et s'y nymphoser. La durée du développement larvaire chez la cératite varie de 6,8 à 11,8 jours.

Une fois enfouie dans le sol, la larve entre dans un stade fixe au cours duquel se déroule un ensemble de transformations profondes. La durée de la pupaison est fonction de la température et de l'humidité relative.

L'éclosion des pupes se fait dans le sol, d'où émergera l'adulte après avoir durci ses ailes. Les adultes sortent 6-11 jours après la nymphose à 24-26°C. A l'émergence, les adultes présentent une période de prématurité sexuelle. La maturité sexuelle est atteinte après 2 à 4 jours.

1.3.1.5. Distribution géographique

Ceratitis capitata a une plus grande répartition géographique comparée aux autres mouches des fruits. En Afrique, la mouche est présente en Algérie, en Angola, au Burkina Faso, au Burundi, au Cameroun, au Congo, en République Démocratique du Congo, en Egypte, en Ethiopie, au Gabon, au Ghana, en Guinée, en Côte d'Ivoire, au Kenya, au Libéria, en Libye, au Malawi, au Maroc, au Mozambique, au Niger, au Nigeria, au Sénégal, en Afrique du Sud, au Soudan, en Tanzanie, au Togo, en Tunisie, en Ouganda et au Zimbabwe (White & Elson-Harris, 1992).

En dehors de la région autochtone africaine, la mouche existe aussi en Océanie, plusieurs pays d'Europe Centrale, du Nord et en Amérique du Sud, en Amérique Centrale et Caraïbes, le Moyen Orient, l'Asie Orientale, les îles de l'Atlantique, du Pacifique et de l'océan Indien, des Antilles (Chan Jr, et al., 2000) ; (Vayssières, et al., 2011) ; (Nouira, 2008). Voir carte 2.

1.3.1.6 Plantes hôtes

La mouche méditerranéenne Ceratitis capitata est une espèce strictement carpophage,

s'attaquant aux fruits et produisant entre 7 et18 générations par an. Elle est très polyphage peut s'attaquer à plus de 250 espèces. Les agrumes sont les plus attaqués par la mouche des fruits qui provoque d'énormes pertes en fruits destinés à l'exportation. Au Sénégal, elle a été piégée dans la localité de Bayakh, dans les Niayes, au Mozambique elle a été trouvée sur les fruits indigènes Annona senegalensis (Sapotier), Garcinia livingtonei et Vangueria infausta (Umeh, et al., 2004) ; (Maùsse & Bandeira, 2007) ; (Nouira, 2008).

1.3.1.7. Importance économique

Ceratitis capitata est un ravageur important en Afrique qui s'est disséminé vers pratiquement

tous les autres continents; elle est devenue sans aucun doute le ravageur individuel le plus important de sa famille. Cette mouche est très polyphage et provoque des dégâts sur un grand nombre de cultures fruitières non apparentées. Dans les pays méditerranéens, elle est surtout nuisible sur agrumes et pêchers. Elle transmet aussi des champignons provoquant la pourriture des fruits (Cayol, et al., 1994).

1.3.2. Bactrocera dorsalis (Hendel, 1912) ex invadens

1.3.2.1 Position systématique

La mouche orientale des fruits appartient à la famille des Tephritidae qui compte environ 4000

espèces réparties dans 500 genres (White & Elson-Harris, 1992). Sa position systématique est donnée ci-après.

1.3.2.2 Historique

Bactrocera dorsalis ex invadens a été décrite pour la première fois au Kenya en 2003 (Lux, et

al., 2003), au Bénin en 2004 (Vayssières, et al., 2005), au Sénégal en 2004 (Vayssières, et al., 2011). Espèce invasive, il a été prouvé qu'elle est un membre du complexe Bactrocera dorsalis, une espèce asiatique qui comprend une centaine d'espèces ravageuses, reconnue comme une espèce distincte (Drew, et al., 2005). Son aire d'origine va du Sri Lanka, en Inde et au Bhoutan (De Meyer & Aool, 2014). Depuis sa première découverte en Afrique de l'Est, elle s'est rapidement propagée dans plusieurs pays d'Afrique Centrale, de l'Est, de l'Ouest et du Sud en un temps très court (Drew, et al., 2005) ; (Mwatawala, et al., 2004) ; (De Meyer, et al., 2007) ; (Hill & Terblanche, 2014).

La mouche orientale a eu plusieurs synonymes que sont Chaetodacus ferrugineus (Fabricius), Chaetodacus ferrugineus dorsalis (Hendel), Chaetodacus ferrugineus var. okinawanus (Shiraki), Dacus dorsalis (Hendel) et Strumeta dorsalis (Hendel). Elle a des noms communs en fonction de la langue de description Orientalische Fruchtfliege (allemand), Oriental fruit fly (anglais), Mouche orientale des arbres fruitiers, Mouche des fruits asiatique (français) et Mosca oriental das frutas (espagnol).

Photo 5: Adultes mâle, à gauche, et femelle, à droite, de B. dorsalis (De Meyer, 2007)

L'adulte de B. dorsalis est une espèce d'assez grande taille qui présente un abdomen de forme ovale. Les ailes, en majeure partie transparentes, sont caractérisées par une bande costale enfumée, large et assez régulière, ainsi qu'une bande anale. Les fémurs sont tous jaune et les tibias sombres. Au niveau du thorax, le scutum avec la couleur de base, est très sombre, brun orangé et parfois noir; lorsqu'il fait sombre brun-orange et présente des bandes latérales jaunes. L'abdomen est ovale caractérisé par une marque noire en forme de T au niveau des tergites abdominaux 3 à 5 qui se termine par un ovipositeur en aiguillon.

L'oeuf mature fécondé est le résultat final de l'ovogénèse et le début de la vie indépendante. Les oeufs sont allongés, légèrement incurvés et de couleur blanc crème ; Ils mesurent en moyenne 1 mm de longueur et 0,2 mm de diamètre. Ils sont déposés dans des loges façonnées par la femelle avant la ponte, à l'aide de son ovipositeur.

Les larves sont des asticots typiques de diptères qui vivent et se nourrissent dans les fruits. La larve de premier stade est la plus difficile à observer dans le fruit ; elle mesure en moyenne 2 mm. Le deuxième stade larvaire mesure 3 mm ; c'est aussi le plus furtif. Le troisième stade larvaire appelé aussi « larve pré-pupale », mesure 8 mm Lorsqu'elle a terminé son développement, la larve sort du fruit et s'enterre dans le sol pour réaliser la dernière métamorphose par la pupaison.

Photo 7: Larves de deuxième et de troisième stade de B. dorsalis (Faye, 2014)

La pupe est un petit tonnelet de 5 mm de longueur, de couleur brun-rouge, qui se forme dans la terre, entre 2 et 3 cm de profondeur.

1.3.2.4. Distribution géographique

La mouche orientale est originaire d'Asie. Elle a été signalée au Bangladesh, au Bhoutan, en Cambodge, en Chine (Sud : Fujian, Guangdong, Guangxi, Guizou, Hainan, Hunan, Sichuan, Yunnan), aux Emirats Arabes Unis, à Hong-Kong, en Inde, au Japon, au Laos, au Myanmar, au Népal, au Pakistan, au Sri Lanka, en Taiwan, en Thaïlande et au Viet Nam (Berger, 2005) ; (Drew, et al., 2005) ; (Bai, et al., 2014) ; (Yang, et al., 2013). En Afrique elle est signalée en Angola, au Bénin, au Burkina Faso, au Burundi, au Cameroun, en Centrafrique, au Tchad, au Congo, aux Comores, en Côte d'Ivoire, en République Démocratique du Congo, en Guinée Equatorial, en Ethiopie, au Gabon, en Gambie, au Ghana, en Guinée, en Guinée-Bissau, au Kenya, au Liberia, au Mali, en Mauritanie, à Mayotte (France), au Mozambique, en Namibie, au Niger, au Nigeria, au Sénégal, en Sierra Leone, au Soudan, en Tanzanie, au Togo, en Ouganda et Zambie (Maiko, et al., 2007) ; (De Meyer, et al., 2010) ; (N'Depo, et al., 2009) ; (Vayssières, et al., 2011).

Bactrocera dorsalis est présente en Amérique du Nord aux Etats-Unis en Californie, Floride, où elle a été éradiquée (Stewart, 2014), elle est signalée à Hawaii depuis 1945. Par contre elle est absente en Europe.

1.3.2.5. Biologie et écologie

La mouche orientale des fruits B. dorsalis a le même cycle biologique que C. capitata sans diapause. Le cycle de vie de B. dorsalis est décrit par la figure 2.

Le développement des stades immatures, dans les conditions de laboratoire, se fait à la température de 28 #177; 1 °C ; 50 #177; 8 % d'humidité relative ; photopériode L12: D12 et dure 25 jours : l'incubation des oeufs dure 1,2 jours, le développement larvaire 11,1 jours et la pupaison jusqu'à l'émergence des adultes 12,4 jours. L'espérance de vie dès après l'émergence des adultes est de 75,1 jours pour les femelles et 86,4 jours pour les mâles. La fécondité nette et la fertilité moyenne nette sont respectivement de 794,6 et 608,1 oeufs, tandis que la ponte moyenne est de 18,2 oeufs. Avec plusieurs générations par an, le temps moyen d'une génération est de 31 jours (Ekesi, et al., 2006) ; (Geurts, et al., 2014).

1.3.2.6. Plantes hôtes

B.dorsalis attaque plus de 40 espèces de plantes (Vayssières, et al., 2005) ; (Ekesi, et al., 2006) ; (Mwatawala, et al., 2006) ; (De Meyer, et al., 2007) ; (Rwomushana, et al., 2008) ; (Cugula, et al., 2013); qui incluent la mangue (Manguifera indica), l'orange (Citrus sinensis), la banane (Musa spp), la papaye (Carica papaya) et la goyave (Psidium guajava), mais la mangue semble être la plante-hôte préférée.

1.3.2.7 Importance économique

La mouche orientale des fruits cause chaque année des pertes de l'ordre de 50 % de la production fruitières en Afrique ces dix dernières années. Au Sénégal, dans la région de la Casamance les pertes de production depuis l'introduction de B. dorsalis étaient estimées à environ 60 tonnes à l'hectare. Avec la combinaison de plusieurs méthodes de luttes entre 2010 et 2013 (élimination des mâles, lâchers du parasitoïde Fopius arisanus), les pertes dues à B. dorsalis sont passées de 60 tonnes à 45 tonnes de mangues infestées par hectare (DPV, 2013). En plus de la perte de la culture, la présence de cette espèce nuisible a une incidence sur le potentiel d'exportation de l'Afrique. Les exportations de fruits tropicaux sont régulièrement refusées et détruites dans les ports européens d'entrée en raison de la détection de l'infestation par les mouches des fruits (Guichard, 2007).

1.4. LA LUTTE

L'objectif de la lutte est de réduire les pertes de rendement en fruits et légumes dues à une infestation des mouches et améliorer la qualité des fruits en éliminant les larves et les dégâts causés par l'insecte.

Il existe plusieurs méthodes de contrôle de la mouche des fruits dont entre autres, l'hygiène phytosanitaire du verger (prophylaxie), la techniques de lâchers d'insectes stériles, l'application

des appâts, l'élimination des mâles avec paraphéromones (Méthyl eugénol, Terpenyl, acétate, etc.), et l'utilisation d'agents de lutte biologique tels que les parasitoïdes (parasites d'oeufs: Fopius arisanus), les prédateurs (fourmi prédatrice tisserande : Oecophylla longinoda) et les agents pathogènes (Champignon pathogène : Metarhizium anisopliae, Beauveria bassiana).

Des mesures correctives sont également utilisées pour prévenir ou réduire les dommages dues aux mouches des fruits. Celles-ci ne permettent malheureusement pas de supprimer directement les populations de mouches des fruits. Il s'agit de l'ensachage des fruits qui consiste à protéger le fruit avec un sac en papier (transparent) avant que le fruit n'atteigne le stade avant maturité, stade susceptible d'être le plus attractif ; de la récolte précoce avant maturité et le traitement post-récolte des fruits.

1.4.1. Les méthodes de lutte préventive

1.4.1.1. La prophylaxie

La prophylaxie, c'est le ramassage et la destruction des fruits piqués par les mouches. Ces fruits deviennent rapidement de véritables nids à mouches qui vont réinfecter les cultures (Deguine, et al., 2011).

1.4.1.2. L'assainissement du verger

Les vergers mal gérés ou abandonnés et une variété d'hôtes sauvages peuvent résulter à une forte montée de la population des mouches des fruits. Ceci est un exercice très laborieux, mais peut être très efficace si les fruits sont ramassés et détruits deux fois par semaine pendant toute la saison.

Photo 9: Désherbage d'un verger en A et installation de cuvette en B (Ndiaye, 2007)

Les fruits ramassés peuvent être enfouis dans le sol à plus de 20 cm dans le sol pour éviter les

émergences d'adultes à partir de fruits superficiels ; mis dans des sacs en plastiques de couleur noire puis exposés au soleil pendant 3 jours et incinérés dans un trou ou un fût vide (Ndiaye & Dabo, 2007).

Photo 10: Enfouissement et ensachage des fruits infestés tombés (Ndiaye, 2007)

Dans le cas des zones où est mis en oeuvre un programme de lutte biologique avec lâchers de parasitoïdes, les fruits tombés servent habituellement comme réservoirs de parasitoïdes qui attaquent les mouches des fruits. A cet égard, les fruits ramassés peuvent être compostés en les déversant dans un Augmentorium plutôt que l'enfouissement et l'incinération des fruits. L'augmentorium sert à la fois à l'assainissement du verger et à la conservation des ennemis naturels des mouches des fruits (Ekesi & Billah, 2010).

Photo 11: Un Augmentorium de légumes en A (Deguine, 2011) et de mangues en B (Billah,

1.4.1.3. L'ensachage des fruits

L'ensachage ou le gainage des fruits de façon individuel, avec papier journal ou des sacs en

papier pour empêcher que les mouches femelles gravides ne pondent leurs oeufs dans les fruits. Avec cette technique on peut produire des fruits exempts d'attaques par les mouches. Elle est efficace quand les fruits sont ensachés assez tôt bien avant les attaques. Bien que laborieux, il s'agit d'une méthode efficace pour les fruits destinés à l'exportation (Ndiaye & Dabo, 2007) ; (Ekesi & Billah, 2010).

1.4.1.4. La récolte précoce

Le développement des mouches des fruits ne se produit pas dans certains fruits comme la

papaye, la banane et la sapotille quand ils sont 100% verts. Seuls les fruits mûrs sont de bons hôtes. Ainsi la récolte précoce pour prévenir une infestation par les mouches des fruits est une technique importante dans la production de ces fruits. Bien que la récolte précoce soit pratiquée pour la mangue, notamment au Kenya et au Sénégal, cette pratique n'est pas efficace car certaines espèces comme la mouche orientale des fruits B. dorsalis et la mouche

méditerranéenne des fruits C. capitata sont capable d'infester des mangues vertes immatures ou matures (Ekesi & Billah, 2010).

1.4.1.5. Les plantes pièges et attractifs alimentaires

Les mouches passent l'essentiel de leurs temps sur la végétation environnante. Les femelles se

rendent sur les cultures environ une heure de temps par jour pour pondre dans les fruits et légumes. Le maïs constitue une plante particulièrement attractive pour les mouches. C'est la plante piège la plus efficace. L'appât GF-120 contenant le Spinosad ou le Mazoferm peuvent être utilisés (Deguine, et al., 2011).

Cette méthode cible les mouches adultes principalement les femelles et vise à les attirer (et tuer) avant qu'elles n'attaquent les fruits. L'appât attire les mouches à une certaine distance de l'endroit d'application et induise les mouches à se nourrir. Par conséquent, les mouches ingèrent l'insecticide et sont tuées (Ekesi & Billah, 2010) ; (Deguine, et al., 2011).

1.4.3 Technique d'annihilation des mâles (MAT)

La technique d'annihilation des mâles (Male Annihilation Technique en anglais) est une stratégie de contrôle qui implique le déploiement d'une densité de stations de piégeage contenant un leurre mâle combiné avec un insecticide. L'objectif est de réduire les populations de mouches des fruits mâles à des niveaux bas afin d'avoir un taux d'accouplement réduit. Le MAT est actuellement promu par l'ICIPE et l'IITA en Afrique comme une composante de la stratégie de lutte intégrée pour les mouches des fruits ravageuses Bactrocera, Ceratitis et Dacus. Les leurres sont des paraphéromones tels que le Méthyl-Eugénol (ME), le Cuelure (CU), Trimedlure (TRI), l'Acétate de terpinol peuvent être utilisés avec un insecticide comme le Malathion, le Fipronil, le Spinosad et déployés dans les vergers et leurs périphéries (Ekesi & Billah, 2010). Au Sénégal le Malatrap est utilisé (DPV, 2014). Les abeilles, les coccinelles, les microguêpes et tous les autres insectes ne réagissent pas à cette odeur (Deguine, et al., 2011) ; (Manrakhan, et al., 2009).

Photo 14: Piège en seau de fabrication locale à plus de 1,5 m du sol (Ndiaye, 2007)

1.4.4. Les stations d'appâts : traitement par tâche

Une station d'appât est un dispositif distinct qui combine un leurre ou un appât avec un produit

toxique qui attire et tue les mouches des fruits avec ou sans retentions des mouches. Les stations pourraient être un dispositif récupérable ou biodégradable (écales de noix de coco) qui peut rester sur le terrain. L'attractif qui peut être utilisé dans les stations d'appâts peut être spécifique aux mâles (Méthyl-Eugénol, Cuelure...) ou peut être généralisé (mâle et femelle) avec l'utilisation par exemple du Mazoferm ou le GF-120 (Ekesi & Billah, 2010) ; (Zakari-Moussa, et al., 2012) ; (Zakari-Moussa, et al., 2014) ; (Vayssières, et al., 2010).

1.4.5. La lutte biologique

La lutte biologique est le choix spécifique et l'utilisation des organismes bénéfiques (parasitoïdes, prédateurs, ou des agents pathogènes), également dénommées « amis des agriculteurs », pour réduire les dommages causés par un ravageur ou une espèce liée étroitement à un ravageur. Il existe trois principaux types d'approches de lutte biologique qui ne s'excluent pas mais se recoupent souvent (Ekesi & Billah, 2010):

? lutte biologique classique : il s'agit de l'importation des ennemis naturels exotiques pour contrôler un ravageur exotique ;

? lutte biologique augmentative : il s'agit de l'élevage en masse et des lâchers supplémentaires d'ennemis naturels sur le terrain ;

? lutte biologique de conservation : ceci implique la manipulation de l'environnement de telle manière que l'activité et l'efficacité des ennemis naturels autochtones naturels comme agent de lutte biologique est améliorée.

1.4.5.1 Utilisation des parasitoïdes

Les parasitoïdes se référant à un groupe d'insectes bénéfiques, dont les stades immatures se développent sur ou dans un insecte-hôte unique (ravageur), pour finalement l'éliminer. Les parasitoïdes utilisés appartiennent à l'ordre des Hyménoptères et aux familles des Braconidae, Figitidae, Diapiridae, Pteromalidae (Ovruski & Schliserman, 2012).

En Afrique, l'une des réussites les plus remarquables de la lutte biologique classique contre les mouches des fruits est attribuée à l'utilisation des parasitoïdes des oeufs, Fopius arisanus, contre bactrocera dorsalis. (Ekesi & Billah, 2010) (Lux, et al., 2003) (Mouhamed, et al., 2010). Récemment, un nouveau parasitoïde a été découvert contre Ceratitis capitata (Wiedemann) aux Açores, il s'agit de Aphaerata ceratitivora (Hymenoptera, Braconidae) (Achterberg, et al., 2012) (Ovruski & Schliserman, 2012) (Montoya, et al., 2012) (Garcia & Ricalde, 2013) .

1.4.5.2. Les prédateurs

Un prédateur est essentiellement un organisme qui se nourrit de ses proies directement et qui

peut en consommer un grand nombre au cours de sa vie. (Ekesi & Billah, 2010). A l'IITA, au Bénin, la fourmi tisserande africaine Oecophylla longinoda utilisé pour la suppression des mouches des fruits (Mele, et al., 2007). D'autres prédateurs naturels peuvent jouer un rôle dans le contrôle des mouches comme les Syrphes (prédateur de pucerons), les coccinelles, les araignées telluriques avec leurs toiles au niveau du sol (Deguine, et al., 2011).

1.4.5.3. Les agents pathogènes

Un pathogène est un organisme pathogénique, généralement une bactérie, un champignon, un

protozoaire ou un virus. Les champignons pathogènes peuvent être utilisés pour la suppression des mouches des fruits en ciblant l'adulte ou les stades larvaires à la pupaison. La recherche à l'ICIPE a identifié un puissant isolat de champignon (isolat Metarhizium anisopliae ICIPE 20) (Ekesi & Billah, 2010). D'autres champignons de la même classe (Hyphomycetes) ont été testés sur différentes espèces de mouches des fruits (Sanjaya, et al., 2013) (Awuor, 2010) (Toledo, et al., 2006). Il a été testé aussi l'efficacité d'une souche de Bacillus thuringiensis sur la mouche méditerranéenne au Maroc (Aboussaid, et al., 2009) (Alfonso Molina, et al., 2010) (Che Raghi, et al., 2012) ; (Shi, et al., 2012) ; (Daniel & Baker, 2013) ; (Ekesi, et al., 2014) ; (Ming-Zhe, et al., 2014)

1.4.5.4. La Technique de l'Insecte Stérile (TIS)

C'est une technique de contrôle génétique où on se sert de l'espèce pour son contrôle. Elle

consiste à produire à grande échelle, les mouches mâles nuisibles à contrôler et la libération de ces insectes stériles sur le terrain. Les mouches mâles stériles s'accouplent avec les mouches

sauvages mais ne génèrent pas de descendants. (MOSCAMED, 2014) (Quilici & Vayssières, 2010) (Juan-Blasco, et al., 2014).

1.4.6. Traitements post-récolte

1.4.6.1. Effet des traitements à la chaleur

Les traitements thermiques de quarantaine n'ont pas encore été bien introduits en Afrique de

l'Ouest. Un essai a été conduit au Burkina Faso en 2012, dont l'objectif est de tuer les oeufs et les larves de la mouche B. dorsalis présents dans des fruits de qualité commerciale. Un réservoir équipé d'un élément chauffant et d'une pompe à eau avec capteur a été utilisé. Un traitement à l'eau chaude, entrainant une température à coeur de 46,5 °C pourrait être la base d'un traitement de quarantaine pour les mouches des mangues ouest-africaines (Self, et al., 2012). La chaleur peut être aussi obtenue par utilisation d'air chaud forcé ou de vapeur chaude car une température supérieure à 45°C tue les larves et les oeufs des mouches. Ces traitements sont ensuite suivis ou non d'un refroidissement rapide des fruits qui peut être réalisés par ventilation (air froid) ou par hydrocooling (eau) (Ducamp Collin, et al., 2007) .

1.4.6.2. Traitement aux micro-ondes

L'emploi de micro-ondes est aussi une technique permettant d'augmenter la température à coeur

1.4.6.3. Traitement par irradiation

Les irradiations aux rayons X ou gamma ont été utilisées lors du traitement des fruits de

quarantaine contre les mouches des fruits. Les recherches accomplis à Hawaii ont montré qu'avec une Krad (15-100) de rayons gamma on peut traiter beaucoup de fruits et légumes infestés par la mouche méditerranéenne des fruits (Ducamp Collin, et al., 2007) ; (Nouira, 2008) ; (Rao, et al., 2014).

1.4.7. La lutte intégrée

La lutte intégrée est un système de gestion des populations de ravageurs qui, dans le contexte

de l'environnement associé et des dynamiques des populations des espèces nuisibles, met en oeuvre toutes les techniques appropriées, d'une manière aussi compatible que possible, pour les maintenir à des niveaux inférieurs à ceux causant des dommages d'importance économique (FAO 1967). La lutte intégrée ou Integrate Pest Management (IPM) en anglais, est la combinaison de ces différentes méthodes de lutte contre les mouches des fruits pour une bonne production de mangues et l'utilisation de traitements chimiques avec des pesticides à seuil.

1.5. Metarhizium acridum

Metarhizium anisopliae var acridum (Driver et Milner) a été élevé au rang d'espèce sous le nom de M. acridum (Driver et Milner) J.F. Bischoff, Rehner et Humber (Bischoff, et al., 2009). Selon Bischoff et al. 2009, la taxonomie de M. acridum se présente comme suit :

Beauveria bassiana (Bals.) et Metarhizium anisopliae (Met.) Sorokin sont deux espèces de champignons entomopathogènes, appartenant au groupe des Hyphomycetes, qui sont les habitants naturels du sol, où ils se trouvent infecter un large éventail d'espèces d'insectes qui passent au moins une étape de leur cycle de vie dans le sol (Toledo, 2006).

Metarhizium acridum infecte une large gamme d'insectes y inclus des insectes nuisibles et des entreprises ont développé de biopesticides contenant les spores de ce champignon à travers le monde. En général, il y a une souche efficace pour chaque groupe d'insectes, par exemple les termites, les mouches des fruits, les thrips, les moustiques etc. Il y a deux types de formulations du Metarhizium : une formulation sèche et une formulation huileuse (Kooyman, 2010).

1.5.1. Modes d'infection du Metarhizium acridum

La voie la plus commune d'infection par les champignons entomopathogènes est via le tégument externe bien que l'infection par le tube digestif et les stigmates soient possible. Le processus est caractérisé par une série d'évènements systématiques et intégrés. Il va de l'attachement de la spore au corps de l'insecte, à sa germination, la pénétration dans la cuticule, sa croissance et sa prolifération à l'intérieur de l'hôte (AGRHYMET, 2010). Le développement de la maladie fongique se fait en plusieurs étapes :

1.5.2. Fixation, germination et pénétration du champignon sur l'hôte

1.5.2.1. Fixation : interactions hydrophobes

La cuticule de l'insecte est le premier obstacle à franchir par les spores fongiques. Les conidies

et la cuticule sont hydrophobes, ce qui provoque une interaction passive entre elles. Plusieurs facteurs sont présumés contribuer à cette interaction notamment la structure de la couche cuticulaire et la couche de protéines hydrophobes de la paroi cellulaire. Les protéines hydrophobes produisent de l'hydrophobine qui va faciliter l'initiation de l'adsorption non spécifique des conidies à la surface de la cuticule et la formation subséquente d'appressoriums fongiques.

1.5.2.2. Germination et pénétration fongique

Pour germer, la plupart des champignons entomopathogènes ont besoin de nutriments

exogènes. La cuticule, à partir de sa couche externe, dispose de lipides, d'alcanes, des acides aminés, des sucres complexes (acétylglucosamines), des alcools secondaires, du glucose, de la chitine, de l'amidon, des acides gras qui servent de sources d'éléments nutritifs pour la germination des champignons.

Afin de pénétrer la cuticule pendant la germination, les champignons utilisent leurs appressoriums pour s'attacher fermement à la cuticule et utiliser la pression physique ainsi qu'une batterie d'enzymes (protéases, chitinases et lipases) qui dégradent et affaiblissent la cuticule. Les hyphes pénètrent dans la cuticule pour atteindre l'hémocèle. Une fois dans l'hémocèle, les hyphes se divisent en parties appelées cellules fongiques qui se multiplient à travers la formation de bougeons. Pendant la pénétration de la cuticule, le champignon produit un pigment rouge, l'oosporéine, qui pousse la cuticule à virer au rouge (Photos 16 et 17) (AGRHYMET, 2010).

Photo 16: Cadavres de B.dorsalis femelle (position dorsale et ventrale) (Faye, 2014)

Photo 17: Mouches mortes mâle et femelle de C.capitata de coloration rose tuées par le
Metarhizium acridum (Faye, 2014)

1.5.3. Les réponses immunitaires de l'hôte

1.5.3.1. La réponse humorale

Les phénoxylidases, les lectines, les peptides et les protéines cuticulaires agissent en réponse

humorale immunitaire pour entraver la germination des conidies au niveau de leurs de fixation sur la cuticule. Cependant, ce processus n'est pas encore bien connu.

1.5.3.2. La réponse immunitaire cellulaire

Les B-1-3 glucans produites par les parois de cellules fongiques activent la réponse immunitaire

cellulaire par des cellules spécialisées qui reconnaissent et encapsulent ces dernières par phagocytose. Les hémocytes et les plasmocytes s'agrègent au niveau de la zone de la

pénétration fongique ce qui suggère la libération d'un signal chimique dans l'hémolymphe au cours du processus initial de pénétration. Les granulocytes s'adhèrent aux cellules fongiques pour provoquer la lyse de sa paroi cellulaire (Awuor, 2010).

Cependant, Metarhizium acridum est capable d'éviter les hémocytes en exprimant dans les 20 minutes un gène Mcl qui donne le code d'une protéine qui ressemble à celui du collagène. Cette dernière migre vers la paroi cellulaire où elle masque les ß-1-3 glucans afin d'éviter leur détection par les cellules du système immunitaire de l'insecte (AGRHYMET, 2010).

1.5.4. La sporulation

La germination va dépendre des conditions environnantes et aussi de la physiologie de l'hôte (composition biochimique de la cuticule de l'hôte), qui peuvent la favoriser ou l'inhiber Pour se développer, les cellules fongiques absorbent les nutriments de l'hémolymphe et ainsi elles entrent en concurrence avec l'hôte. Lorsque l'humidité relative est assez élevée, le champignon pénètre la cuticule en commençant par les articulations où cuticule est plus mince et sporule à l'extérieur du cadavre.

Photo 18: Sporulation du Metarhizium acridum au niveau des articulations en A et de
l'ébauche alaire de Bactrocera dorsalis en B (Faye, 2014)

Chapitre II : Matériels et méthodes

L'étude de l'efficacité de l'entomopathogène Metarhizium acridum sur les larves et les adultes

des mouches des fruits a été conduite entre le 30 Juin 2014 et le 15 Septembre 2014. Les locaux du laboratoire d'Entomologie, des Entomopathogènes et de Zoologie Agricole de la Direction de la Protection des Végétaux (DPV) de Dakar (Sénégal).

Pour les travaux de laboratoire, chacun des tests lancés a son propre matériel et sa méthodologie qui lui est propre.

2.1. Conditions expérimentales

Les tests sur les mouches adultes ont été faits en condition de laboratoire, la température

constante a été réglée à 26 #177; 2 °C et l'humidité relative était comprise entre 55-75 #177; 5 % ont été enregistrées grâce au thermo-hygromètre (Photo 19). Les tests sur les larves ont été faits dans les conditions ambiantes.

2.2. Matériel

2.2.1. Matériel de préparation, d'inoculation, de comptage des conidies

Dans le cadre du test de viabilité des spores, de la préparation des solutions fongiques et du calcul de la concentration du nombre de conidies par millilitre de solution, il a été utilisé (Photo 20) :

? pour la préparation du milieu : un erlenmeyer, une plaque chauffante avec un agitateur magnétique, du Sabouraud Dextrose Agar (SDA), une spatule, une balance Mettler-Toledo, des boîtes de Pétri, de l'eau distillée, l'autoclave, des flacons de 200 ml ;

? pour la préparation des solutions fongiques et inoculation des milieux : une spatule, des tubes des Falcon, de l'eau distillée, du Tween-80, une micropipette de 40 ul, un portoir, un vortex ;

? -pour le calcul de la concentration de spores et le test de germination : un microscope optique, un hémocytométre de Neubauer, une micropipette, un compteur.

Photo 20: Matériel pour le test de germination : 1 Hémocytomètre, 2 micropipette, 3 embouts, 4 microscope, 5 tubes de Falcon et portoir, 6 vortex, 7 lamelles, 8 boîtes de Pétri, SDA, 10 balance Mettler-Toledo et 11 Tween-80

2.2.1. Matériel d'élevage

Pour la collecte des données sur la température et sur l'humidité relative en conditions contrôlées, il a été utilisé un thermo-hygromètre (Hobo) qui enregistre les données téléchargeables via un ordinateur (Photo 19). Pour les insectes adultes, des cages en plexiglas démontables (150 × 150 × 240 mm) (Photo 21) BugDorm - 1 ont été utilisées avec les trois bords tapissés de mailles fines et le quatrième bord en plexiglas où se trouve une ouverture pour les manipulations. Pour le test sur les larves des tentes d'élevage (60 cm x 60 cm x 60 cm) dont les deux côtés sont tapissés d'un tissu aux mailles fines et les deux autres, faits d'un imperméable transparent pour pouvoir compter les individus à travers (sur l'un de ces côtés se trouve une ouverture pour permettre la manipulation, l'alimentation des insectes et le

nettoyage). Des bocaux confectionnés à partir de bouteilles d'eau vide ont été utilisés pour contenir le sable mélangé avec les spores sèches et les mangues infestées. Les insectes ont été nourris avec du sucre pure de canne et des flacons avec du coton imbibé d'eau

Photo 21 : Cages en 1 et tentes en 2 d'élevage au laboratoire 2.2.2. Matériel d'incubation

Pour l'incubation des cadavres d'insectes, il a été utilisé des boîtes de Pétri en verre de 10 centimètre de diamètre, du papier buvard, de l'eau de javel, de l'alcool, de l'eau distillée, un incubateur (Photo 22).

2.2.3. Matériel d'observation

Pour le comptage des spores du test de germination, un microscope optique à été utilisé. Pour les observations (Photo 23) concernant la sporulation du champignon sur les cadavres des

insectes, un stéréomicroscope branché à un écran de télévision a été utilisé. Ce dispositif a permis d'observer à de forts grossissements les insectes, de bien voir la germination du champignon sur leurs corps et de pouvoir prendre des photographies.

Photo 23: Matériel d'observation au laboratoire 2.3. Matériel biologique

2.3.1. Metarhizium acridum

La formulation sèche des spores du Metarhizium acridum utilisée dans le cadre de nos tests a été obtenue de SENBIOTEC SA du Sénégal en 2012. Les spores sont sous forme de poudre sèche verdâtre et conditionnées dans un sachet en aluminium plastifié de 300 grammes. Chaque gramme de poudre contient 5 x 10¹⁰ spores avec une viabilité supérieure ou égale à 85 %, à l'emballage du produit.

2.3.2. La mouche

2.3.2.1. Ceratitis capitata (Wiedemann)

Les mouches proviennent de Hilo, Hawaii, et sont importées par le laboratoire de Zoologie Agricole de la DPV pour les besoins de la lutte biologique contre les mouches des fruits au Sénégal.

Le lot de pupes a été pesé et séparé dans deux pots en plastique et mis dans une tente d'élevage.

Après émergence, les adultes de C. capitata ont été alimentés avec de l'hydrolysat de sucre et l'eau contenue dans des flacons avec du coton qui sont renouvelés tous les deux à trois jours.

L'entretien du local, de la tente et des cages d'expérimentation est fait quotidiennement. Les mouches mortes sont récupérées à l'aide d'un pinceau. Les cages utilisées avec le Green

Muscle^® sont rincées avec de l'eau de javel et de l'eau pour un prochain usage. Des adultes, de 8 à 12 jours, actifs pour la reproduction ont été utilisés.

2.3.2.2. Bactrocera dorsalis (Hendel)

Elles proviennent de mangues infestées récupérées au niveau de vergers fortement infestés de la Casamance et mises en incubation dans des pots en plastiques contenant du sable. Les pupes ont été récupérées et mises dans des cages en plastique. Les adultes ont été mis dans des cages en plexiglas avec de la nourriture et de l'eau. Le même traitement avec les Cératites a été respecté comme pour la Cératite. Les adultes âgés de 10 à 14 jours et sexuellement actifs ont été utilisés.

2.3. La méthodologie

2.3.1. Test de viabilité des spores du Metarhizium acridum

Metarhizium acridum est produit et vendu sous différents noms en Afrique et en Australie. Le produit élaboré en Afrique, appelé Green Muscle^®, est manufacturé en Afrique du Sud et au Sénégal. Il peut être fourni sous formes de spores sèches (formulation TC) ou de concentré miscible à l'huile (formulation OF). Puisque le produit peut être affecté par des températures élevées pendant le transport et/ou le stockage, il est toujours bon de tester la viabilité des pores avant emploi. Un échantillon des spores sèches est prélevé avant et après l'application pour déterminer le pourcentage de spores viables utilisées.

Cet échantillon est dilué avec de l'eau mélangé avec du Tween 80. La viabilité est mesurée en estimant le pourcentage de germination des spores après une incubation de 24 heures entre 25 et 26°C dans 5 boîtes de Pétri contenant du Sabouraud Dextrose Agar (SDA). Après l'incubation, le nombre de spores germées et non germées est noté en utilisant le microscope (X40). Les pourcentages de germination vont être calculés selon la formule suivante (Mohamed & Diallo, 2007) :

2.3.1.1. Préparation du milieu de culture

Le milieu de culture utilisé pour les tests de viabilités des spores est le Sabouraud Dextrose Agar (SDA). La préparation d'un litre de milieu de culture a consisté à peser 45 g de SDA à l'aide d'une balance de précision (Toledo). La quantité de SDA pesée a été versée dans un erlenmeyer, chauffée avec une plaque chauffante et homogénéisée à l'aide d'un barreau magnétique jusqu'à la dissolution complète du SDA. Le mélange obtenu est ensuite versé dans une éprouvette graduée et ajustée à 1 litre avec de l'eau distillée. Le milieu ainsi obtenu est réparti dans cinq bouteilles de 250 ml, à raison de 200 ml par bouteille. Les bouteilles ont été mises dans l'autoclave pour être stérilisée à la chaleur humide à 121 ° C pendant 45 minutes, puis refroidies dans un bain marie à 55°C. Une seule bouteille a été utilisée pour le coulage dans nos 10 boîtes de Pétri et les 4 autres ont été conservées pour une prochaine utilisation.

2.3.1.2. Préparation de l'inoculant fongique

Deux solutions mères ont été préparées avec deux paquets différents de Green Muscle^®: l'un venant du congélateur et un second venant du magasin de stockage. Une quantité de 0,01 g de poudre sèche de Green Muscle^® a été pesée et placée dans un tube de Facon avec 10 ml d'eau distillée et du Tween 80. Après homogénéisation à l'aide d'un vortex pendant 5 minutes, la technique de dilutions successives a été utilisée pour ensuite ensemencer les boîtes de Pétri. La dilution 10^-2 a été utilisée pour le test de viabilité des spores (Figure 4).

A l'aide de l'hémocytomètre, la concentration de spores / ml a été déterminée pour les dilutions 10^-1 et 10^.2.

2.3.1.3. Calcul de la concentration en spores avec l'hémocytomètre Cinq carrés ont été comptés :

4. Calculer le nombre de spores moyen: Soient a et b = total pour chaque grille.

5. Utiliser 0,1 pl (microlitre) de suspension de spores de plus de 25 carrés. Soit c = concentration de spores par ml

2.3.1.4. Test de germination

Un volume de 0,1-0,2 ml de la suspension de spores (1 à 2 gouttes de pipette Pasteur) a été étalé sur la gélose et avant de placer le couvercle sur la boîte de Pétri. L'utilisation d'un microscope a permis de vérifier que les spores sont bien réparties c'est-à-dire que les spores individuelles peuvent être facilement distinguées les unes des autres. Les boîtes ainsi préparées sont incubées dans une étuve à 25 - 30 °C pendant 20 à 24 heures, puis un microscope et un compteur sont utilisés pour le comptage des spores germées et non germées. Toute spore en herbe devrait être considérée comme une spore germée. Les spores germées et non germées ont été comptées en déplaçant le champ de vision du microscope de façon à couvrir une large zone de la boîte de Pétri jusqu'à avoir 100 spores (germées + non germées).

2.3.2. Test de quantification du nombre de spores collectée par mouche

Cette expérimentation effectuée sur C. capitata et sur B. dorsalis est destinée à déterminer le nombre de conidies qu'une seule mouche a pu collecter après une exposition au substrat traité. Dix-huit mouches (9 par espèce) mâles et femelles de B.dorsalis et de C.capitata adultes, contenues dans une cage en plexiglas (150 X 150 X 240 mm), ont été exposées à 0,3 ; 0,15 et 0,075 g de spores de Metarhizium réparties de façon uniforme sur un tissu en velours contenu

dans trois chambres d'auto-inoculation fait à partir d'un flacon vide. Les mouches ont séjourné dans la chambre de contamination respectivement pendant 1, 2 et 3 minutes avec 2 répétitions par temps de séjours. Immédiatement après l'exposition, 10 mouches vont être placées individuellement dans des tubes de Falcon contenant 2 ml d'eau mélangée à 0,05% de Tween-80. Les tubes vont être agités avec un vortex pendant 5 minutes pour enlever les spores du corps et des pattes de l'insecte. Le nombre de spores est ensuite estimé en utilisant un hémocytomètre.

2.3.3. Tests préliminaires de la pathogénicité des spores du Metarhizium acridum (Maximum challenge tests)

2.3.3.1. Effet du Metarhizium acridum sur les adultes de Ceratitis capitata

Vingt mouches adultes, mâles et femelles, de Ceratitis capitata, contenus dans une cage, ont été exposées à 0,3 g de spores sèches de Metarhizium acridum réparties de façon uniforme dans une chambre d'auto-inoculation à l'aide d'une spatule. La chambre est composée d'un tube cylindrique en plastique (6,8 cm de longueur et 3,5 cm de diamètre) garnie d'un tissu de velours. Une extrémité est munie d'un filet de moustiquaire et l'autre perforée d'un trou qui a servi de source de lumière pour les mouches (Dimbi et al. 2003). Chaque mouche va séjourner pendant 3 minutes dans la chambre d'inoculation et les 20 mouches sont ensuite transférées dans une cage. Une cage avec 20 mouches passées dans une chambre de contamination sans spores de Metarhizium a servi de témoin. La mortalité est enregistrée quotidiennement et le ramassage des cadavres de mouches est fait quotidiennement pendant 6 jours d'après Awuor en 2010. Les mouches mortes récupérées sont lavées dans de l'hypochlorure de sodium 2 % pendant une minute, puis dans de l'alcool 70° C pendant une minute et rincées 3 fois avec de l'eau distillée avant d'être mises en incubation pendant 3 à 5 jours dans des boîtes de Pétri contenant du papier buvard imbibé d'eau. L'expérience a été répétée 2 fois. L'étude a démarré le 05 Août 2014 et a pris fin le 11 Août 2014.

2.3.3.2. Effet du Metarhizium acridum sur les adultes de Bactrocera dorsalis

Vingt mouches adultes, mâles et femelles, de Bactrocera dorsalis, contenues dans une cage, sont exposées à 0,3 g de spores sèches de Metarhizium réparties de façon uniforme dans une chambre d'auto-inoculation. Chaque mouche a séjourné pendant 3 minutes dans la chambre d'inoculation et les 20 mouches ont été ensuite transférées dans une cage. Une cage avec 20 mouches passées dans une chambre de contamination sans spores de Metarhizium a servi de témoin. La mortalité est enregistrée quotidiennement et le ramassage des mouches mortes va se faire de façon quotidien durant 6 jours. Les mouches mortes sont lavées dans de l'hypochlorure de sodium 2

% pendant 1 minute, puis dans de l'alcool 70° C pendant une minute et rincées 3 fois avec de l'eau distillée avant d'être mises en incubation pendant 3 à 5 jours dans des boîtes de Pétri contenant du papier buvard imbibé d'eau. Les mouches témoins, non contaminées, sont dans deux cages saines. Le test est répété 2 fois.

2.3.4. Evaluation de l'efficacité de 3 doses Metarhizium acridum sur les populations de Bactrocera dorsalis et Ceratitis capitata, détermination de la LT 50 pour chaque dose

2.3.3.3.Conception expérimentale

L'expérimentation a été structurée de façon à avoir 10 mouches par cage avec 3 répétitions par dose de M. acridum. Dix mouches ont été choisies au hasard et infectées avec les 3 doses respectives de M. acridum à savoir 0,3 g ; 0,15 g et 0,075 g.

Les cages ont été disposées dans une conception complètement aléatoire dans la chambre expérimentale. La mortalité a été mesurée en pourcentage de mouches mortes à l'intérieur d'une répétition. L'analyse à un seul facteur va être utilisée pour comparer les moyennes où la mortalité a été la variable d'intérêt et la virulence du M. acridum le facteur à évaluer afin de déterminer le temps létal 50 moyen (LT50) pour chaque dose et pour chaque espèce.

Photo 24: Chambres d'auto-inoculation avec de la gauche vers la droite les doses de 0,3 g ;
0,15 g et 0,075 g de Metarhizium acridum et la chambre témoin (Faye, 2014)

2.3.3.4. Procédure expérimentale

Les adultes de C. capitata ont été contaminées avec du matériel de velours, imprégné de 0,3 g, 0,15 g et 0,075 g de spores sèches du M. acridum contenu dans trois chambres d'auto-inoculation. Les mouches ont été autorisées à séjourner pendant 3 minutes dans les chambres d'auto-inoculation Après l'installation des 3 cages témoins où les mouches ont eu à séjourner dans une chambre d'inoculation à blanc sans spores de la contamination des mouches a été

faite de façon à débuter avec la plus faible dose de Metarhizium. Par la suite les mouches contaminées ont été transférées dans des cages en plexiglas et alimentées avec du sucre pur et des flacons d'eau avec du coton imbibé. Chaque dose a été répétée 3 fois avec 10 mouches par répétition. Les témoins ont été mis à l'écart pour éviter toute contamination. La mortalité a été observée et enregistrée quotidiennement pendant 6 jours à partir de la date de contamination. Afin de vérifier les mycoses, les mouches mortes récupérées sont lavées dans de l'hypochlorure de sodium 2 % pendant 1 minute, puis dans de l'alcool 70° C pendant une minute et rincées 3 fois avec de l'eau distillée avant d'être mises en incubation pendant 3 à 5 jours dans des boîtes de Pétri contenant du papier buvard imbibé d'eau. Les mouches ont été séparées d'une distance de 1 cm pour éviter toute contamination ou transfert de spores d'un cadavre à l'autre.

La même procédure avec C. capitata a été faite avec trois répétitions plus 3 cages témoins. Les populations adultes de B. dorsalis utilisées pour ce test sont âgées de 10 à 13 jours.

2.3.5.1. Transmission horizontale chez Bactrocera dorsalis (Hendel)

2.3.5.2. Transmission horizontale chez Ceratitis capitata (Hendel)

Dix mouches femelles de Ceratitis capitata sont contaminées de façon individuelle. Les mouches ont séjourné durant trois minutes dans la chambre d'inoculation contenant 0,3 g de spores sèches. Ces mouches femelles sont ensuite transférées dans une cage d'accouplement contenant 10 mouches mâles saines. Une cage contenant le même nombre de mouches femelles passées dans une chambre de contamination sans spores avec 10 mouches mâles sains a servi de témoin. La mortalité a été enregistrée quotidiennement pendant 13 jours. Les mouches mortes récupérées sont lavées dans de l'hypochlorure de sodium 2 % pendant 1 minute, puis dans de l'alcool 70° C pendant une minute et rincées 3 fois avec de l'eau distillée avant d'être mises en incubation pendant 3 à 5 jours dans des boîtes de Pétri contenant du papier buvard imbibé d'eau. Les mouches témoins, non contaminées, seront dans deux cages saines. Le test a été répété 4 fois.

2.3.6. Effet du Metarhizium acridum sur les larves de Ceratitis capitata et de Bactrocera dorsalis

2.3.6.1. Ceratitis capitata

La méthode d'étude se fait par la technique de l'enrobage du sol qui consiste à mélanger des

quantités définies de spores avec 400 g de sable tamisée dans chaque pot en plastique, puis y placer des mangues infectées et introduites auparavant dans la tente d'élevage durant une demi-heure pour permettre aux femelles gravides de C. capitata d'accomplir la ponte. Les larves de troisième stade de C. capitata, après leur saut, feront leur pupaison dans le sable infecté. L'unité expérimentale est constituée par une mangue piquée par les mouches. Pour chaque dose, il y a 5 répétitions plus des témoins. Les pupes sont récupérées après tamisage.

Cinq formulations de sable mélangé avec le Metarhizium acridum ont été préparées avec les doses dose suivantes :

? Une dose de 1,5 gramme de spores sèches ; ? Une dose de 0,5 gramme de spores sèches ; ? Une dose de 0,3 gramme de spores sèches ; ? Une dose de 0,15 gramme de spores sèches ;

Après 10 jours (durée de la pupaison), un comptage quotidien des émergences est effectué jusqu'au 21^ème jour pour chacune des formulations.

Photo 25: Récupération des pupes de B. dorsalis par tamisage (1) et
mise en place des tentes d'élevage pour B. dorsalis (2)

2.3.6.2. Bactrocera dorsalis

Comme indiqué précédemment avec C. capitata, la même procédure a été conduite pour B.

dorsalis. Les mangues (variété Keitt et Kentt mélangées) introduites dans les pots de sables ont été sélectionnées à partir de plusieurs lots de mangues ramassées dans différents vergers infestés de la Casamance par les agents de la Protection des Végétaux et rapportées au niveau du laboratoire d'entomologie agricole de la DPV. Cinq répétitions ont été faites pour chaque dose de Metarhizium mélangé avec 400 g de sable tamisé contenu dans un pot et un témoin.

2.3.7. Analyse des données

Le logiciel Excel a été utilisé pour la saisie des données. L'analyse de la variance des taux de

survie quotidienne a été effectuée avec le logiciel GenStat 9^éme Edition. La séparation des moyennes a été faite par la méthode de la Plus Petite Différence Significative (PPDS), lorsque

le test de Student-Newman-Keuls (SNK) est significatif au seuil de 5% au moins. La transformation Arcsinus a été utilisée afin de normaliser les données de la variance (Zar, 1999). Les moyennes et les intervalles de confiance à 95% ont servi la présentation des courbes et des graphiques.

Chapitre III : Résultats

3.1. Test de viabilité des spores du Metarhizium acridum

Deux solutions de M. acridum ont été testées pour déterminer le pourcentage de spores viables. Les résultats des tests sont présentés dans le tableau 1.

L'analyse a montré qu'il n'y avait pas une différence significative entre le Metarhizium issu du magasin et le Metarhizium du congélateur (F = 0,21 ; p = 0,529). Ce test indique que les spores de l'inoculum entreposé dans les deux environnements (Magasin froid et congélateur) sont viables respectivement à 94,8 et 95,4% alors même que le taux recommandé au fabricant est d'au moins 85 %de spores viables. Pour la suite des travaux, le Metarhizium du congélateur a été utilisé.

3.2. Test de quantification du nombre conidies collectées par mouche

Trois chambres d'auto-inoculation ont été préparées pour ce test dans lesquelles nous avons réparti respectivement 0,3 g, 0,15 g et 0,075 g de spores sèches de M. acridum. Le nombre de conidies collectées par mouche a été estimé pour chacune des deux espèces (Tableau 2) après un temps de séjour d'une, de deux et de trois minutes dans la chambre.

Tableau 2 : Nombre moyen de conidies ramassées par une mouche après un temps de séjour d'une, de deux et de trois minutes dans la chambre d'inoculation

3.3. Maximum challenge test de l'effet du Green Muscle sur Ceratitis capitata (Wiedemann)

L'analyse effectuée pour avoir les moyennes de survie journalières pendant les 5 jours des tests, a montré que la survie en fonction des dates est hautement significative à partir de J 2

(DF= 4, p < 0,001) (Figure 5). Les courbes montrent une même tendance pour les deux espèces

Figure 7: Survie moyenne des populations de B. dorsalis et de C. capitata en fonction du

Les tests ont été faits durant 5 jours, du 05 au 10 Août 2014, et les tests de sporulation du 07 au 11 Août 2014. D'après les résultats des tests de sporulation, l'efficacité du Green Muscle® est satisfaisante (Tableau 3.).

Les moyennes (SE) de survie de B. dorsalis et C. capitata étaient respectivement de (59 ,42 #177; 1,841 et 58,17 #177; 1,841 au troisième jour. L'analyse de la variance a montré qu'il y avait une différence hautement significative entre les 3 différentes doses (DF= 80, p < 0,001).

Figure 8: Efficacité des différentes doses de Metarhizium acridium sur les populations de C.
capitata dans le temps

Figure 8: Efficacité des différentes doses de Metarhizium acridium sur les populations de B.
dorsalis dans le temps

Le test de Student-Newman-Keuls au seuil de 5% effectué pour la séparation des moyennes, indique qu'il n'y a aucune différence significative de l'effet entomopathogène des doses 0,15g et 0,075 g et celles-ci sont significativement différentes de la plus forte dose (0,3 g). Les figures ci-dessous montrent les différences de moyenne entre les différentes doses respectivement pour B. dorsalis et C. capitata.

Figure 10: Séparation des moyennes de survie (#177; SE) des adultes selon la dose de
Metarhizium acridum (les moyennes suivies par la même lettre ne sont pas significativement
différentes au seuil 5%)

Les temps létaux 50 (LT50) pour ont été déterminés pour les deux espèces. La dose 0,3 g est

la plus efficace avec un LT50 de 2,5 #177; 0,1 jours pour B. dorsalis et 2,8 #177; 0,1 jours chez C. capitata (Tableau 4).

Tableau 4: Temps létal 50 % (LT50) du Metarhizium acridum sur les populations de
B.dorsalis et de C.capitata

3.4. Transmission horizontale

3.4.1. Transfert des conidies des mâles vers les femelles des mouches adultes de Bactrocera dorsalis et de Ceratitis capitata

Les moyennes (SE) des moyennes de B. dorsalis et C. capitata étaient respectivement de

39,06 #177; 2,581 et 35,21 #177; 2,581 au troisième jour. Deux cages témoins ont été mises en place pour les deux espèces. L'analyse de la variance a montré qu'il y avait une différence significative pour la combinaison des facteurs Espèce - Date (DF= 11, p = 0,009). La figure

11 montre les moyennes de survie journalière des deux espèces comparée à la survie des témoins.

























0	1	2	3	4	5	6	7	8	9 10 11 12

Figure 11: Taux de survie en fonction du temps des populations de B.dorsalis et de C.capitata

Les temps létaux 50 (LT50) des femelles « donneuses » et des femelles « receveurs » sont donnés dans le tableau pour chacune des deux espèces.

Tableau 5: Temps Létaux pour 50% de survie (LT50) en jours pour les mouches mâles « donneurs » et les femelles receveuses » avec Metarhizium acridum

4.2. Transfert des conidies des femelles vers les mâles

Les moyennes (SE) de survie de B. dorsalis et C. capitata étaient respectivement de 33,23 #177; 1,210 et 30,83 #177; 1,210 au troisième jour. Deux cages témoins ont été mises en place pour les deux espèces. L'analyse de la variance a montré qu'il n'y avait pas une différence significative pour la combinaison des facteurs Espèce - Date (DF= 11, p = 0,768). Les moyennes de survies journalières sont données par la figure 12.

J 11

J 12

J 9

J 10

J 0J

J 2

J 3

J 4

J 5

J 6

J 7

J 8

% DE SURVIE

120 100 80 60 40 20 0 -20

Figure 12: Taux de survie en fonction du temps des populations adultes de B. dorsalis et de

Les temps létaux 50 (LT50) des mâles « donneurs » et des femelles « receveuses » sont donnés dans le tableau ci-dessous pour chacune des deux espèces.

4.3. Test de sporulation

Les cadavres récupérés des deux espèces et pour les deux modes de transmission ont été mis en

incubation dans des boîtes de Pétri et mises dans un incubateur. Après 72 heures d'incubation, les premières observations ont été faites à l'aide du stéréomicroscope pour voir la sporulation du champignon sur les corps des insectes. Les pourcentages moyens de la sporulation des

mouches mortes pour la transmission horizontale (TH) et la transmission horizontale inverse (THI) sont donnés dans la figure 13.

Figure 13: Pourcentages moyens de sporulation selon le mode de transmission et l'espèce

Les moyennes (#177; SE) en pourcentage de mycose des cadavres des B. dorsalis et de C. capitata selon le mode de transmission sont données dans la figure 15. L'analyse de la variance a montré qu'il n'y avait aucune différence significative entre les deux espèces pour le même mode de transmission (F= 0,05, p = 0,951) mais une différence significative est observée entre les deux modes de transmission (DF=1 ; F= 29,82 ; p = 0,012).

Photo 26: Cadavres mâle et femelle de C. capitata avec sporulation du Metarhizium sur le
corps des insectes (Faye, 2014)

Photo 27: Sporulation du Metarhizium acridum sur le cadavre d'une mouche mâle de C. capitata (Faye, 2014)

Photo 28: Début de germination du Metarhizium de couleur blanche sur le cadavre de B. dorsalis femelle (Faye, 2014)

Photo 29: Germination du champignon sur le cuticule de Bactrocera dorsalis (Faye, 2014) 6. Effets du Metarhizium acridum sur les larves des mouches des fruits

Les moyennes (SE) du nombre de pupes avortées de B. dorsalis et C. capitata étaient respectivement de 4,67 #177; 0,960 et 5,43 #177; 0,960. L'analyse de la variance a montré qu'il y avait une différence hautement significative entre les 5 doses en fonction des espèces (DF= 5 ; F= 5,58 ; p < 0,001). Le test de Student-Newman-Keuls au seuil á = 5 % effectué pour la séparation des moyennes, indique que l'effet entomopathogène des doses 0,5 g et 0,3 g n'est pas significativement différent ; l'effet de ces deux doses est par contre significativement différent de celui de la plus forte dose 1,5 g d'une part et celui des doses 0,15 g et 0,05 g d'autre part. Il n'y a pas non plus de différence entre ces deux dernières doses. La figure ci-après montre la moyenne du nombre de pupes avortées et les différences entre les doses de l'inoculum.

Figure 14: Moyennes de pupes avortées de B. dorsalis en fonction de la dose

Figure 15: Moyennes de pupes avortées de C. capitata en fonction de la dose

Photo 30: Pupes et émergences avortées de Ceratitis capitata (Faye, 2014)

Chapitre IV. Discussion

Le test de germination des spores de Metarhizium acridum a montré que pour les conidies conservées au congélateur 95,4 % sont viables contre 94,4 % pour celles entreposées dans le magasin (Tableau 1.). Ces taux sont nettement supérieurs au taux de spores viables recommandé qui est d'au moins 85 % à l'emballage pour une bonne application (AGRHYMET, 2010). Bien que le stock de Metarhizium acridum ait été livré en Février 2012, les spores ont gardé leur viabilité grâce à la conservation sous température basse. Ceci confirme les résultats antérieurs montrant que la température joue un rôle important dans la durée de conservation des spores et leur viabilité. En effet, plus la température de conservation des spores est basse (= 4 °C), plus longtemps elles peuvent garder leurs pouvoirs infectieux (AGRHYMET, 2010) ; (Mohomodou, 2013) ; (Manneh, 2013).

Le test de quantification du nombre moyen de conidies collectées par une mouche, après un temps de séjour d'une, de deux et de trois minutes dans les chambres d'auto-inoculation (Photos 32 et 33), a montré que quel que soit la dose plus le temps de séjours s'allonge plus la quantité de spores collectées augmente (Tableau 2.). B. dorsalis collecte le double de la quantité de spores collectée par C.capitata après un temps de séjour de trois minutes dans la chambre d'auto-inoculation avec 0,3 g de spores. Les résultats obtenus sont similaires à ceux trouvés avec plusieurs isolats de Metarhizium anisopliae (ICIPE 20, ICIPE 62...) (Awuor, 2010).

Les mouches, mâles et femelles, exposées directement aux spores du champignon, meurent entre 5 et 6 jours pour les populations de B. dorsalis et de C. capitata (Figures 9, 10 et 11). Il existe une différence hautement significative entre les mouches exposées et les témoins (DF= 4, F= 265 p < 0,001). Les mortalités dues aux spores du champignon ont été confirmées par les résultats du test de sporulation (Tableau 3.). Metarhizium acridum a un effet biocide sur les adultes de B. dorsalis et de C. capitata comme constaté dans les travaux antérieurs chez les acridiens (Mohamed & Diallo, 2007).

Trois doses décroissantes de Metarhizium acridum (en partant de la dose de 0,3 g utilisée par Dimbi) ont été testées chez les populations adultes de B. dorsalis et de C. capitata. Il a été noté une différence significative entre les 3 doses appliquées et le témoin (DF= 16, F= 2,16, p = 0,013). L'effet n'a pas été différent entre les doses 0,15 g et 0,075 g mais différent de la plus forte dose (Figure 14) et les LT50 selon la dose le confirment (Tableau 4.). Awuor, en 2010, avait trouvé des résultats similaires chez B. dorsalis.

Les résultats de ce test nous prouvent l'efficacité du Metarhizium acridum à de faibles doses qui ont un impact économique pour l'utilisation de ce biopesticide contre les mouches des fruits.

La transmission horizontale simple du Metarhizium acridum est le transfert des spores entre des mouches mâles en contact direct par auto-inoculation et les mouches femelles saines par contact ou par accouplement. Il existe une différence significative de la survie des individus dans le temps et selon l'espèce (DF= 11, F= 2,29, p = 0,009) (Figure17.). Le Temps létal 50 % des mâles « donneurs » est situé entre 2,4 et 2,5 jours et 5,9 à 6,7 jours pour les mouches femelles « receveuses » (Tableau 5.). Les résultats similaires ont été trouvés par Dimbi et al, 2013 chez C.capitata, C.cosyra et C.fasciventris (Dimbi, et al., 2013) ; (Sookar, et al., 2014).

La transmission horizontale inverse répond au même principe que la simple sauf qu'ici les mouches femelles sont les « donneuses » et les mouches mâles les « receveurs » (Figure 18.). Il n'existe pas de différences significatives entre la survie des deux espèces en fonction du temps (DF= 11, F= 0,67, p = 0,768). Le temps létal de 50 % de mortalité LT50 compris entre 2,7 et 2,9 jours pour les mouches « donneuses » et 6,7 et 7,6 jours chez les mouches « receveurs » (Tableau 6.). Les résultats des tests de mycoses ne présentent pas de différences significatives entre les deux espèces et pour les deux modes de transmission (Figure 19.). Des résultats similaires ont été trouvés par Toledo en 2006 et par Dimbi en 2013.

Le test a montré que les mouches sont en mesure de transmettre les spores à leurs congénères sains. La mortalité totale des individus est obtenue entre 11 et 12 jours, ce qui confirme les résultats de Dimbi (Dimbi, et al., 2013) qui a trouvé une mortalité totale après 10 jours. Le test a également montré que les mouches mâles étaient plus efficaces dans le transfert de spores, probablement dû à leur plus grande mobilité dans leurs recherches de partenaires sexuels (Tableaux 5 et 6.) (Sookar, et al., 2014).

Après les tests sur les adultes, les derniers stades larvaires sont visés par l'utilisation de l'entomopathogène Metarhizium acridum. Le champignon est mélangé avec du sable afin de créer un environnement hostile pour les larves en pré-pupaison et les pupes.

Comparé au témoin, les 5 doses testées ont montré une différence significative (DF= 5, F= 3,74, p = 0,0 07) (Figure 11). Pour B. dorsalis l'effet de la dose 1,5 g est différent de celui des doses 0,5 g, 0,3 g et 0;15 g. Cette dernière dose n'est toutefois pas différente de la plus faible dose (0,05 g). Les figures12 nous montrent le nombre moyen de pupes de de C.capitata avortées en fonction de la dose. Il existe une différence significative entre les 5 doses testées, comparées au témoin (DF= 5, F= 3,74, p = 0,0 07). Le pourcentage de pupes avortées varie pour les deux

espèces de 40 à 80 % comparativement au témoin pour lequel la variation est de l'ordre de 2 à 10 %.

Le test de Student-Newman-Keuls montre que la dose 0,3 g est différente des doses 0,5 g et 0,3 g et que ces dernières sont différentes des doses 0,15 g et 0,05 G (Figure 13).Des résultats similaires ont été trouvé chez Bactrocera zonata et Bactrocera cucurbitae à Maurice par Sookar et avec un isolat de (Sookar , et al., 2010) et par Cossentine avec le Metarhizium brunneum sur les larves pré-pupales de Rhagoletis indifferens (Cossentine, et al., 2011)

Comparé au témoin, les résultats de ce test sur les populations de larves pupales de B.dorsalis et de C. capitata montrent que le Metarhizium acridum n'est pas seulement efficace contre les populations adultes des mouches mais aussi sur leurs larves en pupaison.

Conclusion générale

Les mouches des fruits (Diptera : Tephritidae) de la mangue et des agrumes constituent une contrainte majeure à la production et la commercialisation des fruits et légumes en Afrique de l'Ouest.

La réduction des pertes de rendement en fruits et légumes dues aux mouches et l'amélioration de la qualité des fruits en éliminant les larves et les dégâts causés relèvent d'une importance capitale pour les acteurs des filières de fruits et légumes.

Cette étude a montré que la transmission horizontale des spores du champignon entomopathogène Metarhizium acridum entre les mouches par contact ou lors de l'accouplement est efficace. L'auto-dissémination des spores du champignon peut être ajoutée comme une nouvelle stratégie de gestion intégrée des mouches africaines des fruits. Lorsqu'il est mélangé au sable, Metarhizium créé un environnement hostile aux larves et aux pupes qui sont contaminées par le pathogène et finissent par en mourir.

L'isolat IMI -330 189 de Metarhizium acridum est bien connu des agriculteurs et des agents de la protection de végétaux comme un agent biologique alternatif pour le contrôle des acridiens ravageurs. Les effets nocifs sur les populations non cibles sont négligeables. Les différents résultats obtenus avec ce champignon dans notre étude montrent qu'il contrôle aussi bien les populations adultes que les populations de larves pupales de B. dorsalis et de C. capitata. De ce fait, il peut être utilisé comme un produit alternatif de contrôle biologique des populations de mouches des fruits (Diptera : Tephritidae) en Afrique.

Suite aux résultats obtenus au cours de nos travaux, l'isolat IMI-330189 de Metarhizium acridum s'avère être un excellent candidat pour le contrôle des mouches des fruits. Au regard des résultats obtenus, nous recommandons :

? De poursuivre l'étude sur l'effet de la transmission verticale c'est-à-dire l'effet du Metarhizium sur la descendance de la population de mouches des fruits contaminées par le champignon;

iii. Le mélange de spores sèches en poudre avec le sable. Une formulation en granules du Metarhizium acridum pourrait faciliter son d'application.

? Etudier la possibilité de l'intégration de Metarhizium acridum aux appâts et attractifs utilisés dans le contrôle des mouches ;

? Etudier l'effet du Metarhizium acridum chez les antagonistes non-cibles des mouches ; ? Poursuivre les travaux en laboratoire avec d'autres souches et isolats disponibles.

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