Impact de la fermentation alimentaire par les grains de kéfir sur les potentiels bioactifs de sirop de datte (phoenix dactylifera)

Année Universitaire : 2021/ 2022

Ministère de l'Enseignement Supérieur et de la

Ministère de la Santé Recherche Scientifique

Université Tunis El Manar

Ecole Supérieure des Sciences et Techniques de la Santé de Tunis

Département de Nutrition Humaine

PROJET DE FIN D'ÉTUDES

Pour l'obtention de la licence nationale en Nutrition Humaine

Présenté publiquement le 16/06/2022

Par:

Jebali Lina

Né(e) le : 21/10/2000 À Tunis

TITRE	Impact de la fermentation alimentaire par les grains de Kéfir sur les potentiels bioactifs de sirop de datte (Phoenix dactylifera)
Mots-clés	Fermentation, Kéfir, potentiels bioactifs, sirop de datte (Phoenix dactylifera)

Jury :

Président : Pr HAOUARI Mustapha Encadreur : Pr FATTOUCH Sami

Membres : - Dr GADACHA Wafa

- Mme MOUROU Basma

Année Universitaire : 2021/ 2022

Ministère de l'Enseignement Supérieur et de la

Ministère de la Santé Recherche Scientifique

Université Tunis El Manar

Ecole Supérieure des Sciences et Techniques de la Santé de Tunis

Département de Nutrition Humaine

PROJET DE FIN D'ÉTUDES

Pour l'obtention de la licence nationale en Nutrition Humaine

Présenté publiquement le 16/06/2022

Par:

Jebali Lina

Né(e) le : 21/10/2000 À Tunis

TITRE	Impact de la fermentation alimentaire par les grains de Kéfir sur les potentiels bioactifs de sirop de datte (Phoenix dactylifera)
Mots-clés	Fermentation, Kéfir, potentiels bioactifs, sirop de datte (Phoenix dactylifera)

Jury :

Président : Pr HAOUARI Mustapha Encadreur : Pr FATTOUCH Sami

Membres : - Dr GADACHA Wafa

- Mme MOUROU Basma

Remerciement

J'exprime toute ma gratitude avant tout à Dieu, le tout puissant, qui m'a donnée le courage, la force et la foi pour mener à bien ce projet.

J'aimerais ensuite remercier toutes les personnes ayant contribué de près ou de loin à la réalisation de ce projet de fin d'étude et son exécution dans le laboratoire de biochimie et biologie moléculaire à l'institut National des Sciences Appliquées et de Technologie de Tunis (I.N.S.A.T), notamment :

- Monsieur, le professeur de génie biologique à INSAT (UCAR), FATTOUCHE Sami, pour m'avoir encadrée, donnée l'opportunité de travailler avec son équipe et confiée ce sujet.

- Madame BEN ABDALLAH Rym post-doctorante, Madame LAGHA Amel, Madame CHRIFA Hana Bioingénieurs contractuelles, et Madame BEN TEMESSEK Malek thésard au Laboratoire de Biochimie et Biologie Moléculaire à INSAT, pour le temps qu'elles m'ont consacré, leurs implications, leurs orientations judicieuses et toute l'aide qu'elles m'ont apportée à chaque fois que j'en ai besoin.

- Monsieur le professeur, de Biochimie Alimentaire HAOUARI Mustapha, d'abord pour la qualité de l'enseignement qu'il m'avait assurée durant ce parcours universitaire, ensuite pour le temps, l'intérêt et les compétences apportés dans le jugement de ce travail.

- Madame GADACHA Wafa, Docteur en Sciences Biologiques à la faculté des sciences de Bizerte, d'avoir accepté de juger ce travail.

- Madame MOUROU Besma, professeur en sciences de la santé, pour sa qualité d'encadrement durant les missions des stages, et pour avoir consacrée son temps dans le jugement de ce projet de fin d'études.

- Monsieur BEN SLEMA Fathi, Professeur et chef de département de la section Nutrition Humaine à l'Ecole de Santé de Tunis, pour avoir été toujours à l'écoute de tous les étudiants.

Je ne saurai clore cette page sans remercier tout(es) les professeurs, pour leurs contributions à des degrés divers dans ma formation dans les différents niveaux (primaire, secondaire et universitaire à l'Ecole Supérieure des Sciences et Techniques de la Santé de Tunis).

Dédicace

Ce travail est dédié à tous les êtres les plus chers à mon coeur, ceux qui m'ont encouragée d'amour, d'espoir et d'affection :

- Ma mère KENNOU JEBALI Rym, qui m'a oeuvrée par son amour et son soutien permanent depuis ma naissance, et su m'inculquer l'idée de ce projet de fin d'étude et en voilà aujourd'hui son rêve qui se réalise.

- Mon père JEBALI Foued, qui a consacré sa vie pour bâtir la mienne. Il a tant sacrifié pour que je puisse réussir dans ma vie.

- Ma grand-mère paternelle FAHEM Aziza, étant élevée par elle, m'a prodiguée dès mon jeune âge toutes les valeurs nobles et la meilleure éducation qu'on puisse acquérir pour traverser tout ce chemin et réussir dans la vie.

- Ma soeur JEBALI Phedra, à qui je souhaite un avenir radieux, celle qui n'a pas cessé de m'encourager dès mon jeune âge. Elle a été toujours là pour moi aussi bien dans les joies que dans les peines.

- Mon grand-père maternel feu KENNOU Salah, qui a tant sacrifié pour laisser un patrimoine familial riche en valeurs et une grande famille, couronné de succès. Au beau vieux temps, il m'a promis de corriger mon projet de fin d'étude, malheureusement, il nous a quitté pour un monde meilleur, puisse Dieu, le tout puissant, l'avoir en sa sainte miséricorde et l'accueil dans son éternel paradis.

- Ma grand-mère maternelle FENNICHE Janette qui a été toujours pour moi, un exemple de persévérance, de courage et de générosité.

- Ma tante Dr KENNOU Houda, ainsi que son époux ACHOUR Selim pour leur support et encouragement permanant.

- Tout le reste de ma famille : Ma tante KENNOU Samira, qui restera à jamais dans nos coeurs, Mes autres tantes et leurs époux, mes oncles et leurs épouses, mes cousins et cousines.

- Ainsi que mes ami(es) AYADI Eya, BEN SAID Skander, JERAB Donia, BELDI Ameni, KHEMIRI Arij et JENDOUBI Mariem, pour leurs aides, leurs encouragements et leurs soutiens morals tout au long de la réalisation de ce travail malgré leurs nombreuses préoccupations.

Liste des abréviations et symboles

% I : Pourcentage d'inhibition

°B : Degré Brix

°C : Degré Celsius

ug : Micromètre

ug : Microgramme

uL : Microlitre

CE : Equivalent Acide Chlorogénique

EAG : Equivalent Acide Gallique

EQ : Equivalent Quercétine

g : Gramme

IL-10 : Interleukine 10

IL-1â : Interleukine 1 bêta

L : Lait écrémé

L-f : Lait écrémé-fermenté

LS : Lait écrémé-Sirop de datte

LS-f : Lait écrémé-Sirop de datte-fermenté

M : Molaire

M/v : La masse volumique

mL : Millilitre

Nm : Nanomètre

PFE : Projet de Fin d'Etude

pH: Potentiel Hydrogène

Rpm: Revolutions per minute of rotor

S : Sirop de datte

Sacch-f : Saccharose fermenté

S-f : Sirop de datte-fermenté

TSS : Taux des matières sèches solubles

UV : Ultraviolet

A : Longueur d'onde

Liste des tableaux

Tableau I : Evaluation des connaissances de l'échantillon étudié sur le kéfir du

lait 33

Tableau II : Evaluation des connaissances de l'échantillon étudié sur le kéfir de

fruit 34

Tableau III : Evaluation des connaissances de l'échantillon étudié sur le sirop de datte.

35

Tableau IV : Evaluation de la qualité sensorielle des deux échantillons 37

Tableau V : Le degré d'acceptation de l'échantillon E1 (LS-f) 38

Tableau VI : Le degré d'acceptation de l'échantillon E2 (LS) 39

Tableau VII : Le degré d'acceptation de l'échantillon E5 (S-f) 39

Tableau VIII : Le degré d'acceptation de l'échantillon E6 (S-f) 40

Tableau IX : Estimation du niveau de commercialisation de ces produits alimentaires

dans le marché Tunisien 40

Liste des figures

Figure 1 : Les dattes 4

Figure 2 : Le lait écrémé stérilisé 4

Figure 3 : Les grains de Kéfir 4

Figure 4 : Des dattes coupées en morceaux 5

Figure 5 : Des dattes cuites à 80°C 5

Figure 6 : Des dattes broyées 5

Figure 7 : Le sirop de datte 5

Figure 8 : Les échantillons préparés et codés 7

Figure 9 : L'appareil de mesure du pH : Le pH-mètre 7

Figure 10 : L'appareil de mesure de l'indice de réfraction : Le refractomètre 8

Figure 11 : La centrifugeuse 9

Figure 12 : Le matériel nécessaire pour le dosage des polyphénols 10

Figure 13 : Variation de pH dans les huit échantillons, pendant

14 jours 15
Figure 14 : Variation des matières sèches solubles dans les huit échantillons,

pendant 14 jours 18
Figure 15 : Variation du poids des grains de Kéfir dans les échantillons, pendant

14 jours 21
Figure 16 : Variation des polyphénols totaux entre les huit échantillons, pendant

14 jours 24
Figure 17 : Variation des flavonoïdes totaux entre les huit échantillons, pendant

14 jours 27
Figure 18 : Variation des pourcentages d'inhibitions anti-DPPH entre les huit

échantillons, pendant 14 jours 30

Table des matières

1. Introduction générale 1

2. Objectifs et stratégie de travail .3

3. Matériel et méthodes 4

3.1 Matériel ..4

3.1.1 Matériel biologique 4

3.1.2 Appareillages 4

3.1.3 Verreries et autres matériels 4

3.1.4 Produits chimiques, réactifs et solvants 5

3.2 Méthodes 5

3.2.1 Production de sirop de datte 5

3.2.2 Production de sirop de datte fermenté par les grains de kéfir 6

3.2.3 Préparation des échantillons 6

3.2.4 Détermination de pH 7

3.2.5 Détermination des matières sèches solubles 8

3.2.6 Détermination du poids des grains de kéfir 8

3.2.7 Centrifugation des échantillons 9

3.2.8 Détermination du taux des polyphénols totaux 9

3.2.9 Détermination du taux des flavonoïdes 11

3.2.10 Détermination du pouvoir antioxydant 12

3.2.11 Evaluation de la qualité organoleptique des échantillons 13

3.2.12 Recherches bibliographiques 13

3.2.13 Méthodes statistiques 14

4. Résultats 15

4.1 Variation de pH 15

4.2 Variation de taux des matières sèches solubles 18

4.3 Evolution du poids des grains de Kéfir 21

4.4 Variation de la teneur en polyphénols totaux 23

4.5 Variation de la teneur en flavonoïdes totaux 26

4.6 Variation du pouvoir antioxydant 29

4.7 Evaluation des caractéristiques organoleptiques 32

5. Discussion 42

5.1 Variation de pH 42

5.2 Variation de taux des matières sèches solubles 44

5.3 Evolution de poids des grains de Kéfir 45

5.4 Variation de la teneur en polyphénols totaux 46

5.5 Variation de la teneur en flavonoïdes totaux 49

5.6 Variation du pouvoir antioxydant .. 52

5.7 Evaluation des caractéristiques organoleptiques 54

6. Conclusion 56

Références bibliographiques 57

1

1.Introduction générale

Pendant des milliers d'années, la fermentation alimentaire été une majeure partie des habitudes et des traditions alimentaires des êtres humains [1]. Elle était l'un des moyens les plus anciens et les plus économiques pour la transformation et la conservation des denrées consommées [2].

Le processus de la fermentation alimentaire fait intervenir différents types de ferments à savoir les bactéries, les moisissures et les levures. Cette grande diversité de micro-organismes permet la réalisation de multiples fermentations : lactique, alcoolique, acétique et propionique [3].

Il existe notamment des ferments formés par une symbiose de levures et de bactéries, tel que les grains de kéfir. Ce mélange de micro-organismes s'interagit pour produire le boisson kéfir, dont sa composition est identifiée en fonction du type de substrat utilisé pour la fermentation, à savoir le kéfir laitier ou non laitier [4].

Le kéfir du lait est une boisson laitière générée par la fermentation du lactose issue du lait cru de vache, de chamelle, de chèvre ou de brebis [4]. Ce produit représente un aliment complet, puisqu' il possède des glucides, lipides et des protéines dont la teneur en acides aminés essentielles est plus élevée que celui du lait utilisé comme substrat de fermentation [5,6]. Cet aliment est aussi une source importante de vitamines et d'oligoéléments notamment le magnésium, le zinc et le calcium [5]. De plus, pendant le processus de la fermentation, des micro-organismes probiotiques et des composés bioactifs sont produits. Ce qui favorise le Kéfir à être [7] :

· Un aliment Hypo-tenseur, en produisant des peptides inhibiteurs de la conversion de l'angiotensine I en angiotensine II [8]. Par conséquent, ces derniers inhibent la production d'aldostérone, une hormone qui favorise l'augmentation de la concentration du sodium sérique, provoquant ainsi une augmentation de la pression artérielle [9].

· Un aliment Anti-diabétique, en augmentant l'activité inhibitrice de l'á-glucosidase. Cette dernière est une enzyme pancréatique capable de diminuer le taux de la glycémie postprandiale [10].

· Un aliment Anti-inflammatoire, d'une part, en augmentant l'expression de cytokine anti-inflammatoire (IL-10), et d'autre part en réduisant l'expression de la cytokine pro-inflammatoire (IL-1â) [11].

·

2

Un aliment Anti-cancéreux, en supprimant l'initiation de la croissance tumorale par la gêne de certaines enzymes aboutissant à la conversion des pro-cancérogènes en cancérogènes [5].

· Un aliment toléré chez les individus ayant une intolérance au lactose. Puisque, d'une part le kéfir du lait contient naturellement la B-galactosidase, qui est absente (ou bien faiblement présente) chez les personnes ayant une incapacité à digérer le lactose [12,13]. D'autre part, lors de la fermentation, les bactéries lactiques transforment le lactose en acide lactique [14].

Toutefois, le kéfir non laitier, connue sous le nom de Kéfir de fruit, est une boisson issue de la fermentation d'une solution sucrée par les grains de ce dernier. Cette solution peut être un extrait de jus ou de sirop de fruit tel que le sirop de datte [15].

Puisque l'essor de la culture du palmier dattier (Phoenix dactylifera) en Tunisie date d'il y a plus de sept siècles dans le Sud tunisien, des habitudes et des moeurs alimentaires se sont développées autour de cet aliment, poussant ainsi les oasiens à développer des méthodes de valorisation et de transformation du reste de leurs récoltes supposées être de faible valeur marchande à des sous-produits dattiers très appréciés localement tel que le jus ou le sirop de datte [16,17].

Ce projet s'attachera donc à faire de la Tunisie un leader dans les produits transformés des dattes, à travers la production d'un probiotique naturel à base des grains de kéfir additionnés au sirop de datte.

2.Objectifs et stratégie de travail

3

Dans le présent projet de fin d'études en Nutrition Humaine, nous envisageons de préparer une boisson probiotique à base de lait écrémé et de sirop de datte fermenté par les grains de Kéfir. Pour cela, nous avons préparé huit échantillons, de composition différente : Des échantillons à base de lait écrémé stérile, séparées ou en mélange avec le sirop de datte (11,2%), fermenté ou non. Un échantillon de (11,2%) sirop de saccharose fermenté par les grains de Kéfir, et aussi des grains de ce dernier maintenu dans de l'eau distillée. Ces échantillons seront étudiés pour évaluer l'influence de la fermentation par les grains de Kéfir durant 14 jours sur :

· Les caractéristiques physico-chimiques des produits fermentés : pH, poids des grains de kéfir et taux des matières sèches solubles.

· Teneur et activité antioxydante des molécules bioactives présentes dans les produits fermentés : polyphénols totaux, flavonoïdes totaux, ainsi que le pouvoir antiradicalaire anti-DPPH.

· La qualité sensorielle des produits fermentés : le gout, l'odeur, la couleur et la texture.

4

3. Matériels et méthodes

Cette étude descriptive prospective a été réalisé dans le laboratoire de biochimie et biologie moléculaire de l'I.N.S.A. T, en février 2022.

3.1 Matériel

3.1.1 Matériel biologique

Durant ces expériences, nous avons utilisé :

- Des datte (1 kg) de la variété Allig, de faible valeur marchande acheté du marché hebdomadaire de Beni Khaled en Février 2022. (Figure 1)

- Du lait écrémé (1 Litre ; marque Délice) acheté d'un magasin local. (Figure 2)

- Des grains de kéfir (maintenu par un parent depuis 4 mois par repiquage quotidien dans du lait frais écrémé). (Figure 3)

Figure 1 : Les dattes Figure 2 : Le lait écrémé 2 Matéil de laborato stérilisé 3.1.2 Appareillages Quant au matériel, nous avons utilisé :

Figure 3 : Les grains de Kéfir

- Une plaque chauffante (DLAB), Un bain marie, un incubateur (LABNET), une centrifugeuse (BECKMAN COULTER), un pH-mètre (BIOBASE), une balance de précision (SARTORIUS), un refractomètre (ATAGO), un spectrophotomètre UV-visible (OPTIZEN), un vortex (BOECO), un mixeur (KENWOOD), un autoclave type cocotte-minute et une hotte à flux laminaire.

3.1.3 Verreries et autres matériels

Lors de ces expériences, nous avons utilisé :

- Des éprouvettes graduées stériles, des micropipettes avec des icones stériles, des tubes à essais en verre stériles, des tubes Eppendorf stériles (1,5 mL), une gaze pour filtration et des spatules.

5

3.1.4 Produits chimiques, réactifs et solvants Lors de cette étude, nous avons utilisé :

- Eau distillée, Réactif Folin Ciocalteau et solution carbonate de sodium (Na2CO3) : (Des réactifs utilisés pour la mesure des phénols totaux), le réactif 2,2-diphényl-1-picrylhydrazyl (DPPH) et le Méthanol (100 %) (Des solutions utilisées pour déterminer le pouvoir antioxydant des préparations bioactives). Et une solution de nitrite de sodium (NaNo2), de chlorure d'aluminium (AlCl3) et d'hydroxyde de sodium (NaOH) (des composés chimiques utilisés pour déterminer la concentration en flavonoïdes totaux).

3.2 Méthodes

3.2.1 Production de sirop de datte

La production de sirop de datte a été réalisée en suivant la méthode décrite par Mimouni et Siboukeur, avec quelques modifications [18] :

La première étape consiste à laver les dattes par l'eau distillée, afin d'éliminer les poussières et les débris végétaux. Suivi d'un dénoyautage et découpage des dattes en petits morceaux, pour augmenter la surface de contact avec l'eau et par conséquent extraire le maximum de jus. La portion des dattes a été additionnée du double de son poids en volume d'eau distillée [19]. Le mélange obtenu a été cuit sur une plaque chauffante pendant 90mn à 80°C, puis broyé et filtré à l'aide d'une gaze de filtration. Enfin pour avoir une texture sirupeuse, le mélange filtré a été encore une fois concentré par évaporation de l'eau à 80 °C jusqu'à l'obtention de 25°B [15].

Les figures 4,5,6 et 7, représentent les principales étapes nécessaires pour la production de sirop de datte.

Figure 4 : Des dattes Figure 5 : Des Figure 6 : Des Figure 7 : Le sirop

coupées en morceaux dattes cuites à 80°C dattes broyées de datte

6

3.2.2 Production de sirop de datte fermenté par les grains de kéfir

Afin d'éliminer la contamination bactérienne, le lait écrémé et le sirop de datte ont été stérilisés à 100 °C pendant 30 minutes, et toutes les manipulations exercées dans ce travail, ont été réalisées dans des conditions aseptiques sous une hotte à flux laminaire.

3.2.2.1 Production de sirop de datte fermenté par le kéfir du lait

La production de sirop de datte fermenté par le kéfir du lait a été initié par une addition de 50 mL du lait stérilisé à 5mL de sirop de datte stérilisé et à 1,5 g des grains de kéfir nettoyés par l'eau distillée stérile [15]. Le mélange a été agité puis incubé à 25°C, durant toute la période de l'expérimentation.

3.2.2.2 La production de sirop de datte fermenté par le kéfir de fruit

La production de sirop de datte fermenté par le kéfir de fruit a été réalisée à partir d'une addition de 50 mL d'eau distillée stérile à 1,5 g de grains de kéfir et 5 mL de sirop de datte stérilisé. Suivie d'une agitation puis une incubation dans un incubateur à 25°C, pendant toute la période de l'expérimentation.

3.2.3 Préparation des échantillons

Les échantillons préparés avaient le même volume final : 56 mL

Ø E1 (LS-f) : 50 mL de lait écrémé stérilisé + 5 mL sirop de datte stérilisé (11,2 %) + 1,5 g grains de kéfir.

Ø E2 (LS) : 50 mL de lait écrémé stérilisé + 5 mL sirop de datte stérilisé (11,2%) + 1 mL d'eau distillée (le volume de 1,5 g grain de kéfir).

Ø E3 (L-f) : 50 mL de lait écrémé stérilisé + 5 mL du l'eau distillée + 1,5 g grains de kéfir.

Ø E4 (L) : 50 mL de lait écrémé stérilisé + 6 mL du l'eau distillée.

Ø E5 (S-f) : 5 mL sirop de datte stérilisé (11,2 %) + 1,5 g grains de kéfir + 50 mL d'eau distillée.

Ø E6 (S) : 5 mL sirop de datte stérilisé (11,2%) + 51 mL du l'eau distillée.

Ø E7 (Sacch-f) : 1,5 g grain de kéfir + 50 mL d'eau distillée + 5 mL sirop de saccharose (11,2%).

Ø E8 (Eau-Kéfir) : 1,5 g grains de kéfir + 55 mL d'eau distillée.

7

Les échantillons étaient au nombre de 48 dont 8 échantillons destinés à l'expérimentation pour chaque jour durant une durée de 14 jours (Jour=0, Jour+3, Jour+6, Jour+8, Jour+11, et Jour+14). Ces échantillons, sont illustrés dans la figure 8.

Figure 8 : Les échantillons préparés et codés 3.2.4 Détermination de pH

3.2.4.1 Principe

C'est la mesure du potentiel d'hydrogène d'une solution de sirop à l'aide d'un pH mètre, qui est présenté dans la figure 9.

Figure 9 : L'appareil de mesure du pH : Le pH-mètre

3.2.4.2 Protocole

La mesure du pH a été effectuée par un rinçage de l'électrode, d'abord dans de l'eau distillée stérile, puis dans une solution tampon de pH = 7 pour vérifier le bon étalonnage du pH-mètre. Ensuite cette électrode a été rincée de nouveau dans de l'eau distillée, puis introduite dans la solution à contrôler.

8

Après une attente d'une minute, et sans retrait de l'électrode, le résultat a été affiché directement sur l'écran du pH-mètre. Chaque échantillon a été mesuré trois fois, et la moyenne est donnée comme valeur centrale.

3.2.5 Détermination des matières sèches solubles

3.2.5.1 Principe

Le taux de matière sèche soluble (TSS) est la concentration en saccharose d'une solution aqueuse ayant le même indice de réfraction que le produit analysé. Cette concentration est exprimée en pourcentage Brix à l'aide d'un refractomètre qui détermine l'indice de réfraction de la lumière d'une matrice solide ou liquide [20]. Une figure de ce dernier, est rapportée dans la figure 10.

3.2.5.2 Protocole

La mesure du degré Brix a été débutée par un ajustement du zéro de refractomètre par de l'eau distillée stérile, suivie d'une inoculation d'une goutte de chaque échantillon sur la surface de lecture de l'appareil. Le résultat a été affiché directement sur l'écran de l'appareil, et chaque mesure a été répétée trois fois.

Figure 10 : L'appareil de mesure de l'indice de réfraction : Le refractomètre 3.2.6 Détermination du poids des grains de kéfir

La mesure du poids des grains de kéfir a été réalisée à l'aide d'une balance de précision après un lavage des grains par de l'eau distillée stérile suivie d'un séchage.

Chaque échantillon contenant les grains de kéfir, a été mesuré trois fois.

9

3.2.7 Centrifugation des échantillons

Avant de pratiquer les analyses biochimiques, les échantillons doivent procéder à une centrifugation. C'est un procédé de séparation des composés d'un mélange en fonction de leur différence de densité, en les soumettant à une force centrifuge. Cette opération a été pratiquée à l'aide d'une centrifugeuse, présentée dans la figure 11, avec un Rpm = 4000 pendant 15 minutes.

Figure 11 : La centrifugeuse

3.2.8 Détermination du taux des polyphénols totaux

3.2.8.1 Principe

Le dosage des polyphénols totaux est basé sur la capacité de ces derniers à être oxydés par un réactif de couleur jaune, constitué par un mélange d'acide phosphotungstique et d'acide phosphomolybdique, appelé couramment réactif de Folin-Ciocalteu. Lorsque les polyphénols sont oxydés, ils réduisent ce réactif en un complexe ayant une couleur bleue constitué d'oxyde de tungstène et de molybdène. La coloration bleue produite, présente un maximum d'absorption aux environs de 760 nm dont l'intensité est proportionnelle aux taux des composés phénoliques présents dans l'échantillon [21].

10

3.2.8.2 Protocole

Avant de commencer le test, plusieurs dilutions ont été faites sur les échantillons, afin que les résultats soient lisibles par le spectrophotomètre et ne dépassant pas l'unité (inférieur à 1). Ensuite, 400 uL de réactif Folin-Ciocalteau ont été ajoutés dans chaque extrait dilué. Le mélange a été mis à l'obscurité pendant 10 minutes auquel on a ajouté ensuite 500 uL de carbonate de sodium (NaNCO3). Après 30 minutes, l'absorbance a été mesurée à 760 nm [22]. Cette opération a été reproduite trois fois avec trois niveaux de dilution différente :

- 25 uL de chaque extrait + 75 uL du l'eau distillée. - 50 uL de chaque extrait + 50 uL du l'eau distillée. - 100 uL de chaque extrait.

Le matériel utilisé dans cette opération sont illustrés dans la figure 12.

Figure 12 : Le matériel nécessaire pour le dosage des polyphénols 3.2.8.3 Expression des résultats

La concentration des polyphénols totaux a été calculée à partir de l'équation de régression de la gamme d'étalonnage, établie avec le standard l'acide gallique.

3.2.8.4 Protocole de traçage de la gamme d'étalon

Le traçage de la courbe de la gamme étalon a été fait à travers des concentrations croissantes d'acide gallique (0-10ug), additionné à 400 uL de FolinCiocalteu. Après l'agitation de ces mélanges et une attente de 10 minutes, nous avons ajouté 500 uL d'une solution de carbonate de sodium.

11

Après 30 minutes, l'absorbance a été mesurée à ë=760 nm en utilisant un spectrophotomètre UV-visible [22].

3.2.9 Détermination du taux des flavonoïdes

3.2.9.1 Principe

La quantification des flavonoïdes a été effectuée par spectrométrie avec le trichlorure d'aluminium (AlCl3). En présence de trichlorure d'aluminium, les flavonoïdes sont capables de former un complexe acide stable de couleur jaunâtre qui présente un maximum d'absorption aux environ de 510 nm [23].

3.2.9.2 Protocole

Le protocole utilisé est basé sur celui décrit par Dewanto et al, avec quelques modifications [24] :

Des volumes de 71 ul de solution de nitrite de sodium à 5% (m/v) et 150 uL de solution de chlorure d'aluminium à 10% (m/v) ont été ajoutés à 250 uL de chaque échantillon. Après 5 min d'incubation, le mélange a été mis en contact avec 500 uL d'une solution de soude à 1 M. Le volume ainsi obtenu a été ajusté à 1429 uL, puis agité vigoureusement. L'absorbance a été mesurée à une longueur d'onde de 510 nm contre un blanc constitué de 250 uL eau distillée, 71 ul de solution de nitrate de sodium, de 150 uL de solution de chlorure d'aluminium et de 500 uL de solution de soude.

3.2.9.3 Expression des résultats

Les résultats obtenus sont exprimés en microgramme équivalent de quercitrine par millilitre d'extrait, en utilisant l'équation de la régression linéaire de la courbe d'étalonnage tracée de la quercitrine.

3.2.9.4 Protocole de traçage de la gamme d'étalon

Le traçage de la courbe de la gamme d'étalon a été réalisé à partir des concentrations croissantes de quercitrine (0-160 ug), tout en appliquant, le même protocole de dosage des flavonoïdes cité ci-dessus [24].

12

3.2.10 Détermination du pouvoir antioxydant 3.2.10.1 Principe

L'activité du balayage des radicaux libres a été mesurée en employant le radical libre stable 2.2 diphenyl 1 picryl hydrazyl (DPPH). En présence des piégeurs de radicaux libres, le DPPH, de couleur violette, se réduit en 2.2 diphényl 1 picryl hydrazine de couleur jaune [25].

3.2.10.2 Protocole

L'activité antiradicalaire des 8 échantillons dilués a été évaluée selon la méthode citée par Fattouch et al, en utilisant le réactif DPPH [26].

L'extrait a été préparé dans le méthanol avec une concentration de 7,5 mg/mL. Puis, 25 uL de chaque échantillon ont été ajoutés à 975 uL de la solution de DPPH. Après 30 minutes d'incubation à l'obscurité, les absorbances ont été mesurées à 517 nm, contre un blanc constitué de 25 uL de méthanol et 975 uL de DPPH. Pour chaque échantillon le test a été répété 3 fois.

3.2.10.3 Expression des résultats

Les résultats sont exprimés en pourcentage d'inhibition obtenu à partir de cette équation :

% I =

Do blanc - Do mélange Do blanc

X 100

Équation 1 : Formule du pourcentage d'inhibition

Avec :

DO blanc : La densité optique du DPPH retrouvée à 517 nm.

DO échantillon : La densité optique de chaque échantillon retrouvé à 517 nm.

13

3.2.11 Evaluation de la qualité organoleptique des échantillons 3.2.11.1 Principe

L'analyse sensorielle est une méthode qui permet d'évaluer les qualités organoleptiques des aliments : Le goût, l'odeur, la texture et la couleur. Elle est basée sur la capacité des hommes à discriminer, à quantifier et à décrire leurs perceptions sensorielles en ayant recours aux organes des sens : la vision, le toucher, l'odorat et la gestation [27].

3.2.11.2 Protocole

La qualité organoleptique des quatre échantillons (E1 : LS-f, E2 : ES, E5 : S-f et E6 : S) a été évaluée à partir d'un questionnaire destiné à 33 personnes composé par 33 questions (Annexe1). Ce questionnaire vise à :

- Evaluer les connaissances de l'échantillon étudié sur le kéfir et le sirop de datte. - Evaluer la qualité sensorielle des quatre échantillons.

- Estimer le niveau de commercialisation de ces produits alimentaires dans le marché Tunisien.

3.2.11.3 Critères d'inclusion

- Des individus ayant un bon état de santé.

3.2.11.4 Critères de non-inclusion

- Les personnes présentant une allergie contre le lait (Intolérance au lactose).

- Les personnes présentant une allergie contre les dattes.

- Les personnes ayant des troubles au niveau des organes des sens (Agueusie, hyposmie, anosmie, un trouble visuel...etc.)

3.2.12 Recherche bibliographique

La recherche bibliographique a été réalisée à l'aide de Google Scholar et PubMed, en ayant recours aux mots clés de l'étude : « Fermentation », « Kéfir », « Potentiels bioactifs » et « Sirop de datte ».

14

3.2.13 Méthodes statistiques

L'analyse statistique des données a été réalisée à l'aide des logiciels SPSS (Statistical Package for the Social Sciences) version 26.0 et Excel.

Les résultats ont été soumis à une analyse de variance (ANOVA) avec un facteur, puis au test de Tukey afin de comparer d'une part la variation des huit échantillons entre eux, et d'autre part la variation de ces derniers entre les 14 jours de suivi. Aussi, pour l'évaluation de degré d'acceptabilité des caractéristiques organoleptiques entre les différents échantillons, nous avons utilisé le Test T de Student.

Les différences de p <0,05 ont été considérées comme significatives. Toutes les déterminations analytiques ont été effectuées en triple. Les valeurs de différents paramètres ont été exprimées sous forme de moyenne #177; écart type.

15

4. Résultats

4.1 Variation de pH dans les huit échantillons, pendant 14 jours

v Variation de pH dans les huit échantillons

Nous pouvons distinguer la variation de pH entre les différents échantillons, à partir de la figure 13, qui illustre la variation de pH dans les huit échantillons durant les 14 jours d'expérimentation : J=0, J+3, J+6, J+8, J+11, J+14.

	8 7 6 5 4 3 2 1 0						pH
		Jour=0 Jour=3 Jour=6 Jour=8 Jour=11 Jour=14
			Nombre des jours LS f Ls L f L S f S Eau-Kéfi Sacch-f

Figure 13 : Variation de pH dans les huit échantillons, pendant 14 jours

En effet, durant le premier jour d'expérimentation (J=0), la valeur de pH s'étalait entre 5,17 #177;0,15 et 7,00 #177;0,1 retrouvée respectivement dans les échantillons numéro sept (Sacch-f) et huit (Eau-kéfir). Sur le plan statistique, les valeurs de pH de l'échantillon E1 (LS-f) et E2 (LS) ne possédaient pas une différence significative (p>0,05), de même pour les échantillons E3(L-f) et E4(L), ainsi qu'entre E5 (S-f) et E6 (S). Par contre, les échantillons E7 (Sacch-f) et E8 (Eau-Kéfir) possédaient une différence significative avec p=0.

16

Durant J+3 de suivi, la valeur de pH variait de 4,68 #177;0,11 pour l'échantillon sept (Sacch-f) à 6,95 #177;0,02 pour l'échantillon huit (Eau-kéfir), avec une différence de 1,08, 0,86, 1,12 et 2,27 entre respectivement, les échantillons E1 (LS-f) / E2 (LS), E3 (L-f) / E4 (L), E5 (S-f) / E6 (S) et E7 (Sacch-f) / E8 (Eau-Kéfir). Toutes ces différences étaient significatives (p=0).

Pendant le 6eme jour (J+6), la valeur de pH était entre 7,0 #177; 0,1 pour l'échantillon huit (Eau-Kéfir), et 3,83 #177;0,1 pour l'échantillon sept (Sacch-f), avec une différence de 1,51 entre les échantillons E1 (LS-f) / E2 (LS), de 1,56 entre les échantillons E3 (L-f) / E4(L), de 1,59 entre les échantillons E5 (S-f) / E6 (S) et de 3,17 entre les échantillons E7 (Sacch-f) / E8 (Eau-Kéfir). La différence était significative entre tous les échantillons (p=0).

Pour J+8, la valeur de pH entre 3 #177;0,11 pour l'échantillon sept (Sacch-f), à 7,02 #177;0,03 pour l'échantillon huit (Eau-Kéfir). La différence était respectivement 2,21, 2,08, 2,14 et 4,06 entre les échantillons E1 (LS-f) / E2 (LS), E3 (L-f) / E4 (L), E5 (S-f) / E6 (S) et E7 (Sacch-f) / E8 (Eau-Kéfir). Cette dernière était significative entre tous les échantillons avec (p=0).

Passons au J+11, la valeur de pH virait de 6,95 #177;0,04 pour l'échantillon huit (Eau-Kéfir), à 2,5 #177;0,21 pour l'échantillon sept (Sacch-f), avec une différence de 3,46 entre les échantillons E1 (LS-f) / E2 (LS), de 2,67 entre les échantillons E3 (L-f) / E4(L), de 2,5 entre les échantillons E5 (S-f) / E6 (S) et de 4,45 entre les échantillons E7 (Sacch-f) / E8 (Eau-Kéfir). Par conséquent, la différence était significative entre tous les échantillons (p=0).

Enfin, durant le dernier jour de suivi (J=14), la valeur de pH était entre 6,95 #177;0,05 pour l'échantillon huit (Eau-Kéfir), et 2 #177;0,01 pour l'échantillon sept (Sacch-f), avec une différence de 3,86 entre les échantillons E1 (LS-f) / E2 (LS), de 3,51 entre les échantillons E3 (L-f) / E4(L), de 3,04 entre les échantillons E5 (S-f) / E6 (S) et de 4,89 entre les échantillons E7 (Sacch-f) / E8 (Eau-Kéfir). Cette différence était significative entre tous les échantillons (p=0).

v Variation de pH dans chaque échantillon, pendant 14 jours

Aussi, à partir de la même figure (figure 13), nous pouvons suivre la variation de pH de chaque échantillon pendant les jours de suivi (J=0, J+3, J+6, J+8, J+11 et J+14).

17

En effet, pour le premier échantillon (LS-f), les valeurs de pH étaient de 6,24 #177;0,01 au premier jour (J=0), de 5,12 #177;0,02 au 3^ème jour, de 4,45 #177;0,04 au 6^ème, de 3,69 #177;0,01 au 8^ème, de 2,45 #177;0,01 au 11^ème et de 1,9 #177;0,01 durant le dernier jour de suivi (J=14). La différence de pH était significative entre tous les jours de suivi (p=0).

Pour le deuxième échantillon (LS), les valeurs de pH étaient de 6,21 #177;0,4, 6,20 #177;0,03, 5,96 #177;0,2, 5,90 #177;0,01, 5,87 #177;0,3 et 5,76 #177;0,41, respectivement pour J=0, J+3, J+6, J+8, J+11 et J+14. La différence de pH pour cet échantillon était non significative entre tous les jours (p>0,05).

A propos du troisième échantillon (L-f), les valeurs de pH étaient de 6,41#177;0,21, 4,41 #177;0,11, 4,61 #177;0,01, 3,99 #177;0,2, 3,3 #177;0,01 et 2,4 #177;0,11 respectivement pour J=0, J+3, J+6, J+8, J+11 et J+14. La différence était significative entre tous les jours de suivi (p<0,05).

Concernant le quatrième échantillon (L), les valeurs de pH étaient de 6,39 #177;0,04, 6,27#177;0,05, 6,17 #177;0,11, 6,07 #177;0,21, 5,97#177;0,2 et 5,91 #177;0,17 respectivement pour J=0, J+3, J+6, J+8, J+11 et J+14. La différence de pH était non significative entre tous les jours (p=1).

Les valeurs de pH du cinquième échantillon (S-f), étaient de 5,59 #177;0,01, 4,34 #177;0,11 3,75 #177;0,1, 3,08#177;0,12, 2,65 #177;0,01 et 2,03 #177;0,01 respectivement pour J=0, J+3, J+6, J+8, J+11 et J+14. La différence de pH était significative entre tous les jours de suivi (p=0).

Concernant le sixième échantillon (S), les valeurs de pH étaient de 5,53 #177;0,01, 5,46 #177;0,02, 5,34 #177;0,1, 5,22 #177;0,21, 5,15#177;0,19 et 5,07 #177;0,2 respectivement pour J=0, J+3, J+6, J+8, J+11 et J+14. La différence était non significative entre tous les jours de suivi (p>0,05).

Pour le septième échantillon (Sacch-f), les valeurs de pH étaient de 5,17 #177;0,15, 4,68 #177;0,11, 3,83 #177;0,1, 3 #177;0,11, 2,5 #177;0,21 et 2 #177;0,01, respectivement pour J=0, J+3, J+6, J+8, J+11 et J+14. La différence était significative entre J=0/J+3, J+3/J+6, J+8/J+11, J+6/J+8 et J+11/J+14 (p<0,05).

Arrivons au dernier échantillon (Eau-Kéfir), les valeurs de pH étaient constantes tout au long de la période de l'expérimentation, d'une moyenne environ égale à 6,96 #177;0,01, avec une différence non significative (p=1), durant les 14 jours.

18

4.2 Variation de taux des matières sèches solubles

v Variation de taux des matières sèches solubles dans les huit échantillons

Nous pouvons distinguer la variation de degré Brix entre les différents échantillons, à partir de la figure 14, qui illustre la variation du taux des matières sèches solubles dans les huit échantillons durant les 14 jours d'expérimentation : J=0, J+3, J+6, J+8, J+11, J+14.

20

18

0

Jour=0 Jour=3 Jour=6 Jour=8 Jour=11 Jour=14

Nombre des jours

LS f LS L f L S f S Eau+Kefir Sacch-f

Taux de TSS en % Brix

16

14

12

10

4

8

6

2

Figure 14 : Variation du taux des matières sèches solubles, dans les huit échantillons, pendant 14 jours

En effet pendant J=0, les matières sèches solubles des échantillons variaient de 0,23 #177;0,15 °B (échantillon huit : Eau-Kéfir) à 15,97 #177;0,06 °B (échantillon deux : LS). Le degré Brix des échantillons E1(LS-f) / E2(LS), E3(L-f) /E4(L) et E5(S-f) / E6(S) ne se différaient pas significativement (p >0,05). Cependant entre les échantillons E7 (Sacch-f) / E8(Eau-Kéfir), la différence était significative avec (p=0).

Durant le 3^ème jour de suivi, Le degré Brix était 0,19 #177;0,01 °B pour l'échantillon huit (Eau-Kéfir), et 15,9 #177;0,21 °B pour l'échantillon deux (LS).

19

La différence était respectivement 2,83 °B, 4,2 °B, 3,24 °B et 8,18 °B entre les échantillons E1 (LS-f) / E2 (LS), E3 (L-f) / E4 (L), E5 (S-f) / E6 (S) et E7 (Sacch-f) / E8 (Eau-Kéfir). Cette dernière était significative entre tous les échantillons avec (p<0,05).

Au cours du 6^ème jour d'expérimentation (J+6), le taux des matières sèches solubles évoluait de 0,24 #177;0,01 °B pour l'échantillon huit (Eau-Kéfir), à 15,67 #177;0,31 °B pour le mélange deux (LS), avec une différence de 3,38 °B entre les échantillons E1 (LS-f) / E2 (LS), de 5,14 °B entre les échantillons E3 (L-f) / E4(L), de 3,74 °B entre les échantillons E5 (S-f) / E6 (S) et de 7,73 °B entre les échantillons E7 (Sacch-f) / E8 (Eau-Kéfir). La différence était significative entre tous les échantillons (p=0).

Pendant J+8, le taux des matières sèches solubles variait de 0,3 #177;0,01 °B pour l'échantillon huit (Eau-Kéfir), à 15,4 #177;0,47 °B pour l'échantillon deux (LS). La différence était respectivement 4,9 °B, 6,87 °B, 4,85 °B et 6,77 °B entre les échantillons E1 (LS-f) / E2 (LS), E3 (L-f) / E4 (L), E5 (S-f) / E6 (S) et E7 (Sacch-f) / E8 (Eau-Kéfir). Cette dernière était significative entre tous les échantillons avec (p=0).

Au 11eme jour de suivi, le degré Brix prenait un minimal de valeur dans le huitième échantillon (Eau-Kéfir), 0,2 #177;0,01 °B et un maximal dans le deuxième (LS), 15,31 #177;0,38 °B, avec une différence de 7,38 °B entre les échantillons E1 (LS-f) / E2 (LS), de 7,2 °B entre les échantillons E3 (L-f) / E4(L), de 5,75 °B entre les échantillons E5 (S-f) / E6 (S) et de 6,36 °B entre les échantillons E7 (Sacch-f) / E8 (Eau-Kéfir). La différence était significative entre tous les échantillons (p<0,05).

Finalement, pendant le dernier jour de suivi (jour=14), le taux des matières sèches solubles changeait de 0,18 #177;0,01 °B pour l'échantillon huit (Eau-Kéfir), à 15,19 #177;0,42 °B pour l'échantillon deux (LS). La différence était respectivement 8,02 °B, 7,44 °B, 6,7 °B et 5,24 °B entre les échantillons E1 (LS-f) / E2 (LS), E3 (L-f) / E4 (L), E5 (S-f) / E6 (S) et E7 (Sacch-f) / E8 (Eau-Kéfir). Cette dernière était significative entre tous les échantillons avec (p<0,05).

v Variation de taux des matières sèches solubles dans chaque échantillon, pendant 14 jours

Aussi, à partir de la même figure (figure 14), nous pouvons suivre la variation de degré Brix de chaque échantillon pendant les jours de suivi (J=0, J+3, J+6, J+8, J+11 et J+14).

20

En effet, pour le premier échantillon (LS-f) le degré Brix était de 15,93 #177;0,06 °B pendant J=0, 13,07 #177;0,21 °B au J+3, 12,29 #177;0,10 °B au J+6, 10,5 #177;0,09 °B au J+8, 8 #177;0,1 °B au J+11 et 7,17 #177;0,06 °B au dernier jour de suivi. La différence de degré Brix était significative entre J=0/J+3, J+3/J+6, J+8/J+11 et J+11/J+14, et J+11/J+14.

Concernant le deuxième échantillon (LS), les indices étaient de 15,97 #177;0,06 °B, 15,9 #177;0,21 °B, 15,67 #177;0,31 °B, 15,4 #177;0,47 °B, 15,31 #177;0,38 °B et 15,19 #177;0,42 °B respectivement pour J=0, J+3, J+6, J+9, J+11 et J+14. La différence de pourcentage Brix° était non significative entre tous les jours (p >0,05).

A propos troisième échantillon(L-f), les valeurs étaient de 10,93 #177;0,06 B°,

6,70 #177;0,1 B°, 5,60 #177;0,21 B°, 3,83 #177;0,30 B°, 3,29 #177;0,11 B° et 2,9 #177;0,01 B° respectivement pour J=0, J+3, J+6, J+8, J+11 et J+14. La différence était significative durant les 14 jours.

A propos du quatrième échantillon (L), les valeurs étaient de 11,07#177;0,12 B°, 10,9 #177;0,01 B°, 10,74 #177;0,10 B°, 10,7 #177;0,09 B°, 10,49 #177;0,07 B° et 10,34 #177;0,02 B° respectivement pour J=0, J+3, J+6, J+8, J+11 et J+14, avec une différence non significative entre tous les jours (p >0,05).

Quant au cinquième échantillon (S-f), les valeurs étaient de 10,53 #177; 0,06 B°, 7,13 #177;0,06 B°, 6,53 #177;0,41 B°, 5,35 #177;0,31 B°, 4,25 #177;0,22 B° et 3 #177;0,04 B° respectivement pour J=0, J+3, J+6, J+8, J+11 et J+14. La différence était significative entre tous les jours de suivi (p <0,05).

Pour le sixième échantillon (S), les matières sèches solubles étaient de 10,49 #177;0,1 B°, 10,37 #177;0,02 B°, 10,27 #177;0,1 B°, 10,2#177;0,1 B°, 10 #177;0,07 B° et 9,7 #177;0,02 B° respectivement pour J=0, J+3, J+6, J+8, J+11 et J+14, avec une différence non significative entre tous les jours d'expérimentation.

Au sujet du septième échantillon (Sacch-f), les valeurs étaient de 11 #177;0,1 B°, 8,37 #177;0,07 B°, 7,97#177;0,06 B°, 7,07 #177;0,01 B°, 6,56 #177;0,02 B° et 5,42 #177;1,03 B° respectivement pour J=0, J+3, J+6, J+8, J+11 et J+14. La différence était significative entre tous les jours.

Arrivons au dernier échantillon (Eau-Kéfir), les pourcentages Brix° étaient environ 0,22 #177;0,04 B° durant toute de la période d'expérimentation, et la différence n'était pas significative (p=1).

21

4.3 L'évolution du poids des grains de Kéfir

v Variation du poids des grains de Kéfir dans les huit échantillons

Nous pouvons distinguer la variation du poids des grains de kéfir entre les échantillons E1(LS-f), E3(L-f), E5(S-f), E7(Sacch-f) et E8(Eau-Kéfir) à partir de la figure 15, qui illustre la variation du poids dans ces échantillons durant les 14 jours d'expérimentation : J=0, J+3, J+6, J+8, J+11 et J+14.

	6 5 4 3 2 1 0
				Le poids en g

Figure 15 : Variation du poids des grains de Kéfir dans les échantillons, pendant 14 jours

Au premier jour (J=0), la valeur du poids était la même pour les différents échantillons (1,5g) et il n'existait pas une différence significative (p=1).

Cependant, pendant J+3 le poids variait entre 1,5 #177;0,01 g pour l'échantillon huit (Eau-Kéfir), à 2,72 #177;0,01 g pour l'échantillon un (LS-f), avec une différence de 0,29 g entre les échantillons E1 (LS-f) / E3 (L-f), de 0,11 g entre les échantillons E5 (S-f) / E7 (Sacch-f), et de 0,29 g entre les échantillons E7 (Sacch-f) / E8 (Eau-Kéfir). La différence n'était pas significative entre tous les échantillons.

22

Au cours du 6^ème jour d'expérimentation, le poids évoluait de 1,47 #177;0,1g l'échantillon huit (Eau-Kéfir), à 3,1 #177;0,05 g pour l'échantillon un (LS-f), avec une différence de 0,29 g entre les échantillons E1 (LS-f) / E3 (L-f), de 0,59 g entre les échantillons E5 (S-f) / E7 (Sacch-f), et de 0,61 g entre les échantillons E7 (Sacch-f) / E8 (Eau-Kéfir). Cette différence était significative entre E1(LS-f) / E3 (L-f),

E7 (Sacch-f) / E8 (Eau-Kéfir) et E5 (S-f) / E7 (Sacch-f).

Quant au 8eme jour de suivi, le poids changeait de 1,39 #177;0,1 g pour l'échantillon huit (Eau-Kéfir), à 3,51 #177;0,02 g pour l'échantillon un (LS-f), avec une différence de 0,21 g entre les échantillons E1 (LS-f) / E3 (L-f), de 0,74 g entre les échantillons E5 (S-f) / E7(Sacch-f), et de 1,03 g entre les échantillons E7(Sacch-f) / E8(Eau-Kéfir). La différence était significative entre tous les échantillons.

Passons au J+11, le poids prenait un minimum de valeur dans le huitième échantillon (Eau-Kéfir), 1,59 #177;0,1 g et un maximum de valeur dans le premier échantillon (LS-f), 4,03 #177;0,04 g, avec une différence de 0,28 g entre les échantillons E1 (LS-f) / E3 (L-f), de 0,86 g entre les échantillons E5 (S-f) / E7(Sacch-f), et de 1,22 g entre les échantillons E7 (Sacch-f) / E8 (Eau-Kéfir). Par conséquent, la différence entre tous ces échantillons était significative (p<0,05).

Finalement, durant le dernier jour de suivi (J=14), le poids était de 1,63 #177;0,1 g pour l'échantillon huit (Eau-Kéfir), et de 4,42 #177;0,09 g pour l'échantillon un (LS-f), avec une différence de 0,26 g entre les échantillons E1 (LS-f) / E3 (L-f), de 1,05 g entre les échantillons E5 (S-f) / E7 (Sacch-f), et de 1,37 g entre les échantillons E7 (Sacch-f) /

E8 (Eau-Kéfir), avec aussi une différence significative entre tous les échantillons.

v Variation du poids dans chaque échantillon, pendant 14 jours

Aussi, à partir de la même figure (figure 15), nous pouvons suivre l'évolution du poids des grains de kéfir dans chaque échantillon E1(LS-f), E3(L-f), E5(S-f), E7 (Sacch-f) et E8 (Eau-Kéfir) pendant les jours de suivi (J=0, J+3, J+6, J+8, J+11 et J+14).

En effet, pour le premier l'échantillon (LS-f), les poids des grains de kéfir étaient de 1,5 #177;0,01 g pendant J=0, 2,72 #177;0,01 g au J+3, 3,1 #177;0,05 g au J+6, 3,51 #177;0,02 g au J+8, 4,03 #177;0,04 g au J+11 et 4,42 #177;0,09 g au dernier jour de suivi. La différence du poids était significative entre les jours (p=0).

23

Arrivons au troisième échantillon (L-f), les valeurs étaient de 1,5 #177;0,01 g, 2,43 #177;0,21 g, 2,81#177;0,09 g, 3,3 #177;0,2 g, 3,75 #177;0,1 g et 4,16 #177;0,17 g respectivement pour J=0, J+3, J+6, J+8, J+11 et J+14. La différence était significative entre J=0/J+3 et J+3/J+6 et J+6/J+8, J+8/J+11 et J+11/J+14, avec (p=0).

Quant au cinquième échantillon(S-f), les valeurs étaient de 1,5 #177;0,01 g, 1,9 #177;0,1g, 2,67 #177;0,09 g, 3,16 #177; 0,3 g, 3,67 #177;0,19 g et 4,05 #177;0,2 g respectivement pour J=0, J+3, J+6, J+8, J+11 et J+14. La différence était significative entre tous les jours de suivi (p=0).

Concernant le septième échantillon (Sacch-f), le poids était de 1,5 #177;0,01 g, 1,79 #177;0,20 g 2,08 #177;0,18 g, 2,42 #177;0,2 g, 2,83 #177;0,1 g et 3 #177;0,21 g respectivement pour J=0, J+3, J+6, J+8, J+11 et J+14. La différence était significative entre les 14 jours.

Finalement, le poids du dernier échantillon (Eau-Kéfir), le poids était d'une moyenne égale à 1,53 #177;0,1 g, tout au long de la période d'expérimentation. Par conséquent, la différence n'était pas significative durant toute cette période (p=1).

4.4 Variation de la teneur en polyphénols totaux

v Variation des polyphénols totaux dans les huit échantillons

Après le traçage de la courbe d'étalonnage par mesure d'absorbance de différentes concentrations de l'acide gallique, on détermine les teneurs en polyphénols des différents échantillons (Annexe 2).

La figure 16, reflète la variation des composes phénoliques en milligramme équivalent d'acide gallique par 100 g, entre les huit échantillons, pendant les 14 jours d'étude.

Taux des polyphenols en mgEAG/100g

1800

1600

1400

1200

1000

400

800

600

200

0

Jour=0 Jour=3 Jour=6 Jour=8 Jour=11 Jour=14

LS-f Ls L-f L S-f S Eau+Kéfir Sacch-f

Nombre des jours

24

Figure 16 : Variation de la teneur en polyphénols totaux entre les huit

échantillons, pendant 14 jours

En effet, pendant J=0 la teneur en polyphénol totaux variait de 89 #177; 5 mgEAG/100g pour l'échantillon quatre (L), à 572,40 #177;15 mgEAG/100g pour l'échantillon cinq (S-f), avec une différence non significative entre tous les mélanges (p=1).

En outre, pendant J+3 la teneur en polyphénols changeait de 87 #177;7mgEAG/100g pour l'échantillon quatre (L), à 1211,4 #177;9,24 mgEAG/100g pour l'échantillon cinq (S-f), avec une différence de 229 mgEAG/100g entre E1 (LS-f) / E2(LS) et de 527 mgEAG/100g entre E5(S-f) / E6 (S). Par la suite, la différence était significative, seulement entre les échantillons E1(LS-f) / E2(LS) et E5(S-f) / E6 (S) (p=0).

Pour J+6, les valeurs s'étalaient entre 85 #177;4 mgEAG/100g pour l'échantillon quatre (L), à 1428,95 #177;20mgEAG/100g pour l'échantillon cinq (S-f), avec une différence de 527 mgEAG/100g entre E1 (LS-f) / E2(LS) et de 869 mgEAG/100g entre E5(S-f) / E6 (S).

25

Cette dernière était significative seulement entre E1(LS-f) / E2(LS) et E5 (S-f) / E6 (S), et non significative pour les échantillons E3 (L-f) / E4 (L) et E7(Sacch-f) / E8 (Eau-Kéfir).

Au cours du 8eme jour de suivi, la teneur en polyphénols augmentait de 87 #177;5 mgEAG/100g pour l'échantillon quatre (L), à 1118,5 #177;61,66 mgEAG/100g pour l'échantillon cinq (S-f), avec une différence de 404 mgEAG/100g entre E1 (LS-f) / E2(LS) et de 638,5 mgEAG/100g entre E5(S-f) / E6 (S). La différence significative seulement entre les échantillons E1(LS-f) / E2(LS) et E5(S-f) / E6 (S) (p=0).

Arrivons au 11eme jour, la teneur en polyphénols était 84 #177;6 mgEAG/100g pour l'échantillon quatre (L), et 901,88 #177;35 mgEAG/100g pour l'échantillon cinq (S-f), avec une différence de 217,65 mgEAG/100g entre E1 (LS-f) / E2(LS) et de 461,88 mgEAG/100g entre E5(S-f) / E6 (S). Elle était significative seulement entre les échantillons E1(LS-f) / E2(LS) et E5(S-f) / E6 (S) (p=0).

Durant le dernier jour, la teneur évoluait de 87 #177;6 mgEAG/100g pour l'échantillon quatre (L), à 760 #177;42 mgEAG/100g pour l'échantillon cinq (S-f), avec une différence de 194,37 mgEAG/100g entre E1 (LS-f) / E2(LS) et de 360 mgEAG/100g entre E5 (S-f) / E6 (S). La différence était significative seulement entre les échantillons E1 (LS-f) / E2(LS) et E5(S-f) / E6 (S) (p=0).

v Variation des polyphénols totaux dans chaque échantillon pendant toute la période de suivi

La figure 16 reflète aussi la comparaison de la valeur de polyphénols entre les 14 jours de suivi (J=0, J+3, J+6, J+8, J+11 et J+14). En effet, Au premier jour de l'expérience, la teneur en polyphénols pour le premier échantillon était de 270,15 #177;12 mgEAG/100g, 498 #177;35 mgEAG/100g au 3eme jour, 800,19 #177;52 mgEAG/100g au 6eme jour, 650 #177;37 mgEAG/100g au 8eme jour, 407,65 #177;25 mgEAG/100g pendant le 11eme jour et 344,37 #177;21 mgEAG/100g durant le dernier jour. La différence de la teneur en polyphénols totaux était significative entre tous les jours.

Pour le deuxième échantillon (LS), les polyphénols étaient 265,71 #177;14mgEAG/100g, 269 #177;10mgEAG/100g, 273 #177;9mgEAG/100g, 246 #177;18mgEAG/100g, 190 #177;9mgEAG/100g, 150#177;7mgEAG/100g respectivement pour J=0, J+3, J+6, J+8, J+11 et J+14.

26

La différence était non significative entre tous les jours, avec respectivement (p=1), (p=1), (p=0,2), exceptées entre J+8/J+11 et J+11/J+14.

Quant au cinquième échantillon (S-f), les valeurs étaient de 572,40 #177;15 mgEAG/100g, 1211,4 #177;9,24 mgEAG/100g, 1428,95 #177;20 mgEAG/100g, 1118,5 #177;61,66 mgEAG/100g, 901,88 #177;35 mgEAG/100g, 760 #177;42 mgEAG/100g respectivement pour J=0, J+3, J+6, J+8, J+11 et J+14, avec une différence significative entre tous les jours de suivi.

Quant au sixième échantillon (S), les valeurs étaient de 570,39 #177;17 mgEAG/100g, 575 #177;20 mgEAG/100g, 560 #177;36 mgEAG/100g, 480 #177;31 mgEAG/100g, 440 #177;27 mgEAG/100g, 400 #177;18 mgEAG/100g respectivement pour J=0, J+3, J+6, J+8, J+11 et J+14, avec une différence non significative entre seulement J0/J+3 et J+3/J+6.

Concernant les échantillons E3 (L-f), E4 (L), E7 (Sacch-f) et E8(Eau-Kéfir), les polyphénols étaient presque constants durant toute la période de suivi. En effet, ils étaient respectivement égaux à 88,02#177; 2,02 mgEAG/100g, 87#177; 2,28 mgEAG/100g, 99 #177;1,58 mgEAG/100g et 98 #177;1,24 mgEAG/100g. Tous ces échantillons présentaient une différence non significative entre les jours de suivi.

4.5 Variation de la teneur en flavonoïdes totaux

v Variation des flavonoïdes totaux dans les huit échantillons

Après le traçage de la courbe d'étalonnage par mesure d'absorbance de différentes concentrations de la quercétine, on détermine les teneurs en flavonoïdes des différents extraits (Annexe 3).

La figurer 17 illustre la variation de la teneur en flavonoïdes totaux en milligramme équivalent de quercitrine par 100g, entre les huit échantillons, pendant les 14 jours d'étude.

Taux des flavonoides en mgEQ/100g

200

180

160

140

120

100

40

80

60

20

0

Jour=0 Jour=3 Jour=6 Jour=8 Jour=11 Jour=14

LS-f LS L-f L S-f S Eau+Kefir Sacch-f

Nombre des jours

27

Figure 17 : Variation de la teneur en flavonoïdes totaux entre les huit échantillons, pendant 14 jours.

En effet, pendant J=0 la teneur en flavonoïdes variait de 1,47 #177;0,04mgEQ/100g pour l'échantillon huit (Eau-Kéfir), à 107 #177;9 mgEQ/100g pour l'échantillon six (S), avec une différence non significative entre les huit échantillons (p >0,05).

En outre durant J+3, la teneur changeait de 1,43 #177;0,01 mgEQ/100g pour l'échantillon huit (Eau-Kéfir) à 128,24 #177;15 mgEQ/100g pour l'échantillon cinq (S-f), avec une différence de 15,6 mgEQ/100g entre E1 (LS-f) / E2(LS) et de 20 mgEQ/100g entre E5(S-f) / E6 (S). Cette différence était significative entre E1(LS-f) /E2(LS)(p=0), et E5(S-f) /E6(S) (p=0), mais non significative entre E3(LF) / E4(L) et E7 (Sacch-f) / E8 (Eau-Kéfir) (p=1).

Pour le J+6, la teneur en flavonoïdes augmentait de 1,4 #177;0,01 mgEQ/100g pour l'échantillon huit (Eau-Kéfir), à 187,01 #177;12 mgEQ/100g pour l'échantillon cinq (S-f), avec une différence de 64,8 mgEQ/100g entre E1 (LS-f) / E2(LS) et de 69 mgEQ/100g entre E5(S-f) / E6 (S).

28

La différence était significative entre les échantillons E1(LS-f) /E2(LS)(p=0), et E5(S-f) / E6(S) (p=0), mais non significative entre les échantillons E3(LF) / E4(L) et E7 (Sacch-f) / E8 (Eau-Kéfir) (p=1).

Au cours de J+8, la teneur en flavonoïdes s'étalait entre 1,4 #177;0,01mgEQ/100g pour l'échantillon huit (Eau-Kéfir), et 141 #177;7 mgEQ/100g pour l'échantillon cinq (S-f), avec une différence de 56 mgEQ/100g entre E1 (LS-f) / E2(LS) et de 40 mgEQ/100g entre E5(S-f) / E6 (S). La différence était significative seulement entre les échantillons E1(LS-f) / E2(LS)(p=0), et E5(S-f) / E6(S) (p=0).

Pour J+11, la valeur était 1,4 #177;0,01 mgEQ/100g pour l'échantillon huit (Eau-Kéfir), et 133 #177;8 mgEQ/100g pour l'échantillon cinq (S-f), avec une différence de 41,46 mgEQ/100g entre E1 (LS-f) / E2(LS) et de 43 mgEQ/100g entre E5(S-f) / E6 (S). Cette dernière était significative seulement pour les échantillons E1(LS-f)/ E2(LS)(p=0), et E4(S-f) / E6(S).

Finalement, durant le dernier jour de suivi, les valeurs de flavonoïdes évoluaient de 1,43 #177;0,01mgEQ/100g pour l'échantillon huit (Eau-Kéfir), à 120 #177;9 mgEQ/100g pour l'échantillon cinq (S-f), avec une différence de 26,82 mgEQ/100g entre E1 (LS-f) / E2(LS) et de 40 mgEQ/100g entre E5(S-f) / E6 (S). Elle était significative seulement pour les échantillons E1(LS-f) / E2(LS)(p=0), et E5(S-f) / E6(S) (p=0).

v Variation des flavonoïdes totaux dans chaque échantillon pendant toute la période de suivi

La teneur en flavonoïdes pour le premier échantillon (LS-f) était de 20,32 #177;0,17 mgEQ/100g pendant J=0, de 34,62 #177;1,01 mgEQ/100g au 3eme jour, de 82,79 #177;3,43 mgEQ/100g au 6^ème jour, de 71,83 #177;3,13 mgEQ/100g au 8 ^ème jour, de 51,64 #177;2,5 mgEQ/100g durant J+11, puis de 33,82 #177;2,34 mgEQ/100g au cours du dernier jour. La différence des flavonoïdes était significative entre tous les jours de suivi.

Concernant l'échantillon E2(LS), les flavonoïdes étaient 20,24 #177;0,2 mgEQ/100g pendant J=0, 19 #177;1,01 mgEQ/100g au 3eme jour,18 #177;0,1 mgEQ/100g au 6eme jour ,16 #177;0,9 mgEQ/100g au J+8, 10 #177;0,2 mgEQ/100g durant J+11 et 7 #177;0,01 mgEQ/100g durant J+14. La différence était non significative entre tous les jours, exceptée entre J+8/J+11.

29

Toutefois, pour le cinquième échantillon (S-f), les valeurs étaient de 105,13 #177; 8,71 mgEQ/100g, 128,24 #177;15 mgEQ/100g, 187,01 #177;12 mgEQ/100g, 141 #177; 7 mgEQ/100g, 133 #177;8 mgEQ/100g et 120 #177;9 mgEQ/100g respectivement pour J=0, J+3, J+6, J+8, J+11 et J+14. La différence de cet échantillon était significative entre tous les jours.

Concernant l'échantillons E6(S), les flavonoïdes étaient 107 #177;9 mgEQ/100g pendant J=0, 108 #177;7 mgEQ/100g au 3eme jour,109 #177;3 mgEQ/100g au 6eme jour ,101 #177;2,5 mgEQ/100g au (J+8) 90 #177;3,25 mgEQ/100g durant J+11 et 80 #177;2,2 mgEQ/100g durant J+14. La différence était non significative seulement entre les J0/J+3 et J+3/J+6 (p=1)

Concernant les échantillons E3(L-f), E4 (L), E7 (Sacch-f) et E8 (Eau-Kéfir), les flavonoïdes étaient presque constants durant toute la période de suivi. En effet, ils étaient respectivement égaux à 3,4 #177;0,03 mgEQ/100g, 2,96 #177;0,11 mgEQ/100g, 2,1 #177;0,05 mgEQ/100g et 1,42 #177;0,02 mgEQ/100g. Tous ces échantillons présentaient une différence non significative entre les jours de suivi.

4.6 Variation du pouvoir antioxydant

v Variation des pourcentages d'inhibitions antiradicalaires dans les huit échantillons

La figure 18 décrit la variation de pourcentage d'inhibition entre les huit échantillons pendant les 14 jours.

Le pourcentage d'inhibition %

100

40

90

80

70

60

50

30

20

10

0

Jour=0 Jour=3 Jour=6 Jour=8 Jour=11 Jour=14

Le nombre des jours

LS-f LS L-f L S-f S Eau+Kefir Sacch-f

30

Figure 18 : Variation de pourcentage d'inhibition anti-DPPH entre les huit

échantillons, pendant 14 jours

En effet, pendant J=0 le pouvoir antioxydant variait de 1,65 #177;0,01%, pour l'échantillon huit (Eau-Kéfir) à 61,44 #177;2,19 % pour l'échantillon cinq (S-f). Le pourcentage d'inhibition entre tous ces échantillons ne se différait pas significativement avec (p=1).

Durant J+3 le pouvoir antioxydant changeait de 1,6 #177; 0,01% pour l'échantillon huit (Eau-Kéfir) à 80,1 #177;2,79 % pour l'échantillon cinq (S-f), avec une différence de 13,9 % entre E1(LS-f) / E2 (LS), de 8,86 % entre E3(L-f) / E4(L) et de 16,74 % entre E5(S-f) / E6(S). Par la suite, la différence était significative, entre tous les échantillons, exceptée, entre E7(Sacch-f) / E8 (Eau-Kéfir).

Au cours du sixième jour, le pouvoir antioxydant augmentait de 1,51 #177; 0,01 % pour l'échantillon huit (Eau-Kéfir), à 90,16 #177; 7,65 % pour l'échantillon cinq (S-f), avec une différence de 17,87 % entre E1(LS-f) / E2 (LS), de 6,93% entre E3(L-f) / E4(L) et de 12,14 % entre E5(S-f) / E6(S). La différence significative entre tous les échantillons, exceptés entre E7(Sacch-f) / E8 (Eau-Kéfir).

31

Concernant le 8eme jour de suivi, le pouvoir antioxydant évoluait de 1,49 #177;0,02% pour l'échantillon huit (Eau-Kéfir), à 73,89 #177;2,54 % pour l'échantillon cinq (S-f), avec une différence de 12,73 % entre E1(LS-f) / E2 (LS), de 8,95 % entre E3(L-f) / E4(L) et de 12,14 % entre E5(S-f) / E6(S). La différence était significative entre E1(LS-f) / E2(LS), E3(L-f) / E4(L) et E5(S-f) / E6(S), alors que la différence entre E7(Sacch-f) / E8 (Eau-Kéfir) ne l'était pas (p<0,05).

Le pouvoir antioxydant du 11eme jour d'étude (J+11) était 1,47 #177;0,02 % pour l'échantillon huit (Eau-Kéfir), et 71,22 #177;3,01 % pour l'échantillon cinq (S-f), avec une différence de 11% entre E1(LS-f) / E2 (LS), de 7,93 % entre E3(L-f) / E4(L) et de 12,22% entre E5(S-f) / E6(S). Cette dernière était significative entre les échantillons E1 (LS-f) /E2(LS) (p=0,04) et E5(S-f) / E6(S) (p=0) et E3(L-f) / E4(L).

Finalement, au cours du dernier jour, le pouvoir antioxydant évoluait de 1,47#177; 0,01 % pour l'échantillon huit (Eau-Kéfir), à 67,26 #177;3,5 % pour l'échantillon cinq (S-f), avec une différence de 9,55 % entre E1(LS-f) / E2 (LS), de 4,3 % entre E3(L-f) / E4(L) et de 17,26 % entre E5(S-f) / E6(S). La différence était significative seulement entre les échantillons E1(LS-f) /E2(LS) (p=0,04) et E5(S-f) / E6(S) et E3(L-f) / E4(L).

v Variation des pourcentages d'inhibitions antiradicalaires dans chaque échantillon, pendant 14 jours

D'abord pour le premier échantillon (LS-f) et avant le processus de fermentation le pourcentage d'inhibition était égal à 31,32 #177;2,06 %, puis il augmentait pour atteindre la valeur de 47,40 #177;2,22 % et 52,63 #177;3,10 %, respectivement durant J+3 et J+6. Cependant depuis J+9 le pouvoir antiradicalaire diminuait de 43,73 #177;2,94 % pour atteindre la valeur de 40 #177;2,25 % puis celle de 35,55 #177;1,19 % respectivement pour J+11 et J+14 durant le dernier jour d'expérimentation. La différence de pourcentage d'inhibition était significative entre tous les jours.

Pour le deuxième échantillon (LS) les pourcentages étaient de 31,76 #177;2,80 %, 33,5 #177;1,9 %, 34,76 #177;1,1 %, 31 #177;1 %, 29 #177;1,9 % et 26 #177;0,99% respectivement pour J=0, J+3, J+6, J+8, J+11 et J+14. La différence était significative entre J+6/J+8 et J+11/J+14. Mais, elle était non significative entre les jours J0/J+3, J+3/J+6 et J+8/J+11.

32

Quant au troisième échantillon (L-f) les valeurs étaient de 14,85 #177;0,70 %, 22,86 #177;1,21 %, 27,83 #177;1,12 %, 23,54 #177;1,19 %, 19,93 #177;1,07 % et 17,4 #177;0,09%, respectivement pour J=0, J+3, J+6, J+8, J+11 et J+14. La différence était significative entre tous ces jours exceptés, entre J+11/J+14.

Quant au cinquième échantillon (S-f), les valeurs étaient de 61,44 #177;2,19 %, 80,1 #177;2,79 % et 90,16 #177;7,65 %, 73,89 #177;2,54 %, 71,22 #177;3,01 % et 67,26 #177;3,5 %, respectivement pour J=0, J+3, J+6, J+8, J+11 et J+14, J+14. La différence était significative entre tous les jours de suivi, exceptée entre J+8/J+11.

Pour le sixième échantillon (S) les pourcentages étaient de 61,11 #177;2,06 %, 63,36 #177;3,11 %, 64,78 #177;4,15 %, 61,75 #177;3,25 %, 59 #177;2,12% et 50 #177;2,16 % respectivement pour J=0, J+3, J+6, J+8, J+11 et J+14. La différence était non significative entre tous les jours.

Finalement pour les échantillons E4 (L), E7 (Sacch-f) et E8(Eau-Kéfir), les antioxydants étaient presque constants durant toute la période de suivi. En effet, ils étaient respectivement égaux à 13,65 #177; 0,91 %, 1,66 #177; 0,2 %, et 1,46#177; 0,2 %. Tous ces échantillons présentaient une différence non significative entre les jours de suivi

4.7 Evaluation des caractéristiques organoleptiques

4.7.1 Evaluation des connaissances de la population étudiée sur le kéfir du lait

Les informations tirées sur l'évaluation des connaissances des 33 individus sur le Kéfir de lait, étaient illustrées dans le tableau I.

33

Tableau I : Evaluation des connaissances de la population étudiée sur le kéfir du lait

	Les résultats
	Oui		Non
Evaluation des connaissances de l'échantillon étudié	67%		33%
Le niveau d'appréciation de l'échantillon étudié	81%		19%
Les causes d'appréciation de l'échantillon étudié
Pour ses nombreuses vertus thérapeutiques bénéfiques pour la santé	68%
Pour sa tolérance pour les personnes ayant une allergie contre le Lactose	14%
Parce qu'il est une boisson préparée d'une manière traditionnelle sans additifs alimentaires	18%

Le tableau I, permet d'évaluer le niveau des connaissances de l'échantillon étudié sur le Kéfir du lait. En effet parmi les 33 personnes, 23 seulement connaissaient ce produit, ce qui représente (67%), et 10 n'ont aucune idée sur ce produit soit (33%). Parmi ces 23 personnes, 19 appréciaient la consommation de cette boisson (81%), dont :

· Treize personnes désirent la consommer pour ses nombreuses vertus thérapeutiques, bénéfiques pour la santé (68%).

· Quatre personnes, parce qu'elle est une boisson préparée d'une manière traditionnelle sans additifs alimentaires (18%).

· Et seulement deux personnes pour sa tolérance pour les personnes ayant une allergie contre le Lactose (14%).

34

4.7.2 Evaluation des connaissances de la population étudiée sur le kéfir de fruit

Les informations tirées sur l'évaluation des connaissances des 33 individus sur le Kéfir de fuit, étaient illustrées dans le tableau II.

Tableau II : Evaluation des connaissances de l'échantillon étudié sur le kéfir de fruit

		Les résultats
Oui		Non	Evaluation des connaissances de l'échantillon étudié
55%			45%	Le niveau d'appréciation de l'échantillon étudié
78%			22%	Les causes d'appréciation de l'échantillon étudié
				Pour ses nombreuses vertus thérapeutiques bénéfiques pour la santé
72%				Parce qu'elle est une boisson préparée d'une manière traditionnelle sans additifs alimentaires
28%

Le tableau II, permet d'évaluer le niveau des connaissances de l'échantillon étudié sur le Kéfir de fruit. En effet parmi les 33 personnes, 18 seulement connaissaient le Kéfir de fruit soit (55%), 15 ont affirmé qu'ils n'ont aucune idée sur ce produit ce qui représente (45%). Parmi ces 18 personnes, 14 appréciaient la consommation de cette boisson (78%), dont :

· Dix personnes désirent la consommer pour ses nombreuses vertus thérapeutiques bénéfiques pour la santé (72%).

· Quatre personnes, parce qu'elle est une boisson préparée d'une manière traditionnelle sans additifs alimentaires (28%).

35

4.7.3 Evaluation des connaissances de la population étudiée sur le sirop de datte

Les informations tirées sur l'évaluation des connaissances des 33 individus sur le sirop de datte, étaient illustrées dans le tableau III.

Tableau III : Evaluation des connaissances de l'échantillon étudié sur le sirop de

datte

		Les résultats
Oui		Non	Evaluation des connaissances de l'échantillon étudié
85%			15%	Le niveau d'appréciation de l'échantillon étudié
97%			3%	Les motifs d'appréciation de l'échantillon étudié
				Pour ses nombreuses vertus thérapeutiques bénéfiques pour la santé
83%				Parce qu'il est un produit naturel
11%				Parce qu'il peut être utilisé comme un édulcorant, en remplacement du sucre blanc.
3%				Pour son gout sucré qui le rend un aliment très énergétique, et par la suite il peut être consommé sous forme d'une collation.
3%

Le tableau III, permet d'évaluer le niveau des connaissances de l'échantillon étudié sur le sirop de datte communément connu sous le nom de " Robb" ou "Robb El Tamr". En effet parmi les 33 personnes, nous avons trouvé 28 individus, qui connaissaient ce sirop soit (85%), contre 5 seulement qui l'ignorait, ce qui représente environ (15%).

36

Parmi ces 28 personnes, il y a 27 qui appréciaient la consommation de cette boisson soit (97%) dont :

· Vingt-deux personnes désirent le consommer pour ses bienfaits thérapeutiques bénéfiques pour la santé (82%).

· Trois personnes, parce qu'elle est une boisson naturelle (11%).

· Une seule personne, car elle peut être utilisée comme édulcorant en remplacement du sucre blanc (3%).

· Une seule personne, pour son goût sucré, ce qu'il le rend un aliment très énergétique, et par la suite il peut être consommé sous forme d'une collation (3%).

4.7.4 Evaluation de la qualité sensorielle

L'évaluation sensorielle a été pratiquée sur ces deux échantillons, avec leurs contrôles :

Ø E1 (LS-f) : 50 mL de lait écrémé stérilisé + 5mL sirop de datte stérilisé + 1,5g grains de kéfir.

Ø E2 (LS) : 50 mL de lait écrémé stérilisé + 5mL sirop de datte stérilisé + 1mL eau distillée.

Ø E5 (S-f) : 5mL sirop de datte +1,5 g grains de kéfir + 50 mL d'eau distillée.

Ø E6 (S) : 5mL sirop de datte + 51 mL d'eau distillée.

Les informations tirées sur l'évaluation de la qualité organoleptique des 33 individus sur ces deux échantillons, étaient illustrées dans le tableau IV.

37

Tableau IV : Evaluation de la qualité sensorielle des quatre échantillons

Les critères sensoriels			Les produits
			E2 (LS)	E5(S-f)	E6(S)
Un gout fruité de datte		4%	5%	30%	88%	Le gout
Un gout lacté		60%	85%	-	-
		11%	7%	35%	10%
		20%	3%	17%	1%
		5%	1%	15%	1%
		0%	0%	3%	0%	L'odeur
Une odeur lactée		52%	81%	-	-
		24%	2%	27%	5%
		9%	2%	58%	5%
		12%,	15%	3%	90%
		3%	0%	12%	0%	La texture
Une texture consistante		91%	92%	21%	0%
		6%	3%	49%	80%
		3%	5%	30%	20%	La couleur
Une couleur blanchâtre		97%	100%	-	-
		3%	0%	100%	100%

38

Le tableau IV, permet d'évaluer la qualité organoleptique des deux échantillons (E1(LS-f), E2 (LS), E5 (S-f) et E6 (S).

L'échantillon E1(LS-f) a révélé majoritairement la présence d'arôme lacté (60%) suivie d'un arôme fermenté (20%). Son odeur était classifiée de 52% lactée et 24% acide. Sa texture était, en majorité, consistante (91%), et sa couleur prenait 97% la couleur blanchâtre.

Tandis que, l'échantillon E2 (LS) a révélé majoritairement la présence d'arôme lactée (85%), suivie d'un arôme acide (7%). Son odeur était classée de 81% lactée et 15% normale. Sa texture était, en majorité consistante (92%) et sa couleur prenait 100% une couleur blanchâtre.

Pour, l'échantillon E5 (S-f) a révélé majoritairement la présence d'arôme acide (45%), suivie d'un arôme alcoolisé (35%). Son odeur était classée de 58% alcoolisée et 27% acide. Sa texture était, en majorité fluide (49%), sirupeuse (30%) et sa couleur prenait 100% une couleur brunâtre.

Finalement l'échantillon E6 (S) a révélé majoritairement la présence d'arôme fruité rappelant le gout des dattes (88%). Son odeur était classée comme normale (90%). Sa texture était, en majorité fluide (80%) et sirupeuse (20%) et sa couleur prenait 100% une couleur brunâtre.

Ø Le taux d'acceptabilité de ces boissons selon les dégustateurs Le taux d'acceptation de ces produits, a été évalué selon une échelle de 10.

Ø Le taux d'acceptabilité de l'échantillon E1 (LS-f)

La moyenne de la valeur donnée par chaque dégustateur, pour l'échantillon E1, contenant le sirop de datte fermenté par le Kéfir du lait, a été rapporté dans le tableau V.

Tableau V : Le degré d'acceptation de l'échantillon E1(LS-f)

Ce produit a été accepté d'une moyenne environ 7,12/10 #177;1,45, avec un maximum de note égale à 9 et un minimum égal à 5.

Ø

39

Le taux d'acceptabilité de l'échantillon E2 (LS)

La moyenne de la valeur donnée par chaque dégustateur, pour l'échantillon E2, contenant le sirop de datte additionné au lait écrémé, a été rapporté dans le tableau VI.

Tableau VI : Le degré d'acceptation de l'échantillon E2 (LS)

Ce produit a été accepté d'une moyenne environ 6,24/10 #177;1, avec un maximum de note égale à 9 et un minimum égal à 5. Ces résultats différaient significativement de ceux trouvés dans la boisson fermentée (E1 : LS-f) (p=0,001).

Ø Le taux d'acceptabilité de l'échantillon E5 (S-f)

La moyenne de la valeur donnée par chaque dégustateur, pour l'échantillon E5, contenant le sirop de datte fermenté, a été rapporté dans le tableau VII.

Tableau VII : Le degré d'acceptation de l'échantillon E5 (S-f)

E5

Ce produit a été accepté d'une moyenne environ 5,25/10 #177;0,63, avec un maximum de note égale à 6 et un minimum égal à 3,75.

Ø Le taux d'acceptabilité de l'échantillon E6 (S)

La moyenne de la valeur donnée par chaque dégustateur, pour l'échantillon E6, contenant le sirop de datte dilué, a été rapporté dans le tableau VIII.

.

40

Tableau VIII : Le degré d'acceptation de l'échantillon E6 (S)

Ce produit a été accepté d'une moyenne environ 3,89/10 #177;0,26, avec un maximum de note égale à 4,40 et un minimum égal à 3,25. Ces résultats différaient significativement à ceux trouvés dans la boisson fermentée (E4 : S-f) (p=0).

4.7.5 Estimation du niveau de commercialisation de ces produits alimentaires dans le marché Tunisien

Les informations tirées sur l'estimation du niveau de commercialisation de ces produits alimentaires dans le marché Tunisien, des 33 individus sur ces quatre échantillons, étaient illustrées dans le tableau IX.

Tableau IX : Estimation du niveau de commercialisation de ces produits alimentaires dans le marché Tunisien

	Les résultats
	Oui	Non
La consommation de ces produits après les avoir goutés.	97%	3%
La commercialisation de ces produits dans le marché Tunisien	97%	3%
La contribution de ces produits à l'enrichissement du patrimoine culturel et culinaire de la Tunisie	97%	3%
La contribution de ces produits au développement du tourisme médical	97%	3%

41

Le tableau IX, permet l'estimation du niveau de commercialisation de ces produits alimentaires dans le marché Tunisien. En effet, parmi les 33 personnes qui ont gouté ces produits, 32 pensaient à les consommer dorénavant. De plus, ils pensaient que ces produits alimentaires pouvaient être commercialisés dans le marché Tunisien, et même pouvaient influencer le patrimoine culturel et culinaire de notre pays, et aussi impacter le développement du tourisme médical.

42

5. Discussion

Afin de comparer notre étude à la littérature, nous n'avons trouvé dans la bibliographie aucun article qui traite le suivi de la fermentation par les grains de Kéfir de sirop de datte. Par conséquent nous avons comparé ce travail à d'autres travaux utilisant des matrices autres que ce sirop.

5.1 Variation de pH

v Variation de pH dans les huit échantillons

Au cours du premier jour d'expérimentation (J=0), la valeur de pH était 6,24 #177;0,01 dans l'échantillon un (LS-f), et 6,21 #177;0,4 dans l'échantillon deux (LS). Ces résultats étaient proches à l'étude de Mosbah et al, réalisée sur les effets de la fermentation et l'ajout du sirop de datte sur la qualité du lait de chamelle [22]. Dans cette étude, ils ont trouvé la valeur de pH avant fermentation égale à 6,62 #177;0,18. Ce petit écart peut être dû suite à la différence de la variété du lait utilisé, de la variété des dattes utilisée, et des méthodes de production de sirop de datte.

Le pH de l'échantillon trois (L-f) et quatre (L-f) était respectivement de 6,39 #177;0,04 et 6,41 #177;0,21. Ces valeurs étaient en accord avec une étude réalisée par Sboui et al, qui ont trouvé la valeur de pH du lait de vache avant toute fermentation égale à 6,56 #177;0,24 [29]. Par contre, elles étaient différentes de celles rapportées par karagözlü et al [30]. En effet, avant le début de l'expérimentation (à J=0), ils ont trouvé la valeur de pH dans l'échantillon contenant uniquement du lait additionné aux grains de Kéfir, égale à 4,41 #177;0,0. Ces différences pouvaient être expliquées par la différence de l'origine et de la variété du lait utilisé.

Tandis que, les pH de l'échantillon cinq (S-f) et six (S) trouvés dans notre étude étaient respectivement 5,59 #177;0,01 et 5,53 #177;0,01. Ces résultats semblaient être très proches à la valeur de pH trouvée par Gheraissa et Hamidani, dans le sirop de datte produit à base de la variété Gars, à savoir 5,6 #177;0,01 [31]. Ces valeurs légèrement acides étaient cohérentes aussi à celles de Mimouni et al, qui ont trouvé un pH de la variété Gars égale à 5 [32].

43

. Toutefois ces valeurs différaient de celles de Sadallah et al, qui ont trouvé la valeur de pH du sirop de datte à base de la variété Hamraya égale à 4,47 [33]. Cette différence pouvait être expliquée par plusieurs facteurs tels que la variété des dattes utilisées, le degré de maturité de celles-ci, la méthode de valorisation appliquée ainsi que la température de cuisson.

Finalement pour les deux derniers échantillons (E7 : Sacch-f et E8 : Eau-Kéfir), le pH était respectivement 7 #177;0,01 et 5,17 #177;0,15.

v Variation de pH dans chaque échantillon, pendant 14 jours

Concernant l'échantillon E1(LS-f), on observait une diminution de la valeur de pH de 6,24 #177;0,01 enregistrée au (J=0) à 1,9 #177;0,01 trouvée au (J= 14). Ces résultats étaient proches à une étude réalisée par Mhir et al. En effet dans cette étude, le pH de sirop de datte fermenté par le Kéfir passait de 4,6 #177;0,02 à 4,02 #177;0,01 après 48 h de fermentation [15].

Pour l'échantillon E3 (L-f), la valeur a passé de 6,41 #177;0,21 à 2,4 #177;0,11,

respectivement pour les J=0 et J+14. Cette diminution était le résultat d'une part de la conversion du lactose en acide lactique par les bactéries lactiques issues des grains de kéfir, et d'autre part, par la production d'acide acétique par les levures [14,34].

Concernant l'échantillon E5 (S-f), on observait une diminution de la valeur de pH de 5,59 #177;0,01 pendant le jour (J=0), à 2,03 #177;0,01 au dernier jour (J+14). Ces résultats étaient proches d'une étude réalisée sur la fermentation de café par les grains de kéfir. Décidemment, Patil et al ont trouvé que le produit probiotique a régressé de 4,6 #177;0,3 à 3,91 #177;0,2, pendant 30 jours de fermentation [35]. La différence de diminution de pH pouvait être due à cause de la différence du substrat utilisé. Mais le phénomène de la baisse de pH, pouvait être dû à l'utilisation des cultures probiotiques présentes dans les grains de kéfir, les sucres pour produire des acides organiques. Par conséquent, ils entraînaient donc une baisse de pH et une augmentation de l'acidité [36].

A propos de l'échantillon E8 (Eau Kéfir), le pH restait constant (6,96 #177;0,01), alors que pour l'échantillon E7(Sacch-f), le pH changeait de 5,17 #177;0,15 à 2 #177;0,01. Ceci pouvait être expliqué par le fait que l'eau distillée seule n'était pas le milieu de culture favorable pour la croissance des grains de kéfir. Par conséquent, les composés unicellulaires présents dans les grains de Kéfir, essentiellement les levures, ne sont capables de se développer que dans un milieu riche en sucre [37].

44

Finalement pour les échantillons E2 (LS), E4 (L) et E6 (S), le pH était presque constant, d'une moyenne égale respectivement 5,98 #177;0,18, 6,13 #177;0,18 et 5,29 #177;0,18. Ces résultats pouvaient être expliqués, par l'absence des microorganismes fermentescibles, vue les produits étaient stériles.

5.2 Variation de taux des matières sèches solubles

v Variation de taux des matières sèches solubles dans les huit échantillons

Au cours du premier jour d'expérimentation (J=0), la valeur de degré Brix était respectivement 15,39 #177;0,06 °B, 15,97 #177;0,06 °B dans l'échantillon un (LS-f) et deux (LS). Ces résultats ne pouvaient pas être comparés à la littérature, vue l'absence d'un article étudiant le degré Brix° sur le sirop de datte additionné au lait.

La valeur de degré Brix était respectivement dans l'échantillon trois (L-f) et quatre (L) 10,93 #177;0,06 °B et 11,07 #177;0,12 °B. Ces résultats ne pouvaient pas être comparés à la littérature, vue l'absence d'un article étudiant le degré Brix° ni sur le lait de vache, ni sur le Kéfir du lait.

Le taux des matières sèches solubles de l'échantillon cinq (S-f) et six (S) trouvait dans cette étude était respectivement 10,53 #177;0,06 °B et 10,49 #177;0,1 °B. Ces résultats étaient proches à ceux trouvés par Quld el-hadj et al à savoir 10°B [38]. Toutefois, ils étaient un peu différents de ceux trouvés par Abaidi et al à savoir 12°B [39].

Finalement pour les deux derniers échantillons (E7 : Sacch-f et E8 : Eau-Kéfir), le Brix était respectivement 0,23 #177;0,01 °B et 11 #177; 0,1 °B. Le degré Brix de l'échantillon E8, était presque égale à 11%, reflétant, presque la quantité de sirop de saccharose ajouté au début de l'expérimentation (1°B =1% de sucre) [20].

v Variation du taux des matières sèches solubles dans chaque échantillon pendant 14 jours

Concernant l'échantillon E1 (LS-f), on observait une diminution de la valeur de degré Brix de 15,93 #177;0,06 °B pendant le premier jour (J=0) jusqu'à 7,17 #177;0,06 °B pendant le dernier jour (J= 14).

45

Il est de même pour l'échantillon E3 (L-f), la valeur de degré Brix, passait de 10,93 #177;0,06 °B au cours du premier jour J=0, à 2,9 #177;0,01 °B à la fin de suivi. Aussi

pour l'échantillon E5(S-f), la valeur diminuait de 10,53 #177;0,06 °B pendant J=0 à 3
#177;0,04 °B pendant J=14. De même, pour l'échantillon E7(Sacch-f), le Brix diminuait de 11 #177;0,1 °B à 5,42 #177;1,03 °B. Tous ces échantillons avaient une différence significative entre tous les jours.

Quant à l'échantillon E8 (Eau-Kéfir), le Brix restait constant de 0,22 #177;0,04 °B tout au long de la période de suivi, avec une différence non significative.

Finalement pour les échantillons E2 (LS), E4 (L) et E6 (S), le degré Brix était presque constant, d'une moyenne égale respectivement 15,57 #177;0,33 °B, 10,7 #177;0,27°B et 8,99 #177;0,69 °B. Ces résultats pouvaient être expliqués, par l'absence des microorganismes fermentescibles, vue les produits étaient stériles.

En guise de conclusion, le degré Brix de tous les échantillons contenant des substrats fermentescibles (E1(LS-f), E3(L-f), E5(S-f) et E7(Sacch-f)), diminuait au cours du temps. Cette diminution, était en accord avec une étude réalisée par Boulal et al sur la fermentation de deux variétés de dattes communes de faible valeur marchande [40]. Aussi, une diminution de TSS de 6,4 °B à 5,67 °B a été observée suite à la fermentation de 19h, de soja par les grains de Kéfir [41]. Cette baisse est probablement attribuable à la consommation des ferments de la majeure partie des sucres réducteurs et non réducteurs comme élément nutritif.

5.3 Evolution de poids des grains de Kéfir

v Variation de poids des grains de Kéfir, dans les huit échantillons

Au cours du premier jour d'expérimentation (J=0), le poids des grains de Kéfir, ajouté dans cette étude, était 1,5 #177;0,01 g dans tous les échantillons.

v Evolution de poids dans chaque échantillon, pendant 14 jours

En observant l'échantillon E1 (LS-f), on remarquait une légère augmentation de la valeur du poids des grains de Kéfir de 1,5 #177;0,01 g au premier jour J=0 jusqu'à 4,42 #177;0,09 g pendant le jour = 14.

De même pour l'échantillon E3 (L-f), on observait une augmentation de la valeur de ce poids. Elle était de 1,5 #177;0,01 g et 4,16 #177;0,17 g respectivement pour les J=0 et J+14.

46

Pour l'échantillon E5 (S-f), l'augmentation de la valeur du poids des grains de Kéfir virait de 1,5 #177;0,01 g au cours du premier jour J=0, jusqu'à 4,05 #177;0,2 g durant le dernier jour J=14.

Enfin pour l'échantillon E7 (Sacch-f), la valeur a aussi augmenté de 1,5 #177;0,01 g à 3 #177;0,21 g respectivement pour les J=0 et J+14. Au sujet de l'échantillon E8 (Eau-Kéfir), le poids était presque constant durant toute la période de suivi.

Pour conclure, le poids de Kéfir de tous les échantillons augmentait progressivement au cours du processus de la fermentation, sauf pour l'échantillon E8 (Eau-Kéfir), où le milieu n'est pas favorable à la croissance et le développement des grains de Kéfir. L'augmentation du poids des grains de Kéfir, était expliquée par l'augmentation de la biomasse des micro-organismes et de la quantité de la matrice composée de protéines et de polysaccharides. De plus, après la fermentation, les grains de Kéfir pouvaient se décomposer en grains de nouvelle génération, qui présentent les mêmes caractéristiques que celles de leurs ascendants [42,43].

5.4 Variation de la teneur en polyphénols totaux

v Variation des polyphénols totaux dans les huit échantillons

Les composés phénoliques ou les polyphénols sont des métabolites secondaires largement répandues dans le règne végétal. Ils sont synthétisés par l'ensemble des végétaux et ils participent aux réactions de défense face aux différents stress biotiques (agents pathogènes, blessures, symbiose) ou abiotiques (lumière, rayonnements UV, faible température, carences) [44].

Au cours du premier jour d'expérimentation (J=0), les composés phénoliques

étaient 270,15 #177;12 mgEAG/100g dans l'échantillon un (LS-f), et 265,71 #177;14
mgEAG/100g dans l'échantillon deux (LS). Ces résultats étaient très loin à ceux trouvés par M'hir et al dans l'échantillon 11, utilisant 10% de sirop de datte, 2,5% de lactosérum et 3,5% des grains de Kéfir, à savoir 2500 #177; 0,01 mgEAG/100g [15]. Cette grande différence pouvait être expliquer par la différence de la composition de l'échantillon.

Les polyphénols dans l'échantillon trois (L-f) et quatre (L) étaient très faibles, respectivement de 88,02 #177;2,02 mgEAG/100g et 87 #177;2,28 mgEAG/100g. Ce résultat est expliqué par le fait que le lait ne contient pas des polyphénols puisqu'il n'est pas issu du règne végétal.

47

Les polyphénols de l'échantillon cinq (S-f) et six (S) trouvaient dans cette étude étaient respectivement de 572,40 #177;15 mgEAG/100g et 570,39 #177;17 mgEAG/100g. Ces résultats étaient très proches de ceux trouvés par Wu et al, qui ont trouvé la teneur des polyphénols de sirop de datte à base de la variété Deglet Noor et Medjoul, respectivement 661 et 572 mgEAG/100 g [45]. De même, Dhaouadi et al ont rapporté que la teneur en polyphénol égale à 548 #177;55mgEAG/100g [46]. Aussi, nos résultats étaient en coordination avec ceux trouvés par Abbes et al 529,29 mgEAG/100g [47]. En revanche, Al-Farsi et al ont trouvé une teneur plus basse que la nôtre, à savoir 162 #177;10,4 mgEAG/100 g [48]. La différence entre ces résultats, pouvait être due suite à la différence de la variété des dattes, du stade de maturité des dattes, des conditions de culture, de l'origine géographique, des conditions de stockage de celles-ci, ainsi que du solvant de quantification des polyphénols [49].

Finalement pour les deux derniers échantillons (E7 : Sacch-f et E8 : Eau-Kéfir), les polyphénols étaient presque nuls.

v Variation des polyphénols totaux dans chaque échantillon, pendant 14 jours

Concernant l'échantillon E1(LS-f), on observait une augmentation de la valeur de taux des polyphénols totaux de 270,15 #177;12 mgAEG/100g pendant J=0 jusqu'à 800,19 #177;52 mgAEG/100g durant J= 6, avec une différence significative entre tous ces jours. Alors que les polyphénols de l'échantillon E2 (LS), restaient presque constant cette période.

Pour l'échantillon E5 (S-f), de même on observait une augmentation des valeurs des polyphénols, elles s'étalaient entre 572,40 #177;15 mgAEG/100g, pendant J=0, à 1428,95 #177;20 mgAEG/100g durant J+6, avec une différence significative entre tous ces jours. Alors que les polyphénols de l'échantillon E6 (S), restaient presque constant durant cette période.

Enfin pour les échantillons E3(L-f), E4(L), E7 (Sacch-f) et E8(Eau-Kéfir), les polyphénols étaient presque constants durant toute la période de suivi, avec une différence non significative entre tous les jours.

En résumant, la teneur des polyphénols dans les échantillons E1(LS-f) et E5 (S-f) augmentait durant les six premiers jours de suivi, par rapport à leurs contrôles : E2(LS) et E6(S).

48

Cette même variation des produits fermentés E1 (LS-f) et E5 (S-f) a été trouvée dans le travail de M'hir et al en étudiant, l'effet de la fermentation de sirop de datte additionné au lactosérum par les grains de kéfir [15]. Aussi nos résultats étaient similaires à ceux trouvés par M'hir et al. En effet ils ont trouvé que la fermentation par les grains de Kéfir augmentait la teneur des polyphénols de la farine de caroube et d'avoine additionnée au lactosérum [50]. Cette augmentation, pouvait être expliquée par le fait que les activités métaboliques des micro-organismes contenant dans ces échantillons, pouvaient modifier certaines composantes bioactives. En effet, Pendant la fermentation des végétaux, les bactéries lactiques étaient capables d'hydrolyser les composés phénoliques présents sous forme de polymères, libérant ainsi des molécules bioactives en augmentant leur biodisponibilité. Plusieurs enzymes impliquées dans ces mécanismes d'hydrolyses ont été caractérisées, notamment la B-glycosidase et l'acide phénolique décarboxylase [51].

Cependant, depuis J+8 jusqu'à J=14, la teneur des polyphénols présentes dans E1 (LS-f), commençait à diminuer de 650 #177;37 mgAEG/100g à 344,37 #177;21 mgAEG/100g, ayant une différence significative durant toute cette période. Aussi, les polyphénols totaux dans E2 (LS), diminuait de 246 #177;18 mgEAG/100g à 150 #177;7 mgEAG/100g, avec une différence significative entre J+8/J+11 et J+11/J+14.

De même, pour l'échantillon E5 (S-f), les composés phénoliques passaient de 1118,45 #177;61,66 mgAEG/100g à 760 #177;42 mgAEG/100g, et la différence était significative. Ainsi, les composés phénoliques de E6(S) diminuaient de 480 #177;31 mgEAG/100g à 400 #177;18 mgEAG/100g pendant J+14. Mais la différence était significative seulement entre J+6/j+8, J+8/J+11 et J+11/J+14 (p=0).

La diminution des polyphénols dans les produits fermentés E1(LS-f) et E5(S-f), était étudiée par Patil et al, à travers la valorisation de la pulpe de café pour le développement d'une boisson probiotique à base de Kéfir [35].

Aussi, dans un cadre d'une recherche doctorale Gbogbri, rapportait qu'au cours de la fermentation du cacao la teneur en polyphénol a diminué de 15533#177;316 ugEAG/g de cacao à 5727 #177; 101 ugEAG /g [52].

De plus, la baisse des polyphénols dans l'échantillon E2 (LS), a aussi été illustré dans le travail de Ben Abdallah et al où ils ont prouvé que les polyphénols d'extrait de grenade ont diminué de, 26,45% and 6,74% respectivement après une incubation dans l'ovalbumine et la caséine du lait.

49

Aussi la réduction du taux des polyphénols dans l'échantillon E6 (S) était similaire d'une étude réalisée sur le pouvoir réducteur des enzymes de dégradation des polysaccharides, sur les pro-anthocyanes absorbées par la paroi cellulaire [53].

En résumant, pendant la fermentation, les composés phénoliques subissent des changements biochimiques qui conduisent à une dégradation et réduction de la teneur en polyphénols. Ces derniers subissent une oxydation pour devenir des composés macromoléculaires condensés [54]. Ce processus implique à la fois des réactions enzymatiques et non enzymatiques catalysées par la polyphénol oxydase [55]. Cette enzyme est fortement inactivée au cours des premiers jours de la fermentation [56,52]. De plus, de ces mécanismes, la dégradation des polyphénols pouvait être due suite au phénomène de complexation des composés phénoliques par les protéines du lait d'une part, et par les polysaccharides d'autre part, ce qui prouve, d'ailleurs la légère diminution des polyphénols dans E2 (LS) et E6(S) [22,57,53].

5.5 Variation de la teneur en flavonoïdes totaux

v Variation des flavonoïdes totaux dans les huit échantillons Les flavonoïdes constituent la plus vaste classe des composés phénoliques.

Les principales classes des flavonoïdes sont : les flavonols les flavones, les flavanones, les flavan-3-ols, les isoflavones et les anthocyanes [58].

Au cours du premier jour d'expérimentation (J=0), la valeur des flavonoïdes totaux était 20,32 #177; 0,17 mgEQ/100g dans l'échantillon un (LS-f), et 20,24 #177; 0,2 mgEQ/100g dans l'échantillon deux (LS). Nous n'avons pas pu comparer ces résultats à la littérature vue l'absence d'une étude illustrant ce sujet.

Les flavonoïdes étaient dans l'échantillon trois (L-f) et quatre(L) très faibles et constants tout au long de la période d'expérimentation : 3,4 #177;0,03 mgEQ/100g et 2,96 #177;0,11 mgEQ/100g.

Ceux de l'échantillon cinq (S-f) et six (S) trouvés dans cette étude, étaient respectivement 105,13 #177;8,71 mgEQ/100g et 107 #177; 9 mgEQ/100g. Ces valeurs étaient proches de celles trouvées par Abbes et al. Cependant ils ont trouvé la valeur des flavonoïdes de sirop de datte tunisienne égale à 92,2 mgEC/100g (variété Allig) et 194,5 mgEC/100g (variété Deglet Nour) [46]. Alors que Al-Mamary et al, indiquait une valeur supérieure de la nôtre : 310 à 554 mg EQ/100g [59].

50

Finalement les flavonoïdes étaient presque nuls et constants dans les deux derniers échantillons (E7 : Sacch-f et E8 : Eau-Kéfir), à savoir 2,1 #177;0,05 mgEQ/100g et 1,42 #177;0,02 mgEQ/100g.

v Variation des flavonoïdes totaux dans chaque échantillon pendant 14 jours

Concernant l'échantillon E1 (LS-f), on observait une hausse de la valeur de taux des flavonoïdes totaux de 20,32 #177;0,17 mgEQ/100g pendant J=0 pour atteindre la valeur de 82,79 #177;3,43 mgEQ/100g pendant J=6, avec une différence significative entre tous ces jours. Alors que les flavonoïdes de l'échantillon E2 (LS), restaient presque constant durant cette période.

En observant l'échantillon E5 (S-f), les flavonoïdes totaux viraient de 105,13 #177;8,71 mgEQ/100g à 187,01 #177;12 mgEQ/100g, pendant respectivement J=0 et J+6, avec une différence significative entre tous ces jours. Tandis que les flavonoïdes de l'échantillon E6 (S), restaient presque constant durant cette période.

Enfin pour les échantillons E3(L-f), E4(L), E7 (Sacch-f), et E8 (Eau-Kéfir) les flavonoïdes étaient presque constants durant toute la période de suivi.

En résumant, la teneur des flavonoïdes dans les échantillons E1(LS-f) et E5(S-f) augmentait durant les six premiers jours de suivi, par rapport à leurs contrôles : E2(LS) et E6(S).

Cette variation des flavonoïdes était aussi illustrée par Lopusiewicz et al, lorsqu'ils ont travaillé sur le développement de nouvelles boissons non laitières à base de graines de cumin noir (Nigella sativa L.), fermentées avec des grains de kéfir. En effet, dans cette étude le taux des flavonoïdes totaux virait de 0.35 #177;0,07mgEQ/mL à 0,53 #177;0,06 mgEQ/mL [60].

Aussi, Lopusiewicz et al ont abouti au même résultat que le nôtre. Cependant, ils rapportaient l'augmentation du taux des flavonoïdes d'une boisson de bleu Lupin fermentée par les grains de Kéfir, de 13,75 #177;0,07 mgQE/mL à 23,92 #177;0,04 mgQE/mL [61]. Cette augmentation était due, non seulement, suite à l'augmentation des composés phénoliques, mais aussi suite, à l'activité enzymatique déclenchée au cours de la fermentation.

51

Mais, dès le 8^éme jour jusqu'au 14eme jour, la teneur des flavonoïdes présents dans l'échantillon E1(LS-f), commençait à diminuer progressivement de 71,83 #177;3,13 mgEQ/100g à 33,82 #177;2,34 mgEQ/100g. Aussi, les flavonoïdes totaux dans E2 (LS), diminuait 18 #177;0,1 mgEQ/100g à 7#177;0,01 mgEQ/100g, avec une différence significative entre J+8/J11.

De même, pour l'échantillon E5(S-f), les flavonoïdes passaient de 141 #177;7 mgEQ/100g à 120 #177;9 mgEQ/100g, et la différence était significative. Ainsi, les flavonoïdes de E6(S) diminuaient de passaient de 109 #177;3 mgEQ/100g à 80 #177;2,2 mgEQ/100g pendant J+14, ayant une différence significative durant cette période.

La diminution des taux de flavonoïdes pendant le processus de fermentation, a été aussi illustré dans l'étude de la fermentation des pulpes de café par les grains de Kéfir citée ci-dessus. En effet, le taux des flavonoïdes baissait de 71,4 #177;2,2 mgCE/g à 65,3#177;1,9 mgCE/g [35]. Aussi, la diminution trouvée dans E2 (LS), été illustrée aussi dans le travail de Ben abdallah et al [22]. En effet, ils ont trouvé que l'incorporation de â-caséine dans la solution étudiée conduit à une baisse des pro anthocyanes de peau de grenade et de kaki, respectivement de 35,09% et 42,21%. De même, la baisse des flavonoïdes dans l'échantillon E6 (S), a été aussi illustrée dans le travail de Ben abdallâh et al, lorsqu'ils ont rapporté que l'ajout des enzymes, dégradant les polysaccharides, a diminué les pro-anthocyanes de 36,4% à 27,5% [53].

Pour résumer, depuis J=8 jusqu'à J+14, la teneur des flavonoïdes dans les échantillons E1(LS-f), E2(LS), E5(S-f) et E6(S) diminuaient au cours du temps. Cette variation, pouvait être causée non seulement par la diminution des composés phénoliques totaux dans ces échantillons, durant les 8 derniers jours, mais aussi par l'action enzymatique expliquée ci-dessus, la capacité des flavonoïdes à interagir avec les protéines du lait ainsi que les polysaccharides, ce qui engendre le phénomène des complexations [22,57,53].

5.6 Variation du pouvoir antioxydant

v Variation des pourcentages d'inhibitions antiradicalaires dans les huit échantillons

Les antioxydants sont des substances vitales qui possèdent la capacité de protéger la membrane cellulaire des dommages causés par le stress oxydatif induit par les radicaux libres [62].

52

Au cours du premier jour d'expérimentation (J0), le pourcentage d'inhibition des radicaux libres était de 31,32 #177;2,06 % dans l'échantillon un (LS-f), et de 31,79 #177;2,80% dans l'échantillon deux (LS). Faute d'articles étudiant l'activité antiradicalaire du lait additionné au sirop de datte nous n'avons pas pu comparer ces résultats à la littérature.

Pour l'échantillon trois(L-f) et quatre (L), le pourcentage d'inhibition était respectivement, 14,85 #177;0,70 % et 14,59 #177;0,01 %. Ce résultat pouvait montrer que le lait de vache possède des molécules réagissant avec les radicaux libres.

Le pourcentage d'inhibition de l'échantillon cinq (S-f) et six (S) trouvait dans cette étude était respectivement 61,11 #177;2,06 % et 61,44 #177;2,19 %. Nos résultats étaient en accord avec ceux obtenus par Abbes et al [47]. Selon ces auteurs, l'activité anti-radicalaire de miel de datte tunisienne est comprise entre 43 % et 76 % pour respectivement les variétés Allig et Deglet Nour. Mais, ces résultats étaient inférieurs à ceux enregistrés par Al-Mamary et al pour le sirop de datte du Yémen : 67,94 % à 94,27 % [59].

Enfin pour les échantillons E7 (Sacch-f) et E8 (Eau-Kéfir), les pourcentages d'inhibition étaient presque constants durant toute la période de suivi.

v Variation des pourcentages d'inhibitions dans chaque échantillon, pendant 14 jours

Concernant l'échantillon E1 (LS-f), on observait une augmentation du pourcentage antiradicalaire de 31,32 #177;2,06 % au cours du premier jour de suivi jusqu'à 52,63 #177;3,10 % au sixième jour.

Concernant l'échantillon E3 (L-f), le pourcentage évoluait de 14,85 #177;0,70 %, à 27,83 #177;1,12 % entre respectivement le premier jour de suivi et le sixième jour.

De même pour l'échantillon E5 (S-f), on observait une augmentation de 61,44 #177;2,19 %, au cours de J=0, à 90,16 #177;7,65 % pendant J+6.

Néanmoins, le pouvoir antioxydant des échantillons E3 (L-f) et E4 (L), n'était pas nul, comme c'était le cas pour les polyphénols totaux. Ce résultat pouvait être expliqué que certaines molécules bioactives présentes dans le lait (La vitamine A (bêta-carotène), la vitamine E (L'á-tocophérol), l'acide alpha-linolénique, protéines...etc.) possèdent un certain pouvoir antiradicalaire [63].

53

Finalement pour les échantillons E4 (L), E7 (Sacch-f) et E8 (Eau-Kéfir), l'activité antioxydante était presque nulle est constante, respectivement 13,65 #177;0,91%, 1,66 #177;0,2 % et 1,46 #177;0,2 %

Pour résumer, depuis J=0 jusqu'à J+6, le pouvoir antioxydant des échantillons E1(LS-f) et E5 (S-f) suit la même variation que la teneur en polyphénols et flavonoïdes au cours des six premiers jours. Cette augmentation est expliquée d'une part, que pendant les 6 premiers jours, il existait une corrélation positive entre les composés phénoliques et les activités antioxydants, avec respectivement (R² =0,97), (R² =0,90), et (R² =0,90), pour J=0, J+3, et J+6. Ces corrélations étaient en accord avec les résultats de plusieurs publications, qui ont rapporté une corrélation positive entre tout le contenu phénolique et l'activité antioxydante [64,65,66] D'autre part, les levures ont la capacité de produire des molécules capables d'inhiber les chaines radicalaires [67]. De plus, pendant la fermentation, les bactéries lactiques possédaient, également, des enzymes responsables de la libération des molécules à haute activités antioxydantes, telle que la tyrosine et la cystéine [68].

Cependant, depuis le 8^ème jour jusqu'à 14^ème, les molécules antioxydantes présentes dans l'échantillon E1(LS-f), commençaient à diminuer de 43,73 #177;2,94 % à 35,55 #177;1,19 %, avec une différence significative entre ces jours.

De même, pour l'échantillon E2 (LS) le pourcentage d'inhibition changeait de 31 #177;1 % à 26 #177;0,99 %, respectivement pour les J+8 et J+14, avec une différence significative entre J+6/J+8 et J+8/J+11.

Concernant l'échantillon E5 (S-f), l'activité antioxydante, virait de 73,89 #177;2,54 %, durant J+8, à 67,26 #177;3,5 % durant J+14. Aussi pour l'échantillon E6(S) l'activité antioxydante a diminué de 61,75 #177;3,25 %, jusqu'à 50 #177;2,16 %, avec une différence significative entre J+6/J+8 et J+11/J+14.

En conclusion, le pouvoir antioxydant diminuait progressivement au cours des 8 derniers jours, dans les échantillons E1(LS-f), E2(LS), E5(S-f) et E6(S). Cette diminution pouvait être due à cause de la diminution des polyphénols totaux durant les huit derniers jours, additionnés aux phénomes des complexations des protéines de lait ainsi que des polysaccharides [22,57,53].

54

5.7 Evaluation des caractéristiques organoleptiques

5.7.1 Evaluation des connaissances de l'échantillon étudié sur le kéfir et le sirop de datte

Nous n'avons pas trouvé dans la bibliographie des articles qui reflètent le niveau des connaissances des individus, ni sur le Kéfir, ni sur le sirop de datte.

5.7.2 Evaluation de la qualité sensorielle

Selon les dégustateurs, l'échantillon E1(LS-f) a révélé majoritairement la présence d'arôme lacté (60%) suivie d'un arome fermenté (20%). Son odeur était classifiée de 52% lactée et 24% acide. Cette acidité est retrouvée aussi dans le travail de Bouchahda Z et Sahnoun [69]. La texture de cette boisson était, en majorité, consistante (91%), et sa couleur prenait 97% la couleur blanchâtre. Ce produit, avait un degré d'acceptabilité égale à 7,12/10.

Tandis que, l'échantillon E2 (LS) a révélé majoritairement la présence d'arôme lactée (85%), suivie d'un arome acide (7%). Son odeur était classée de 81% lactée et 15% normale. Sa texture était, en majorité consistante (92%) et sa couleur prenait 100% une couleur blanchâtre. Cette boisson, avait un degré d'acceptabilité égale à 6,24/10.

Ces résultats étaient proches à une étude réalisée par S. Lairini et al, en évaluant les caractéristiques organoleptiques du kéfir du lait à travers une échelle de score allant de 1à 8 [70]. Aussi l'acceptabilité de ce produit alimentaire a été rapporté par Mhir et al [15].

Pour, l'échantillon E5 (S-f) a révélé majoritairement la présence d'arôme acide (45%), suivie d'un arome alcoolisé (35%). Son odeur était classée de 58% alcoolisée et 27% acide. Sa texture était, en majorité fluide (49%), sirupeuse (30%) et sa couleur prenait 100% une couleur brunâtre. Cette boisson, avait un degré d'acceptabilité égale à 5,25/10.

55

Finalement l'échantillon E6 (S) a révélé majoritairement la présence d'arôme fruité rappelant le gout des dattes (88%). Son odeur était classée comme normale 90%. Sa texture était, en majorité fluide (80%) et sirupeuse (20%) et sa couleur prenait 100% une couleur brunâtre. Cette boisson, avait un degré d'acceptabilité égale à 3,89/10. La présence d'arôme alcoolisée, est caractéristique de la présence des levures, subissant la fermentation alcoolique, et son odeur acide est sans doute liée à l'activité des bactéries acétiques qui auraient produit de l'acide acétique [70].

56

6.Conclusion

Globalement, notre travail a contribué à la production d'une boisson probiotique fermentée par les grains de Kéfir, à base de sirop de datte. L'optimisation de la teneur en polyphénols totaux, en flavonoïdes et en antioxydants a été observée le 6^ème jour de la fermentation dans ces deux échantillons :

Ø E1 (LS-f) : 50 mL de lait écrémé stérilisé + 5 mL sirop de datte stérilisé (11,2%) + 1,5 g grains de kéfir.

Ø E5 (S-f) : 5 mL sirop de datte stérilisé (11,2%) + 1,5 g grains de kéfir + 50 mL d'eau distillée.

Ce produit peut être aussi adapté dans différents substrats, permettant la production et la commercialisation de nouvelles boissons fonctionnelles. En raison, d'une part de ses caractéristiques organoleptiques, et d'autre part de son effet thérapeutique attribuée à la fois à la présence de micro-organismes probiotiques, ainsi qu'à la grande diversité de ses composés bioactifs produits au cours de la fermentation.

57

Les réferences bibliographiques

1. Chilton SN, Burton JP, Reid G. Inclusion of fermented foods in food guides around the world. Nutrients. 2015;(7):390-404.

2. anlier N, Gökcen BB, Sezgin AC.Health benefits of fermented foods. Crit Rev Food Sci Nutr.4 Fév 2019; 59(3): 506-27.

3. Ray RC, Joshi VK. Fermented foods: Past, Present and Future. Res Gate [En

ligne].2014[consulté le 24 mai 2022] :1-37. Disponible sur :
http://rgdoi.net/10.13140/2.1.1849.8241

4. Prado MR, Blandón LM, Vandenberghe LPS, Rodrigues C, Castro GR, Thomaz-Soccol V et al. Milk kefir: Composition, microbial cultures, biological activities, and related products. Front. Microbiol.30 Oct 2015 :6 :1177.

5. Rosa DD, Dias MMS, Grzeoekowiak £M, Reis SA, Conceição LL, Peluzio MDCG. Milk kefir: nutritional, microbiological and health benefits. Nutr Res Rev. Juin 2017;30(1):82-96.

6. Otles S, Cagindi O. Kefir: A probiotic dairy-composition, nutritional and therapeutic aspects. Pak J Nutr. 15 Fev 2003;2(2), 54-9.

7. Ebner J, Aþçý Arslan A, Fedorova M, Hoffmann R, Küçükçetin A, Pischetsrieder M. Peptide profiling of bovine kefir reveals 236 unique peptides released from caseins during its production by starter culture or kefir grains. J. Proteomics. Mars 2015:117:41-57.

8. Brasil GA, Silva-Cutini MA, Moraes FSA, Pereira TMC, Vasquez EC, Lenz D, et al.The benefits of soluble non-bacterial fraction of kefir on blood pressure and cardiac hypertrophy in hypertensive rats are mediated by an increase in baroreflex sensitivity and decrease in angiotensin-converting enzyme activity. Nutrition. Juil 2018;51-52:66-72.

9. Hernández-Ledesma B, del Mar Contreras M, Recio I. Antihypertensive peptides: Production, bioavailability and incorporation into foods. Adv Colloid Interface Sci. Juin 2011;165(1):23-35.

10. Kwon YI, Apostolidis E, Shetty K. Anti-diabetes functionality of Kefir cultureMedi-ated fermented soymilk supplemented with Rhodiola extracts. Food Biotechnol. Jan 2006;20(1):13-29.

11.

58

Rosa DD, Grze'skowiak £M, Ferreira CLLF, Fonseca ACM, Reis SA, Dias MM et al. Kefir reduces insulin resistance and inflammatory cytokine expression in an animal model of metabolic syndrome. Food Funct. 2016;7(8):3390-401.

12. De Vrese M, Marteau PR. Probiotics and Prebiotics : Effects on Diarrhea. J Nutr. 1 Mars 2007;137(3): S803-S811.

13. Ahmed Z, Wang Y, Ahmad A, Khan ST, Nisa M, Ahmad H, et al. Kefir and Health: A Contemporary Perspective. Crit Rev Food Sci Nutr. Jan 2013;53(5):422-34.

14. Leite AMO, Miguel MAL, Peixoto RS, Rosado AS, Silva JT, Paschoalin VMF. Microbiological, technological and therapeutic properties of kefir: a natural probiotic beverage. Braz J Microbiol. 2013;44(2):341-9.

15. Mhir S, Rtibi K, Mejri A, Ziadi M, Aloui H, Hamdi M, et al. Development of a Novel Whey Date Beverage Fermented with Kefir Grains Using Response Surface Methodology. J Chem. 24 Déc 2019 ;2019 :1-13.

16. Battesti, V. Jardins au désert : Evolution des pratiques et savoirs oasiens : Jérid tunisien. [En ligne]. IRD éditions : 2005 [cité 19 mars 2022]. Disponible sur : http://books.openedition.org/irdeditions/10160

17. Nacib N, Nacib A, Boudjelal A, Benslimane C, Blanchard F, Boudrant J.The effect of supplementation by different nitrogen sources on the production of lactic acid from date juice by Lactobacillus casei subsp. Rhamnosus. Biores. Technol. Juin 2001 ;78(2):149-53.

18. Mimouni Y, Siboukeur O. Etude des propriétés nutritives et diététiques des sirops de dattes extraits par diffusion, en comparaison avec les sirops à haute teneur en fructose (isoglucoses), issues de l'industrie de l'amidon. Ann of Sci Tech. 2011 ;3(1):1-11.

19. Al-hooti SN, Sidhu JS, Al-Saqer JM, Al-Othman A. Chemical Composition and Quality of Date Syrup as Affected by Pectinase, Cellulose Enzyme Treatment. Food Chem. Nov 2002;79(2):215-20.

20. Bousdira K. Contribution à la connaissance de la biodiversité du palmier dattier pour une meilleure gestion et une valorisation de la biomasse: caractérisation morphologique et biochimique des dattes des cultivars les plus connus de la région du Mzab, classification et évaluation de la qualité. [Thèse : Biochimie Appliquée]. Algérie : Université de Boumerdès ; 2007.

21. Singleton VL., Rossi JA. Colorimetry of total phenolics with phosphomolybdic-phos-photungstic acid reagents. Am J of Enology and Viticulture.1965 ;16 : 144-58.

22.

59

Ben Abdallah R, Bautista-Ortin AB, Ghazouani T, Talbi W, Jiménez-Martinez MD, Gómez-Plaza E, et al. Proteolytic regulation of the extent of dietary proteins with skin grape proanthocyanidin and anthocyanidin's interactions. Int J Food Sci Tech-nol. Mai 2019;54(5):1633-41.

23. Lagnika L. Etude phytochimique et activité biologique de substances naturelles isolées de plantes béninoises. [Thèse : pharmacognosie]. Strasbourg : Université Louis Pasteur, Strasbourg.2005 :249.

24. Dewanto V, Wu X, Adom KK, Liu RH. Thermal processing enhances the nutritional value of tomatoes by increasing total antioxidant activity. J of Agric and Food Chem. 8 mai 2002 ; 50(10) :3010-4.

25. Sirivibulkovit K, Nouanthavong S, Sameenoi Y. Paper-based DPPH Assay for Antioxidant Activity Analysis. Anal Sci. 10 Juil 2018;34(7):795-800.

26. Fattouch S, Caboni P, Coroneo V, Tuberoso CIG, Angioni A, Dessi S, et al. antimicrobial activity of Tunisian quince (Cydonia oblonga Miller) pulp and peel polyphe-nolic extracts. J Agric Food Chem. 1 Févr 2007 ;55(3):963-9.

27. Branger A, Richer MM, Roustel S. Alimentation, sécurité et contrôles microbiolo-giques. Dijon : Éducagri éd ; 2007

28. Mosbah S, Boudjenah-Haroun S, Mekkaoui S. Effets de la fermentation et de l'ajout du sirop de datte sur la qualite du lait de chamelle. Rev BioRess. Déc 2021 ;11(2) :51-9.

29. Sboui A, Khorchani T, Djegham M, Belhadj O. Comparaison de la composition phy-sicochimique du lait camelin et bovin du Sud tunisien ; variation du pH et de l'acidité à différentes températures. Afr Sci Rev Int Sci Technol. 9 Nov 2010 ;5(2).

30. Karagözlü C, Ünal G, Akalýn AS, Akan E, Kýnýk Ô. The supplementary effect of black and green tea infusion on antimicrobial activities of kefir. food health.2018;4(2)124-31.

31. Gheraissa T, Hamidani I. Etude de quelques caractéristiques physico-chimiques du sirop traditionnel des dattes de deux variétés (Ghars et Tinissine). [Thèse : Biochimie Appliquée]. Algérie : Université El Oued ; 2018.

32. Mimouni Y. Développement de produits diététiques hypoglycémiants à base de dattes molles variété « Ghars », la plus répandue dans la cuvette de Ouargla. [Thèse : Sciences Biologiques]. [Thèse : Biochimie Appliquée]. Algérie : Université Kasdi Marbah Ouargla ; 2015.

33. Sadallah F Z, Toumi H. Etude de quelques caractéristiques physico-chimiques de sirop des dattes de deux variétés (Takermoust et Hamraya). [Thèse : Biochimie Appliquée]. Algérie : Université Eloued; 2020.

34.

60

Karina Teixeira Magalhães, Gilberto Vinícius de Melo Pereira, Cássia Roberta Campos, Giuliano Dragone, Rosane Freitas Schwan. Brazilian kefir: structure, microbial communities and chemical composition. Braz J Microbiol.2011;42: 693- 702.

35. Patil S, Pimpley V, Warudkar K, Murthy PS. Valorisation of Coffee Pulp for Development of Innovative Probiotic Beverage Using Kefir: Physicochemical, Antioxidant, Sensory Analysis and Shelf-Life Studies. Waste Biomass Valorization. Fév 2022;13(2):905-16.

36. Afzaal M, Saeed F, Saeed M, Ahmed A, Ateeq H, Nadeem MT, et al. Survival and stability of free and encapsulated probiotic bacteria under simulated gastrointestinal conditions and in pasteurized grape juice. J Food Process Preserv [En ligne]. Mars 2020 [cité 26 janvier 2022] ;44(3). Disponible sur : https://onlinelibrary.wi-ley.com/doi/10.1111/jfpp.14346

37. Benkhelifa N. Etudes des caractéristiques physicochimiques, biochimiques et activité antioxydante de quelques vinaigres traditionnels de la région de Ghardaïa. [Thèse : Biochimie Appliquée]. Algérie : Université de Ghardaïa ; 2020.

38. Ould EL-Hadj MD, Sebihi AH, Siboukeur O. Qualité hygiénique et caractéristique physico-chimique du vinaigre traditionnel de quelques variétés de dattes d'Ouargla. Rev Energ Ren : Production et Valorisation - Biomasse ; 2001 :87-92.

39. Abaidi S, Otmani K. Caractérisation de quelques paramètres physico-chimiques et biochimiques du vinaigre de datte de la variété Tinissine de la région d'El Oued. [Thèse : Biochimie Appliquée]. Algérie : Université Echahid Hamma Lakhdar -El OUED ;2017.

40. Boulal A, Kihal M, Meknassi A. Etude du Pouvoir Fermentaire de Levures Isolées Naturellement à Partir des Dattes au Sud d'Algérie (Application à la Fermentation de Deux Variétés de Dattes Communes de Faible Valeur Marchande. 2016.

41. Norberto A.P, Marmentini R.P, Carvalho P.H, Campagnollo F.B, Takeda H.H, Al-berte T.M, et al. Impact of partial and total replacement of milk by water-soluble soybean extract on fermentation and growth parameters of kefir microorgan-isms.2018;93:491-98.

42. Garrote GL, Abraham AG, De Antoni G L. Chemical, and microbiological characterisation of kefir grains. Journal of dairy research. 2001;68: 639-52.

43. Gao J, Gu F, Abdella NH, Ruan H, He G. Investigation on Culturable Microflora in Tibetan Kefir Grains from Different Areas of China. J Food Sci. Août 2012;77(8):M425-33.

44.

61

Quideau S, Deffieux D, Douat-Casassus C, Pouységu L. Plant Polyphenols: Chemical Properties, Biological Activities, and Synthesis. Angew Chem Int Ed. 17 Jan 2011;50(3):586-621.

45. Wu X, Beecher GR, Holden JM, Haytowitz DB, Gebhardt SE, Prior RL. Lipophilic and Hydrophilic Antioxidant Capacities of Common Foods in the United States. J Agric Food Chem. 1 Juin 2004;52(12):4026-37.

46. Dhaouadi K, Raboudi F, Estevan C, Barrajón E, Vilanova E, Hamdaoui M, et al. Cell Viability Effects and Antioxidant and Antimicrobial Activities of Tunisian Date Syrup (Rub El Tamer) Polyphenolic Extracts. J Agric Food Chem. 12 Jan 2011;59(1):402-6.

47. Abbès F, Kchaou W, Blecker C, Ongena M, Lognay G, Attia H, et al. Effect of processing conditions on phenolic compounds and antioxidant properties of date syrup. Ind Crops Prod. Jan 2013; 44:634-42.

48. Al-Farsi M, Alasalvar C, Al-Abid M, Al-Shoaily K, Al-Amry M, Al-Rawahy F. Compositional and functional characteristics of dates, syrups, and their by-products. Food Chem. Jan 2007;104(3):943-7.

49. Hadjer H, Lynda Z. Détermination des apports en substances bioactives et évaluation de l'activité antioxydante dumiel de dattes. [Thèse : Sciences des Aliments]. Algérie : Université bejaia; 2015.

50. M'hir S, Filannino P, Mejri A, Tlais AZA, Di Cagno R, Ayed L. Functional Exploitation of Carob, Oat Flour, and Whey Permeate as Substrates for a Novel Kefir-Like Fermented Beverage: An Optimized Formulation. Foods. 1 Fév 2021;10(2):294.

51. Rodríguez H, Curiel JA, Landete JM, de las Rivas B, de Felipe FL, Gómez-Cor-dovés C, et al. Food phenolics and lactic acid bacteria. Int J Food Microbiol. Juin 2009 ;132(2-3) :79-90.

52. Gbogbri G F. Impact de la fermentation sur les propriétés antioxydantes, anti-inflammatoires et immunomodulatrices du cacao. [Thèse : Biochimie et physico-chimie alimentaires]. Montpellier : Université Montpellier ; 2019.

53. Bautista-Ortín A, Ben Abdallah R, Castro-López L, Jiménez-Martínez M, Gómez-Plaza E. Technological Implications of Modifying the Extent of Cell Wall-Proantho-cyanidin Interactions Using Enzymes. Int J Mol Sci. 18 Jan 2016;17(1):123.

54. Jalil A, Ismail A. Polyphenols in Cocoa and Cocoa Products: Is There a Link between Antioxidant Properties and Health? Molecules. 16 Sept 2008;13(9):2190-219.

55.

62

Radojèiæ Redovnikoviæ I, Delonga K, Mazor S, Dragoviæ-Uzelac V, Cariæ M, Vorka-piæ-Furaè J. Polyphenolic content and composition and antioxidative activity of different cocoa liquors. Czech J Food Sci. 28 Oct 2009;27(5):330-7.

56. Oracz J, Zyzelewicz D, Nebesny E. The Content of Polyphenolic Compounds in Cocoa Beans ( Theobroma cacao L.), Depending on Variety, Growing Region, and Processing Operations: A Review. Crit Rev Food Sci Nutr. 29 Juil 2015;55(9):1176-92.

57. Siebert KJ. Effects of Protein-Polyphenol Interactions on Beverage Haze, Stabilization, and Analysis. J Agric Food Chem. 1 Fév 1999;47(2):353-62.

58. Singla RK, Dubey AK, Garg A, Sharma RK, Fiorino M, Ameen SM, et al. Natural Polyphenols: Chemical Classification, Definition of Classes, Subcategories, and Structures. J AOAC Int. 1 Sep 2019;102(5):1397-400.

59. Al-Mamary M, Al-Habori M, Al-Zubairi AS. The in vitro antioxidant activity of different types of palm dates (Phoenix dactylifera) syrups. Arab J Chem. Déc 2014;7(6):964-71.

60. £opusiewicz £, OEmietana N, Paradowska D, Drozowska E. Black Cumin (Nigella sativa L.) Seed Press Cake as a Novel Material for the Development of New Non-Dairy Beverage Fermented with Kefir Grains. Microorganisms. 27 Jan 2022;10(2):300.

61. £opusiewicz £, Drozowska E, Trocer P, Kwiatkowski P, Bartkowiak A, Gefrom A, et al. The Effect of Fermentation with Kefir Grains on the Physicochemical and Antioxidant Properties of Beverages from Blue Lupin (Lupinus angustifolius L.) Seeds. Molecules. 8 Déc 2020;25(24):5791.

62. Filip S. Basil (Ocimum basilicum L.) a Source of Valuable Phytonutrients. Int J Clin Nutr Diet [En ligne]. 31 mai 2017 [cité 17 avril 2022] ;3(1) :1-5. Disponible sur : https://www.graphyonline.com/archives/IJCND/2017/IJCND-118/

63. Fauteux MC. Évaluation de l'effet d'apports de caroténoïdes de la luzerne déshydratée sur son transfert dans les sécrétions lactées et la stabilité oxydative des matières grasses du lait. [Thèse : Sciences Animales]. Québec : Université Laval : 2014.

64. Ghedadba N, Hambaba L, Ayachi A, Aberkane MC, Bousselsela H, Oueld-Mokhtar SM. Polyphénols totaux, activités antioxydante et antimicrobienne des extraits des feuilles de Marrubium deserti de Noé. Phytothérapie. Avr 2015 ;13(2) :118-29.

65. Rezgui M, Basma M, Neng N, Nogueira JM, Bettaieb Ben-Kaab L, Machado Araújo ME. Evaluation of Marrubium vulgare Growing Wild in Tunisia for Its Potential as a Dietary Supplement. Foods. 19 Nov 2021 ;10(11) :2864.

63

66. Ghedadba N, Bousselsela H, Hambaba L, Benbia S, Mouloud Y. Évaluation de l'activité antioxydante et antimicrobienne des feuilles et des sommités fleuries de Marrubium vulgare L. Phytothérapie. Fév 2014 ;12(1) :15-24.

67. Fleet G, Querol A. The Commercial and Community Significance of Yeasts in Food and Beverage Production. [En ligne]. Berlin, Heidelberg : Springer Berlin Heidelberg ; 2006 [cité 27 mai 2022] : 1-12. Disponible sur : http://link.sprin-ger.com/10.1007/978-3-540-28398-0 1

68. Virtanen T, Pihlanto A, Akkanen S, Korhonen H. Development of antioxidant activity in milk whey during fermentation with lactic acid bacteria. J Appl Microbiol. Jan 2007;102(1):106-15.

69. Bouchahda Z, Sahnoun A. Effet d'ajout du sirop de datte sur la qualité d'un lait fermenté type yaourt étuvé. [Thèse : Biotechnologie Alimentaire]. Algérie : Université Abdelhamid Ibn Badis-Mostaganem ; 2016 :1-75.

70. Lairini S, Beqqali N, Bouslamti R, Belkhou R, Zerrouq F. Isolement des bactéries lactiques à partir des produits laitiers traditionnels Marocains et formulation d'un lait fermenté proche du Kéfir. Afr Sci Rev Int Sci Techn. 2014 ;10 :267-77.

Les annexes

Annexe 1 : Le questionnaire établi sur les 33 individus

Evaluation de la qualité organoleptique de Kéfir de lait et de kéfir de fruit additionnés au sirop de datte

.

Le kéfir est une boisson artisanale issue de la fermentation du lait ou de jus de fruits sucrés par des microorganismes différents de ceux classiques. Il s'agit des grains de Kéfir qui sont un assemblage de groupes de bactéries et de levures , particulièrement des Lactobacilles, des Lactocoques et des levures Saccharomyces

Ce formulaire permet d'évaluer donc la qualité organoleptique ( gout, odeur, couleur et texture) de deux produits alimentaires fermentés par les grains de Kéfir : * Le kéfir de lait, constitué par : Des grains de Kéfir + Lait écrémé + Sirop de datte. * Le kéfir de fruit, constitué par : Des grains de Kéfir + Eau + Sirop de datte.

Connaissez-vous le Kéfir du lait ? *

Oui Non

Si Oui, aimez-vous le boire ?

Oui
Non

Si Oui, pourquoi vous aimez le boire ?

Parce qu'il est toléré pour les personnes ayant une allergie contre le Lactose Parce qu'il a des nombreuses vertus thérapeutiques bénéfiques pour la santé Parce qu'il est une boisson préparée d'une manière traditionnelle sans additifs alimentaires

Autre

Si non, êtes-vous curieux/curieuse pour vous informer sur ce produit artisanal

et ses bienfaits nutritionnels ?

Oui Non

Connaissez-vous le Kéfir de fruit ? *

Oui Non

Si Oui, est ce que vous aimez le boire ?

Oui

Non

Tout dépend du type de fruit utilisé comme substrat

Si Oui, pourquoi vous aimez le boire ?

Parce qu'il a des nombreuses vertus thérapeutiques Parce qu'il est une boisson naturelle

Connaissez-vous le sirop de datte ? communément connu sous le nom de " Robb" ou "Robb El Tamr " ? *

Oui Non

Si Oui, aimez-vous le consommer ?

Oui Non

Si Oui, pourquoi vous aimez le consommer ?

Parce qu'il a des nombreuses vertus thérapeutiques.

Parce qu'il a un gout sucré ce qu'il lui rend un aliment très énergétique. Et par la

suite, il peut être consommé sous forme d'une collation.

Parce qu'il est un aliment naturel.

Parce qu'il peut être utiliser comme un édulcorant, en remplaçant le sucre blanc.

Autre

Comment trouvez-vous le gout de kéfir du lait à base de sirop de datte ? *

Un gout lacté

Un gout acide

Un gout alcoolisé

Un gout fermenté

Un gout amer

Un gout normal

Autre

Comment trouvez-vous l'odeur de kéfir du lait à base de sirop de datte ? *

Une odeur lactée

Une odeur acide

Une odeur d'alcool

Une odeur désagréable

Une odeur normale

Autre

Comment trouvez-vous la texture de kéfir du lait à base de sirop de datte ? *

Une texture consistante

Une texture fluide

Une texture sirupeuse

Une texture onctueuse

Autre

Comment trouvez-vous la couleur de kéfir du lait à base de sirop de datte ? * Une couleur blanchâtre

Une couleur brunâtre

Autre

Sur une échelle de 10, Combien évaluez-vous le niveau d'acceptation de cette boisson ? *

Comment trouvez-vous le gout du lait additionné au sirop de datte ? *

Un gout lacté

Un gout acide Un gout alcoolisé Un gout fermenté Un gout amer Un gout normal

Autre

Comment trouvez-vous l'odeur du lait additionné au sirop de datte *

Une odeur lactée Une odeur acide

Une odeur d'alcool
Une odeur désagréable Une odeur normale

Autre

Comment trouvez-vous la texture du lait additionné au sirop de datte ? *

Une texture consistante

Une texture fluide

Une texture sirupeuse

Une texture onctueuse

Autre

Comment trouvez-vous la couleur du lait additionné au sirop de datte ? * Une couleur blanchâtre

Une couleur brunâtre

Autre

Sur une échelle de 10, Combien évaluez-vous le niveau d'acceptation de cette boisson ? *

Comment trouvez-vous le gout de kéfir de fruit à base de sirop de datte ? *

Un gout fruité

Un gout d'alcool

Un gout acide

Un gout fermenté

Un gout amer

Autre

Comment trouvez-vous l'odeur de kéfir de fruit à base de sirop de datte ? *

Une odeur d'alcool

Une odeur d'acide

Une odeur désagréable Une odeur normale

Autre

Comment trouvez-vous la texture de kéfir de fruit à base de sirop de datte ? *

Une texture sirupeuse

Une texture fluide

Une texture consistante

Autre

Comment trouvez-vous la couleur de kéfir de fruit à base de sirop de datte ? * Une couleur brune, proche de sirop de datte

Autre

Sur une échelle de 10, Combien évaluez-vous le niveau d'acceptation de cette boisson ?

Comment trouvez-vous le gout de sirop de datte dilué ? * Un gout fruité

Un gout d'alcool

Un gout acide

Un gout fermenté

Un gout amer

Autre

Comment trouvez-vous l'odeur de sirop de datte dilué ? *

Une odeur d'alcool

Une odeur d'acide
Une odeur désagréable Une odeur normale Autre

Comment trouvez-vous la texture de sirop de datte dilué ? *

Une texture sirupeuse

Une texture fluide

Une texture consistante

Autre

Comment trouvez-vous la couleur de sirop de datte dilué ? * Une couleur brune, proche de sirop de datte

Autre

Sur une échelle de 10, Combien évaluez-vous le niveau d'acceptation de cette boisson ?

Après avoir gouté ces produits probiotiques, Pensez-vous les consommer

dorénavant? *

Oui

Non

Pensez-vous que ce nouveau produit alimentaire peut être commercialiser ? * Oui

Non

Pensez-vous que ces nouveaux produits artisanaux à base de Kéfir et de sirop de datte vont contribuer au développement du tourisme médical, et enrichir le

patrimoine culturel et culinaire de la Tunisie ? *

Oui Non

Merci pour votre participation

Annexe 3 : Courbe d'étalonnage des flavonoïdes totaux

1,2

1

0,8

0,6

0,4

0,2

0

Absorance à 510 nm

0 20 40 60 80 100 120 140 160 180

Courbe d'étalonnage des flavonoïdes totaux

Quércitine (ug/mL)

y = 0,0061x + 0,001 R² = 0,9965

Courbe d'etalonnage des polyphenols totaux

1,2

y = 0,0964x + 0,0207 R² = 0,9978

0 2 4 6 8 10 12

0

1

Absorbance à 760 nm

0,8

0,6

0,4

0,2

Acide gallique (ug/mL)

Annexe 2 : Courbe d'étalonnage des polyphénols totaux

Résumé

Introduction : Ces dernières années, l'industrie alimentaire s'est de plus en plus intéressée aux nouveaux produits disponibles dans le marché, en raison des ingrédients fonctionnels qu'ils contiennent. Cette catégorie, comprend certainement les boissons végétales fermentées, qui combinent les propriétés thérapeutiques de la plante aux effets bénéfiques de la fermentation.

Notre travail s'intéresse donc à la production d'une boisson probiotique à base de lait écrémé et de sirop de datte fermenté par les grains de Kéfir.

Matériel et Méthodes : Nous avons préparé huit échantillons : Des échantillons à base de lait écrémé stérilisé, séparées ou en mélange de (11,2%) sirop de datte stérilisé, fermenté ou non. Un échantillon de (11,2%) de sirop de saccharose fermenté, et aussi des grains de Kéfir incubé dans l'eau distillée stérile. Ensuite nous avons déterminer le pH à l'aide d'un pH-mètre, le taux des matières sèches solubles (TSS) à l'aide d'un refractomètre, le poids des grains de Kéfir, les polyphénols totaux (PT) à l'aide du Folin-Ciocalteu, les flavonoïdes totaux (FT) par AlCl3 et les antioxydants par le DPPH. Toutes ces analyses ont été suivi durant 14 jours. Additionnée à ces manipulations, nous avons évalué la qualité sensorielle des produits fermentés, à l'aide d'un questionnaire destiné à 33 individus.

Résultats : Durant les 14 jours de fermentation, le pH et le (TSS), ont diminué significativement (p<0,05), tandis que le poids des grains de Kéfir a augmenté significativement. Les (PT), les (FT), et les molécules antioxydantes ont augmenté significativement durant les 6 premiers jours (p=0). Cependant, à partir du 8^ème jour jusqu'au 14^ème, la teneur en PT, en FT et l'activité antiradicalaire ont diminué significativement au cours du temps.

Conclusion : Ce produit alimentaire, peut être aussi adapté dans différents substrats, permettant la commercialisation de nouvelles boissons fonctionnelles. En raison, d'une part, de ses caractéristiques organoleptiques, et d'autre part de son effet thérapeutique attribuée à la fois à la présence des micro-organismes probiotiques, ainsi qu'à la grande diversité de ses composés bioactifs produits au cours de la fermentation.

Mots clés : Fermentation, Kéfir, sirop de datte (Phoenix dactylifera), potentiels

bioactifs