Memoire Online - Dynamique de la faune culicidienne sur le campus de l'université de Yaoundé I (Cameroun)

L'étude a été menée sur le campus principal de l'Université de Yaoundé I (Fig. 4). Il est situé en plein cSur de la ville de Yaoundé, au sommet de la colline Ngoa-Ekelle au lieu dit plateau Atemengue, dans l'arrondissement de Yaoundé III, dans le département du Mfoundi, avec pour coordonnées géographiques 32 hémisphère Nord à 777873 m du méridien central et à 426826 m de l'équateur.

La superficie du campus occupée est d'environ 59 hectares, y compris les terrains de sport (DIDP).

La couverture pédologique est formée de sols ferrallitiques rajeunis avec érosion et remaniés, intimement associés à des sols minéraux bruns et à des sols peu évolués (Valerie, 1995).

La végétation est composée essentiellement de graminées. Les formations herbacées hydrophiles poussent dans les bas fonds marécageux. On note la présence d'arbustes, d'arbres fruitiers, de plantes ornementales, et d'espaces cultivables par endroits.

Le climat est équatorial de type guinéen avec en moyenne 1500 à 1600 mm de pluie par an, réparties en quatre saisons : une grande saison sèche de mi-novembre à mi-mars; une petite saison des pluies de mi-mars à fin juin ; une petite saison sèche de juillet à août et une grande saison des pluies de septembre à mi-novembre. Les températures moyennes varient entre 18,9 et 27,9°C (Suchel et Tsalefack, 1995). L'hygrométrie moyenne mensuelle est toujours supérieure à 70% (Omoko, 1984).

Le relief est accidenté avec une altitude moyenne de 750m, et un bas fond marécageux où se trouvent les étangs, les bassins de piscicultures et où sont drainées les eaux de ruissellement ainsi que les eaux usées provenant du campus (restaurant, cité universitaire, laboratoires). On note par endroit des collections d'eau stagnante, parfois très polluées et/ou riches en matière organique; un manque de système de drainage des eaux et un centre d'épuration des eaux usées non fonctionnel. Un ruisseau permanent traverse le campus.

L'étude s'est déroulée de mars 2005 à février 2006. Le choix des gîtes larvaires a été fait après la première descente sur le terrain, au cours de laquelle différents types de gîtes potentiels ont été prospectés ; tous ceux qui ont été positifs (présence de la larve de moustique) ont été retenus. Ainsi, un suivi a été fait dans 13 gîtes tous les trois mois. La capture des moustiques adultes a été faite dans 10 chambres de la Cité Universitaire, dont 4 destinées à la capture au moyen des pièges lumineux et 6 pour la capture par pulvérisation intra-domiciliaire d'insecticide. Toutes ces chambres ont été choisies au hasard au rez-dechaussée dans 6 bâtiments de la Cité Universitaire avec le consentement des occupants.

2.3. Mesure des paramètres climatologiques (température, hygrométrie et pluviométrie) - La température et l'hygrométrie : les relevés hebdomadaires ont été effectués grâce à un thermo-hygromètre enregistreur qui indique la température et l'humidité ambiante et enregistre leurs valeurs maximales et minimales, l'appareil est resté sur le site en permanence pendant toute la durée de l'étude.

- La pluviométrie : les hauteurs des précipitations ont été relevées grâce à un pluviomètre à lecture directe gradué en millimètres. Les relevés ont été faits journalièrement.

L'échantillonnage des moustiques a été fait aux stades pré-imaginaux et adulte.

Les larves et/ou les nymphes ont été collectées à quatre reprises pendant les mois de mars, juin, septembre et décembre dans treize gîtes numérotés. La position de chaque gîte a été relevée dans la projection UTM et le système géodésique WGS84, grâce à un appareil GPS portatif.

La méthode de collecte utilisée est celle du «dipping» ou trempage (Service, 1993). Elle consiste à prélever l'eau du gîte à l'aide d'une louche ou d'un petit bac, puis y observer la présence des larves de moustiques. Elles sont alors prélevées à l'aide d'une pipette et transférées dans un récipient portant le numéro du gîte et contenant l'eau du gîte. Ensuite, les larves sont transportées à l'insectarium de l'OCEAC et mises en élevage avant identification.

Deux méthodes de capture ont été utilisées: la capture au moyen de pièges lumineux du type CDC avec un volontaire dormant sous moustiquaire non imprégnée et la capture par pulvérisation intra domiciliaire d'insecticide commercial au pyrèthre.

La capture a été effectuée de mars à décembre 2005 dans quatre chambres de la cité universitaire, à raison d'une nuit de collecte par mois. Le piège lumineux CDC pourvu d'une lampe à incandescence et d'un moteur est installé à environ 1,5 m du sol, auprès d'un lit couvert d'une moustiquaire non imprégnée d'insecticide (Fig. 5). Le volontaire dort sous la moustiquaire, à l'endroit habituel de son lieu de repos. Les moustiques qui entrent dans la chambre pour le piquer sont attirés par la lumière du piège (les autres lumières de la chambre étant éteintes) ; le moteur, en faisant tourner une petite hélice, aspirera les insectes attirés pour les refouler dans une cage en tulle. Ils seront collectés le lendemain et transportés au laboratoire pour identification.

La capture a été effectuée dans six autres chambres de la cité universitaire, à raison d'une matinée par mois pendant la même période. Pour ce faire, toutes les ouvertures sont fermées pour éviter que les moustiques ne s'échappent, puis des draps blancs sont étalés au sol. Après pulvérisation des bombes insecticides du commerce (Wanfu^®), on laisse s'écouler environ dix minutes ; puis, à l'aide des pinces fines, les moustiques tombés sur les draps sont prélevés et mis dans les boîtes de pétri (référencées) (Fig. 6) et transportés au laboratoire pour identification. Cette méthode nous permet de récupérer tous les moustiques dans une pièce bien fermée et d'évaluer la composition de la faune endophile.

Figure 5 : Piège lumineux type CDC Figure 6 : Récolte des moustiques après

Les larves récoltées ont été séparées en sous familles (Culicinae, Anophelinae). Les larves de Culex tigripes ont rapidement été isolées des autres Culicinae à cause de leur action prédatrice. Ensuite, ces larves ont été mises dans des bacs couverts de tulle moustiquaire, contenant l'eau de source et portant chacun une étiquette. Sur chaque étiquette, nous avons indiqué la sous famille et le numéro du gîte. Nous passions tous les matins les nourrir avec de la farine pour alevins (Tétra Min^® Baby), et trier les nymphes qui étaient transférées dans des boîtes en verre puis placés dans une cage couverte de tulle moustiquaire, en vue de l'émergence des adultes. Ceux-ci étaient nourris avec une solution de sucre à 10%.

A l'émergence, les moustiques adultes sont tués et montés sur minutie pour identification morphologique. Sur un moustique couché dorso-ventralement, on insère une minutie montée sur paillette au centre du thorax entre les deux pattes médianes. Puis, cette paillette est épinglée par une grosse aiguille sur laquelle on insère d'autres paillettes. Sur ces paillettes, on inscrit les informations se rapportant au moustique. Le moustique ainsi monté est identifié, référencé (Fig. 7), et conservé dans une boîte de collection.

Nous avons utilisé les techniques morphologiques classiques et les tests moléculaires pour les anophèles.

Les adultes issus de l'élevage et des captures ont été examinés sous la loupe binoculaire et identifiés à l'aide des clés d'identification morphologiques établies par Gillies et De Meillon (1968) et Gillies et Coetzee (1987) pour les anophèles, Edwards (1941), Jupp (1996) et par référence aux collections de l'OCEAC pour les Culicinae. Le tableau 1 présente les caractères morphologiques distinctifs de quelques moustiques adultes. Chaque anophèle identifié est placé individuellement dans un tube eppendorf de 1,5 ml contenant du silicagel (dessiccateur), puis il lui est attribué un numéro. Les anophèles ainsi collectés sont conservés à - 20°C. Ils seront utilisés pour les techniques de biologie moléculaire et de biochimie au laboratoire.

Tableau 1 : Caractères morphologiques distinctifs des espèces identifiées (Gillies et De Meillon, 1968; Gillies et Coetzee, 1987; Jupp, 1996)

Espèces	Caractères distinctifs
An. gambiae s.l	Palpe à trois bandes pâles; cinq taches pâles au niveau de la costa, dont deux basales; base de la première nervure pâle; pattes tachetées.
Ae. albopictus	Scutum avec une large ligne médiane argentée qui part de la marge antérieure jusqu'à la zone préscutellaire; scutum sans tache pâle à l'angle.
Cx. quinquefasciatus	Apex du proboscis souvent pâle; sternites blancs non bandés; tergites à bande basale pâle.
Cx. duttoni	Trompe avec un anneau pâle bien défini au milieu; soie mésépimérale inférieure présente ; tarses à anneaux pâles, tibia moyen avec une bande pâle antérieure.
Cx. tigripes	Moustique de grande taille; fémurs et tibias, excepté le fémur postérieur, portent en avant une rangée d'environ 10 petites taches pâles sur fond sombre.
Cx. chorleyi	Proboscis entièrement sombre; tergite avec une mince bande basale pâle incomplète sur certains segments.
Cx. decens	Ecailles scutales uniformément brun rougeâtre, palpe entièrement sombre chez le mâle ; tergite avec une large bande basale.
Cx. guiarti	Tergite sans bande basale ; abdomen avec taches pâles baso-latérales ; flagellum 3 et 4 plus courts que les autres.
Cx. univittatus	Fémur moyen avec une ligne pâle longitudinale ; fémur moyen avec une dorsale noire s'étendant jusqu' à l'extrémité basale du fémur; tergite avec une large bande basale confluente et une tache baso-latérale.
Cx. poicilipes	Trompe avec un anneau pâle bien défini au milieu; pas de soie mésépimérale inférieure ; fémurs et tibias avec des rangées de petites taches antérieures ; tarses à anneaux pâles aux articulations.
Ma. africana	Ecailles pâles du thorax formant des taches ; face antérieure des tibias portant des taches blanches bien séparées les unes des autres.
Ma. uniformis	Ecailles pâles du thorax formant deux bandes longitudinales; taches pâles des faces antérieures des tibias plus ou moins confluentes.

Les espèces et les formes moléculaires ont été identifiées par la technique de PCR-RFLP (Restriction Fragment Length Polymorphism); celle-ci permet de déterminer simultanément les espèces du complexe An. gambiae ainsi que les formes moléculaires M et S lorsqu'il s'agit d~An. gambiae s.s. sur la base d'un polymorphisme de séquence observé sur l'ADN

ribosomal (Fanello et al., 2002). Cette méthode résulte de la combinaison des protocoles établis par Scott et al. (1993) et Favia et al. (1997). Cette technique d'identification par la biologie moléculaire comporte plusieurs étapes: la préparation du matériel biologique, l'amplification de l'ADN par PCR, la digestion enzymatique, l'électrophorèse et la révélation des bandes.

2.6.2.1. Préparation du matériel biologique

Le moustique est sorti de son tube de conservation et déposé sur une feuille de papier. Les pattes (2 pattes) sont coupées à l'aide des pinces fines et introduites dans un microtube portant le numéro du moustique. Le reste du moustique est remis dans le tube de conservation pour d'autres fins (ELISA CSP si le moustique a été capturé au stade adulte par exemple). Les pinces sont ensuite nettoyées avec du papier essuie tout, puis la dissection du moustique suivant nécessite une nouvelle feuille de papier pour éviter une éventuelle contamination. En effet, un tout petit fragment de patte peut donner l'ADN suffisant pour être à l'origine d'une contamination.

Les ailes ou un petit fragment de l'abdomen peuvent également être utilisés comme matériel de départ.

Dynamique de la faune culicidienne sur le campus de l'université de Yaoundé I (Cameroun)

Chapitre 2. Matériel et méthodes

2.6.2.1. Préparation du matériel biologique