CHAPITRE 1 : ETUDES BIBLIOGRAPHIQUE
purifiée jusqu'à
homogénéité à partir du milieu de culture. Le SCL a
montré une stabilité significative en présence de
détergents et de solvants organiques. En outre, SCL était
compatible avec les détergents disponibles dans le commerce et son
incorporation augmentait les performances de dégradation des lipides, ce
qui en faisait un candidat potentiel dans la formulation de
détergent.
Récemment (15 février 2019) une souche
tunisienne Serratia sp ( W3) a été isolé
et purifié. Il a été démontré que la souche
W3 sécrétait une lipase non induite dans le milieu de
culture. L'activité lipolytique a été
optimisée à l'aide de de la méthode de Box-Behnken
(BBD) de la méthodologie de surface de réponse (RSM). Le
SmL purifié peut être considéré comme une lipase
thermoactive. En contraste avec d'autres décrits lipases, Sml a
été trouvée comme étant stable à une grande
échelle de pH compris entre pH 5 et pH 12. Sml a également pu
hydrolyser son substrat en présence de divers agents oxydants,
ainsi que dans la présence d' agents tensio- actifs et certains
commerciale détergents. Ensuite, compte tenu de l'ensemble des
propriétés biochimiques du SmL, celui-ci peut être
considéré comme un candidat potentiel pour des
applications industrielles et biotechnologiques, telles que la synthèse
de biodiesel et dans l'industrie des détergents (A.Eddehech et
al.,2019) .
C'est dans ce contexte que nous nous sommes
intéressés à la production d'enzymes lipidiques extraites
des souches bactériennes du type Actinomycètes thermophiles.
L'objectif de notre travail porte sur l'optimisation des conditions de
production de ces lipases. La partie expérimentale de cette étude
sera développé dans les chapitres 2 et 3.
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Chapitre 2
Matériels et Méthodes
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CHAPITRE 2 : MATERIELS ET METHODES
2.1. Matériels
2.1.1. Produits chimiques
En dehors de la protéine extraite de souche
bactérienne, préparé au laboratoire et dont le processus
d'extraction est décrit ci-dessous, les autres produits chimiques
utilisés dans la production de l'enzyme lipasique, sont d'origine
commerciale (FLUKA, SIGMA ALDRICH).
2.1.2. Microorganisme
Dans le cadre de la recherche de lipases microbiennes
thermostables, nous avons utilisé la souche d'Actinomycète
thermophile Cpt29 (Compost poulet, thermophile, isolat numéro 29), dont
le gène est déposée dans la banque des gènes avec
numéro d'accession KC447297,qui a été isolée dans
notre laboratoire à partir d'échantillons de compost de poulet
prélevés en février 2008 au niveau de l'Unité de
Chaire engraissement Poulet appartenant au Groupe Avicole de l'Est (G.A.E) et
la Société des Abattoirs de l'Est (S.A.E) Algérien (Wilaya
d'Annaba) (S.Haberra et al.,2013) et conservée
sur milieu ISP2(International Streptomyces Project) à 4°C.
2.1.3. pH-stat
L'activité lipasique a été mesurée
automatiquement par l'intermédiaire d'un pH-stat piloté par un
micro ordinateur ( SI ANALYTICS Titroline®
7000).
Figure 5 : pH-stat piloté par un micro
ordinateur ( SI ANALYTICS Titroline® 7000).
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CHAPITRE 2 : MATERIELS ET METHODES
2.2. Méthodes
2.2.1. Extraction des lipases à partir de la
souche d'Actinomycète Cpt29
Une souche d'Actinomycète thermophile (cpt29) a
été utilisée pour la production des lipases du type
keratinase d'Actinomadura keratinilytica strain cpt29 (figure
6). Cette souche a été précédemment
identifiée et isolée dans le Laboratoire de Biochimie et de
Microbiologie Appliquées (LBMA).
Figure 6 : Aspect morphologique
d'actinomycète thermophile strain cpt29.
La souche d'Actinomycète Cpt29 est cultivée sur
milieu liquide à base de tween 80. Le pH de milieu est ajusté
à 8 avant stérilisation et l'incubation se fait dans des
erlenmeyers stériles de 500ml contenant 100ml d'un milieu exclusivement
minéral composé de : K2HPO4 (0.8g/L), KH2PO4 (6g/L), (NH4)2SO4
(1g/L), MgSO4, 7H2O (0.2g/L), CaCl2 (0.05 g/L), NaCl (3g /L) et FeSO4 (0.0001
g/L). Après ensemencement, l'incubation se fait dans un shaker
thermostaté à 45°C sous agitation (150rpm) pendant 5
jours.
Après 5 jours d'incubation sur milieu liquide à
base de tween80, l'activité lipolytique est mesurée dans le
surnageant de culture obtenu par centrifugation à 10000×g et
filtration.
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