WOW !! MUCH LOVE ! SO WORLD PEACE !
Fond bitcoin pour l'amélioration du site: 1memzGeKS7CB3ECNkzSn2qHwxU6NZoJ8o
  Dogecoin (tips/pourboires): DCLoo9Dd4qECqpMLurdgGnaoqbftj16Nvp


Home | Publier un mémoire | Une page au hasard

 > 

Diversité génétique des Rhizobia associés à  un champ de pois d'Angole (Cajanus cajan l.) à  Yamoussoukro (centre de la Côte d'Ivoire)

( Télécharger le fichier original )
par Kouakou Romain FOSSOU
Ecole supérieure d'agronomie de l'institut national polytechnique Félix Houphouët Boigny de Yamoussoukro - Diplôme d'agronomie approfondie  2011
  

précédent sommaire suivant

Bitcoin is a swarm of cyber hornets serving the goddess of wisdom, feeding on the fire of truth, exponentially growing ever smarter, faster, and stronger behind a wall of encrypted energy

VIII.2- DISCUSSION DES RESULTATS

La différence de temps de croissance observée entre les isolats symbiotiques du pois d'Angole, pendant les cycles de culture et de purification sur milieu TY solide, pourrait être rapprochée des résultats obtenus en cultivant les rhizobia sur milieu YMA (Yeast Manitol Agar) (VINCENT, 1970). En effet, les rhizobia se subdivisent en deux groupes lorsqu'ils sont cultivés sur le milieu de culture YMA. Ce milieu est celui utilisé pour l'évaluation de la vitesse de croissance des bactéries à travers la détermination de leur temps de génération ainsi que le temps nécessaire pour le développement de colonies complètes. En l'utilisant, JORDAN (1982) a pu établir la première classification des bactéries symbiotiques fixatrices d'azote en deux genres (genres Rhizobium et Bradyrhizobium). Le premier genre représente le groupe des bactéries possédant un temps d'apparition de colonies complètes inférieur ou égal à cinq jours d'incubation et dites bactéries ``à croissance rapide''. Quant au second, il représente les bactéries dites `` à croissance lente '', caractérisées par le développement de colonies complètes entre cinq et sept jours d'incubation.

Par ailleurs, en prenant pour critère leur vitesse de croissance sur le milieu de culture YMA, SY et al. (2000) ont pu répartir une collection de 126 souches de rhizobia isolées du Crotalaria spp. en 2 groupes distincts. Un premier groupe de 81 souches à croissance rapide, dont les colonies apparaissent après 48 h de culture, et un second groupe de 45 souches à croissance lente pour lesquelles les colonies n'apparaissent qu'au bout de 72 h de culture.

Nos résultats sont quasi-identiques à ce résultat obtenu au Sénégal et révèlent de ce fait, une diversité physiologique au sein des bactéries étudiées. Le milieu TY pourrait donc être utilisé pour évaluer la diversité physiologique des rhizobia en fonction de leur vitesse de croissance.

Le taux d'amplification de 88,4 % de l'ADNr 16S des isolats cultivés sur ce milieu est un résultat satisfaisant, tenant compte du protocole utilisé pour obtenir les fragments d'ADN à amplifier. En effet, si ce protocole (Préparation des bactéries par effet thermique) a l'avantage d'être très rapide comparativement au protocole d'extraction de l'ADN, il ne permet pas par contre d'éliminer totalement certains inhibiteurs susceptibles d'influencer les résultats de la PCR (protéines, etc.). Ainsi, un calibrage de l'ADN dans le milieu réactionnel de la PCR, tenant compte de ces inhibiteurs, pourrait améliorer le résultat. Par ailleurs, une variation du volume d'ADN de 2,5 à 4 ul selon les souches a été nécessaire pour avoir nos résultats.

La taille des amplifiats obtenus (1500 pb) est bien celle attendue de 1'ADNr 16S parmi les bactéries (WEISBURG et al., 1991). Ce résultat est aussi identique à celui obtenu par DUBEY et al. (2010), en amplifiant cette même région chez des rhizobia isolés également du pois d'Angole en Inde. Le nombre de profils obtenus après digestion des amplifiats (3) met en évidence une diversité génétique au sein des bactéries symbiotes du pois cajan en Côte d'Ivoire. Ce résultat confirme l'importance de l'ADNr 16S dans l'évaluation de la diversité des bactéries en général et des rhizobia en particulier. En effet, grâce à sa structure très conservée mise en évidence par WOESE (1987), l'étude du gène de l'ARNr 16S constitue une excellente approche rapide pour évaluer la variabilité génétique entre les souches de rhizobia (LAGUERRE et al., 1994; NOUR et al., 1994b; SYLLA ,1998; NDOYE, 1999). Par ailleurs, la diversité observée est aussi comparable à celle obtenue en 2010 par DUBEY et ses collègues en Inde. En effet, utilisant trois enzymes de restriction différentes (contre une dans notre cas), leur étude a pu établir une diversité au sein des symbiotes du pois cajan dans le District de Betul. Les profils variaient d'un à quatre selon l'enzyme utilisée et quant au nombre de bandes de digestion généré par profil, il s'est situé entre deux et trois.

Enfin, l'inégalité constatée entre les fréquences des trois groupes génétiques constitués par l'étude peut s'expliquer d'une part par une capacité compétitive non identique de ces groupes au cours du processus de nodulation (ZEZE et al., 2001). En effet, les différentes souches de rhizobia coexistant simultanément dans un sol présentent des différences de capacité à rivaliser pour la formation des nodules (POSTMA et al., 1989 ; HEIJNEN et VAN VEEN, 1991). Ainsi, les deux groupes génétiques les plus représentés au sein de la population rhizobienne étudiée pourraient être ceux des souches symbiotiques les plus performantes dans la nodulation du champ de pois d'Angole étudié, notamment en termes d'infectivité. D'autre part, ces résultats peuvent s'expliquer par une densité de population saprophytique inégale entre les différentes souches rhizobiennes présentes dans la rhizosphère du pois d'Angole. En effet, certaines souches maintiennent dans le sol une faible densité de population en absence de la légumineuse hôte (HIRSCH, 1996 ; ZEZE et al., 2001), alors que le succès de celles-ci dans la symbiose est aussi influencé par cette taille initiale (POSTMA et al., 1989 ; HEIJNEN et VAN VEEN, 1991). Les souches ayant une plus forte densité de population initiale ont naturellement plus de candidats potentiels à la nodulation et leur abondance au sein de la population symbiotique peut par conséquent être plus élevée.

CONCLUSION ET PERSPECTIVES

 

Notre étude qui s'inscrit dans le cadre de l'amélioration de la productivité des légumineuses par l'optimisation de la fixation azotée, a consisté à initier l'évaluation de la diversité des rhizobia nodulant le pois cajan en Côte d'Ivoire. L'objectif principal était de déterminer le niveau de variabilité génétique entre des souches rhizobiennes isolées d'un champ de ce pois cultivé à Yamoussoukro. Cette diversité a été évaluée par l'amplification de l'ADNr 16S des rhizobia suivie d'une digestion des amplifiats par une enzyme de restriction.

Au terme de cette étude, on retiendra que :

- les souches isolées présentent une diversité physiologique sur le milieu de culture TY. Deux groupes ont été identifiés avec une domination des souches développant des colonies denses et bien identifiables en 24 heures d'incubation ;

- le nombre de profils (trois) obtenus après digestion des souches amplifiées met en évidence une diversité génétique au sein des bactéries symbiotes du pois cajan ;

- une hétérogénéité dans les fréquences relatives des trois types de profils a été aussi observée.

Ces résultats nous donnent une grande satisfaction et permettent d'affirmer que nos objectifs ont été atteints. Toutefois, au delà de la variabilité génétique révélée, la PCR-RFLP de l'ADNr 16S ne permet pas une connaissance taxonomique de ces isolats symbiotiques. Ainsi, le recourt à des techniques plus avancées comme le séquençage de l'ADNr 16S des souches est nécessaire pour révéler l'identité des groupes constitués par le polymorphisme de la longueur des fragments de restriction. Par ailleurs, cette approche moléculaire (séquençage) est souvent utilisée comme une méthode complémentaire à la PCR-RFLP dans les études de diversité des rhizobia. Le couplage des deux techniques permet en effet d'établir des liens phylogénétiques entre les isolats d'une part et d'autre part entre les isolats et des souches de références déjà identifiées comme symbiotes de la légumineuse étudiée (NDOYE, 1998 ; SYLLA, 1998).

Le renforcement de notre collection initiale des souches symbiotiques, à travers une étude multilocale, s'avère également nécessaire pour avoir une vision globale de la diversité des populations locales de rhizobia symbiotes du pois d'Angole. Enfin, l'évaluation des caractéristiques symbiotiques des isolats (infectivité, efficience, aptitude à la compétition etc.) serait à considérer dans ces études. Cette évaluation apparaît en effet très déterminante dans tout processus d'exploitation de la fixation biologique de l'azote à des fins pratiques.

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES

 

ABAIDOO R.C., KEYSER H.H., SINGLETON P.W. & BORTHAKUR D., 2000. Bradyrhizobium spp. (TGx) isolates nodulating the new soybean cultivars in Africa are diverse and distinct from bradyrhizobia that nodulate North American soybeans. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 50, 225-234.

AHMAD M.H., EAGLESHAM A.R.J. & HASSOUNA S., 1981 b. Examining serological diversity of cowpea rhizobia by the ELISA technique. Arch. Microbiol., 130, 281-287.

AHMAD M.H., EAGLESHAM A.R.J., HASSOUNA S., SEAMAN B., AYANABA A., MULONGOY K. & PULVER E.L., 1981 a. Examining the potential for inoculant use of cowpeas in West Africans soils. Tropic. Agron. (Trin), 58, 325-335.

ALLEN O.N. & ALLEN E.K., 1950. Biochemical and Symbiotic Properties of the Rhizobia. Bacterial. Rev., 14, 273-330.

ANONYME, 2002. Mémento de l'Agronome [CD-ROM]. (2002). France : Ministère de la coopération et du Développement Paris.

ANONYME., 2008. La plaquette de présentation du CNRA, 16 p.

ANONYME, 2009. Ecole Supérieure d'Agronomie, Départements et sections affiliés, 16 p.

ANONYME. Flavonoids Induce Nodulation, 2010, (page consultée le 24 Avril 2010) < http://www.microbiologyprocedure.com/rhizobium-and-legume-root-nodulation/flavonoids-induce-nodualation.html >.

AVO N.J.D., 2010. Contribution à l'optimisation de la détection du virus du Swollen Shoot (CSSV) dans les feuilles de cacaoyer en Côte d'Ivoire. Mémoire de fin d'études pour l'obtention du diplôme d'Agronomie Approfondie. Ecole Supérieure d'Agronomie, Yamoussoukro, 50 p.

BALDWIN I. L. & FRED E. B., 1929. Nomenclature of the root nodule bacteria of the leguminosae. J. Bacteriol., 17, 141-150.

BARRIOS E., KWESIGA F., BURESH R.J. & SPRENT J.I., 1997. Light fraction soil organic matter and available nitrogen following trees and maize. Soil Sci. Soc. Am. J., 61, 826-831.

BARTHOUX, Jean Claude. La famille des Fabacées ou Légumineuses, 1975, (page consultée le 15 novembre 2009) < http://www.sologne-nature.org/content/view/158/10/>.

BASHIR J., BURESH R.J. & PLACE F.M. 1998. Sesbania tree fallows on phosphorus-deficient sites: Maize yield and financial benefit. Agron. J., 90, 717-726.

BECK D.P., MATERON L.A., AFANDI F., 1993. Pratical Rhizobium-Legume Technology Manual. ICARDA, Allepo, Syria, 170 p.

BENDER G.L., PLAZINSKI J. & ROLFE B.G., 1986. A symbiotic acetylene reduction by a fast-growing cowpea Rhizobium strain with nitrogen structural genes located on a symbiotic plasmid. Environ. Microbiol., 51, 868-871.

BENTHAM G., 1865. Leguminosae. In Genera Plantarum. Bentham G. and Hooker J. D. eds., Lovell, Reeve, London, pp. 434-600.

BERINGER J.E., 1974. R factor transfer in Rhizobium leguminosarum. J. Genet. Microbiol., 84, 188-198.

BHAGWAT A.A., GROSS K.C., TULLY R.E. & KEISTER D., 1996. Glucan synthesis in Bradyrhizobium japonicum: characterization of a new locus (ndvC) influencing â -(1 6) linkages. J. Bacteriol., 178, 4635-4642.

BOEHRINGER A., & CADWEL R., 1989. Cajanus cajan (L.) Millsp. as potentiel agroforestry component in the Eastern Province of Zambia. Agroforestry systems, 9, 127-140.

BORGET M., 1989. Pois cajan (Cajanus cajan (L.) Millsp). In Les légumineuses vivrières tropicales. Maisonneuve et Larose, eds., A.C.C.T., Paris, P. 29.

BREEDVELD M. W. & MILLER K. J., 1998. Cell-surface â-glucans. In The Rhizobiaceae. Spaink H.P., Kondorosi A., Hooykaas J. J., eds., Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, The Netherlands, pp. 81-96.

BREWIN N.J., DOWNIE J.A. & YOUNG J.P.W., 1992. Nodule formation legumes. Encyclopedia of microbiology, M.R Josha Lederberg. Rockefeller University New York, 3, 239-248.

BROUGHTON W. J., JABBOURI S. & PERRET X., 2000. Keys to symbiotic harmony. J. Bacteriol., 182, 5641-5652.

CERVANTES E., SHARMA S.B., MAILLET F., VASSE J., TRUCHET G. & ROSENBERG C., 1989. The Rhizobium meliloti host range nod O genes encodes a proteine which shares homology with translation elongation and initiations factors. M. Microbiol., 3, 745-755.

CHEN W. X., YAN G. H. & LI J. L., 1988. Numerical taxonomic study of fast-growing soybean rhizobia and a proposal that Rhizobium fredii be assigned by Sinorhizobium gen. nov. Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 38, 392-397.

CHEN W.M., JAMES E.K., PRESCOTT A.R., KIERANS M. & SPRENT J.I., 2003. Nodulation of Mimosa spp. by the beta-proteobacterium Ralstonia taiwanensis. Mol Plant Microbe Interact, 16, 1051-1061.

CRONK Q., OJEDA I. & PENNINGTON R.T., 2006. Legume comparative genomics: progress in phylogenetics and phylogenomics. Curr Opin Plant Biol, 9, 99-103.

CRUTZEN P.J., MOSIER A.R., SMITH K.A. & WINIWARTER W., 2007. N2O release from agro-biofuel production negates global warming reduction by replacing fossil fuels. Atmos. Chem. Phys. Discuss. 7, 11191-11205.

DAVET P., 1996. Vie microbienne du sol et production végétale. Institut National de la Recherche Agronomique. INRA, Paris, 384 p.

DAY D.A., POOLE P.S., TYERMAN S.D. & ROSENDAHL L., 2001. Ammonia and amino acid transport across symbiotic membranes in nitrogen-fixing legume nodules. Cell Mol Life Sci, 58, 61-71.

DEBELLE F. & SHARMA S.B., 1986. Nucleotide sequence of Rhizobium meliloti RCR 2011 genes involved in host specificity of nodulation. Nucl. Acids Res. H., 14, 7453-7472.

DEBELLE F., MOULIN L., MANGIN B., DENARIE J. & BOIVIN C., 2001. Nod Genes and Nod signals and the evolution of the rhizobium legume symbiosis. Acta Biochimia Polonia Minireview, 48 (2), 359-365.

DEBELLE F., ROSENBERG C., VASSE J., MAILLET F., MARTINEZ E., DENARIE J. & TRUCHET G., 1986. Assignment of symbiotic developmental phenotypes to cornmon and specifie nodulation (nod) genetic loci of Rhizobium meliloti. J. Bacteriol., l68, 1075- 1086.

DUBEY R.C., MAHESHWARI D.K., KUMAR H. & CHOURE K., 2010. Assessment of diversity and plant growth promoting attributes of rhizobia isolated from Cajanus cajan L. African Journal of Biotechnology, 9(50), 8619-8629.

DUHOUX M. & NICOLE M., 2004. Biologie Végétale. Associations et Interactions chez les plantes. Dunod-IRD, Paris, 176 p.

DUKE J.A., 1981a. Manuel de légumineuses du monde économique. Plenum Press, New York, pp. 33-37.

EL HILALI I., 2006. La symbiose rhizobium-lupin : biodiversité des microsymbiotes et mise en évidence d'une multi-infection nodulaire chez Lupinus luteus. Thèse de doctorat. Université Mohammed V-AGDAL, Rabat, 189 p.

FAOSTAT. (Page consultée en août 2007) <http://faostat.fao.org/faostat /collections?

Version=ext&hasbulk=0&subset=agriculture>.

FRED E. B., BALDWIN I. L. & MCCOY E., 1932. Root nodule bacteria and leguminous plants. University of Wisconsin Press, Madison, Wis. (in: Elkan, 1902).

FREIBERG C., FELLAY R., BAIROCH A., BROUGHTON W.J., ROSENTHAL A. & PERRET X., 1997. Molecular basis of symbiosis between Rhizobium and legumes. Nature, 387, 394-401.

GAGE D.J., 2004. Infection and invasion of roots by symbiotic, nitrogen-fixing rhizobia during nodulation of temperate legumes. Microbiol Mol Biol.Rev., 68 (2), 280-300.

GEURTS R. & BISSELING T., 2002. Rhizobium Nod factor perception and signaling. Plant Cell, 14, 239-249.

GILLIS M., VANDAMME P., DE VOS P., SWINGS J.Y. & KERSTERS K., 2001. Polyphasic taxonomy. Pp. 43-48. In Bergey's Manual of Systematic Bacteriology, 2nd Edition, Volume I. Boone, D.R., R. W. Castenholz, G. M. Garrity (eds.).

GONZALEZ J.E., REUHS B. L. & WALKER G.C., 1996. Low molecular weight EPS II of Rhizobium meliloti allows nodule invasion in Medicago sativa. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 93, 8636-8641.

GRAHAM P.H., 1991. What are Rhizobia?. The College of Agricultural Food and Environment Science.

GRAHAM P.H. & VANCE C.P., 2003. Legumes: importance and constraints to greater use. Plant Physiol, 131, 872-877.

GRAHAM P.H., SADOWSKY M.J., KERSTERS H. H., BARNET Y.M., BRADLEY R.S., COOPER J.E., DE LEY D.J., JARVIS B.D.W., ROSLYCKY E.B., STRIJDOM B.W. & YOUNG J.P.W., 1991. Proposed minimal standards for the description of new genera and species of root-and stem-nodulating bacteria. Int. J. Syst. Bacteriol., 41, 582-587.

GRIMAUD P., 1988. Revue d'Elevage et de Médecine Vétérinaire de Nouvelle-Calédonie (11), pp29-36.

GRIMONT F. & GRIMONT P.A.D., 1986. Ribosomal ribonucleic acid gene restriction patterns as potential taxonomic tools. An. Inst. Pasteur Microbiol., 137B, 165-175.

GÜRTLER V. & STANISICH V. A., 1996. New approaches to typing and identification of bacteria using the 16S-23S rDNA spacer region. Microbiology, 142, 3-16.

HAUKKA K., LINDSTROM K. & YOUNG P.W., 1998. Three Phylogenetic Groups of nodA and nifH Genes in Sinorhizobium and Mesorhizobium Isolates from Leguminous Trees Growing in Africa and Latin America. Appl Environ Microbiol.Rev., 64 (2), 419-426.

HEIJNEN C. E., VAN VEEN J.A., 1991: A determination of protective microhabitats for bacteria introduced into soil. FEMS Microbiol. Ecol., 85, 73-80.

HILLIS D.M. & DIXON M.T., 1991. Ribosomal DNA: molecular evolution and phylogenetic inference. Q. Rev. Biol. 66, 411-453.

HIRSCH P.R., 1996. Population dynamics of indigenous and genetically modified rhizobia in the field. New phyt. 133, 159-171.

HOPKINS W.G., 2003. Physiologie végétale. Université des Sciences et Technologie de Lille. Edition de boeck, 514 p.

HORVATH B., KONDORASI E., JOHNSON M., SCHMIDT J., TOROK L., GYORGYPAL Z., BARABAS L., WIENEKE V., SCHELL J. & KONDOROSI A., 1986. Organization structure and syrnbiotic function of Rhizobium meliloti nodulation genes determining host specilicity for alfalfa. Cell, 46, 335-343.

HULUGALLE R. N. & LAL R., 1986. Root growth of maize in compacted gravely tropical alfisoil as affected by rotation with a woody perennial. Field Crop Research, 13, 33-44.

JAFTHA J.B., STRIJDOM B.W. & STEYN P.L., 2002. Characterization of pigmented methylotrophic bacteria which nodulate Lotononis bainesii. Syst Appl Microbiol, 25, 440-449.

JENSEN M. A. & STRAUS N., 1993. Effect of PCR conditions on the formation of heteroduplex and single-stranded DNA products in the amplification of bacterial ribosomal DNA spacer regions. PCR Methods Appl., 3, 186-194.

JORDAN D.C., 1982. Transfer of rhizobium japonicum Buchanan 1980 to Bradyrhizobium gen. nov., a genus of slow growing root nodule bacteria from leguminous plants, Int. J. Syst. Bacteriol., 32, 136-139.

JORDAN D.C., 1984. Rhizobiaceae. In Bergey's Manual of Systematic Bacteriology. Krieg N. R. et Holt J. G. eds., Baltimore, pp. 234-245.

KANNAIYAN J., NENE Y.L., REDDY M.V., RYAN J.G., & RAJU T.N., 1984. Prevalence of pigeonpea diseases and associated crop losses in Asia, Africa, and America. Trop. Pest Manag., 30, 62-71.

KNEIP C., LOCKHART P., VOSS C. & MAIER U.G., 2007. Nitrogen fixation in eukaryotes -new models for symbiosis. BMC Evol Biol, 7, 55.

KUMAR RAO I.V.D.K., THOMPSON J.A., SASTRY P.U.S.S., GILLER K.E. & DAY J.M., 1986. Measurement of N2 fixation in field grown pigeonpea using 15N-labelled fertilizer. Plant Soil, 101, 102-113.

LAFAY B., BULLIER E. & BURDON J.J., 2006. Bradyrhizobia isolated from root nodules of Parasponia (Ulmaceae) do not constitute a separate coherent lineage. Int J Syst Evol Microbiol, 56, 1013-1018.

LAGARES A., CAETANO-ANOLLES G., NIEHAUSS K., LORENZEN J., LJUNGGREN H.D. & FAVELUKES G., 1992. A Rhizobium meliloti lipopolysaccharide mutant altered in competitiveness for nodulation of alfalfa. J. Bacteriol., 174, 5941-5952.

LAGUERRE G., ALLARD M.R., REVOY F. & AMARGER N., 1994. Rapid identification of rhizobia by restriction fragment length polymorphism analysis of PCR- amplified 16S rRNA genes. Appl. Environ. Microbiol., 60, 56-63.

LANCELLE S.A. & TORREY J.G., 1985. Early development of Rhizobium-induced root nodules of Parasponia rigida. II Nodule morphogenesis and symbiotic development. Can J Bot, 63, 25-35.

LEPAPE M.C., 1980. Aperçu sur les fourrages ligneux des îles du Cap-Vert. In `` Les fourrages ligneux en Afrique. Etat actuel des connaissances''. (Le Houerou, ed.)., CIPEA, Addis Abeba, pp. 123-125.

LOHNIS F. & HANSEN R., 1921. Nodule bacteria of leguminous plants. J. Agr. Res., 20, 543-546.

LUDWIG W. & SCHLEIFER K. H., 1999. Phylogeny of bacteria beyond the 16S RNA Standard. ASM News., 65, 752-757.

MACCOLL D., 1989. Studies on maize (Zea mays L) at Bunda, Malawi. II. Yield in short rotation with emphasis on phosphorus. Soil Sci., 152, 315-320.

MERCADO-BLANCO J. & TORO N., 1996. Plasmids in rhizobia: The role of nonsymbiotic plasmids. MPMI., 9, 535-545.

MINJA E.M., 2001. Yield losses due to field pests and integrated pest management strategies for pigeonpea a synthesis: In, Silim SN, Mergeai G, Kimani PM (ed). Status and potential of pigeonpea in East and southern Africa : Proceedings of a regional workshop, 12-15 Sep, 2000, Nairobi, Kenya. B-5030 Gembloux, Belgium: Gembloux Agricultural University, and Pantecheru, Andhra Pradesh, India: International Crops Research Institute for the semi-Arid Tropics.

MOULIN L., MUNIVE A., DREYFUS B. & BOIVIN-MASSON C., 2001. Nodulation of legumes by members of the ß-subclass of Proteobacteria. Nature, 411, 948-950.

MULLIS K.B. & FALOONA F.A., 1987. Specific synthesis of DNA in vitro via a polymerase catalysed chain reaction. Methods Enzymol., 155, 335-350.

NADIMPALLI B.G., JARRET R.L., PATHAK S.C. & KOCHERT G., 1992. Phylogenetic relationships of pigeonpea (Cajanus cajan ) based on nuclear restriction fragment length polymorphisms. Genome, 36, 216-223.

NDABALISHE I., 1995. Agriculture vivrière ouest africaine à travers le cas de la Côte d'Ivoire. Monographie. IDESSA, 383 p.

NDOYE I., 1998. Etude taxonomique et caractérisation des bactéries fixatrices nodulant les Caesalpinioideae de la sous-Famille des Cassieae (Cassia, Chamaecrista et Senna). Rapport de stage séjour scientifique haut niveau. Laboratoire des Symbioses Tropicales et Méditerranéennes (LSTM), Montpellier, 32 p.

NDOYE I., 1999. Caractérisation taxonomique des bactéries fixatrices d'azote nodulant Acacia nilotica var. andansonii et var. tomentosa (Mimosoideae, sous famille des Acacieae). Rapport de stage séjour scientifique haut niveau. Laboratoire des Symbioses Tropicales et Méditerranéennes (LSTM), Montpellier, 35 p.

NENE Y.L. & SHEILA V.K., 1990. Pigeonpea: geography and importance. In The Pigeonpea. Nene Y.L., Hall S.D. and Sheila V.K. eds., CAB International, UK, pp. 1-14.

NIYONKURU D. N., 2002. La culture du pois cajan. SAILD, Cameroun, 23 p.

NOEL K.D., 2009. Bacteria Rhizobia. Encyclopedia of microbiology, SCHAECHTER M. San Diego. Marquette University, Milwaukee, WI, USA, 3, 877-893.

NORMAND P., COURNOYER B., NAZARET S. & SIMONET P., 1992. Analysis of a ribosomal RNA operon in the actinomycete Frankia. Gene , 3, 119-124.

NORMAND P., PONSOET C., NESME X., NEYRA M. & SIMONET P., 1996. ITS analysis of prokaryotes. Mol. Microbial. Ecol. Manual., 3, 1-12.

NOUR S.M., CLEYET-MAREL J. C., BECK D., EFFOSE A. & FERNANDEZ M. P., 1994b. Genotypic and phenotypic diversity of Rhizobium isolated from chickpea (Cicer arietinum L.). Can J. Microbiol., 44, 345-354.

NUTMAN P.S., 1981. Hereditary host factors affecting nodulation and nitrogen fixation. In Current Perspectives in Nitrogen Fixation Gibson. A.H. and Newton W.E. (eds). Elsevier, North Holland, pp. 194- 204.

OLSEN G., WOESE J. C. & OVERBEEK R., 1994. The winds of (evolutionary) change: breathing new life into microbiology. J. Bacteriol., 176, 1-6.

OTT T., VAN DONGEN J.T., GUNTHER C., KRUSELL L., DESBROSSES G., VIGEOLAS H., BOCK V., CZECHOWSKI T., GEIGENBERGER P. & UDVARDI M.K., 2005. Symbiotic leghemoglobins are crucial for nitrogen fixation in legume root nodules but not for general plant growth and development. Curr Biol, 15, 531-535.

PELMONT J., 1995. Bactérie et environnement : adaptation physiologique. Vol 2. Office des Publications Universitaires, 897 p.

PEOPLES M.B., HERRIDGE D.F., LADHA J.K., 1995. Biological nitrogen fixation : An efficient source of Nitrogen for sustainable agricultural production? Plant and Soil, 174, 3-28.

PERRET X., STAEHELIN C. & BROUGHTON W.J., 2000. Molecular basis of symbiotic promiscuity. Microbiol Mol Biol, 64, 180-201.

PETERS N.K. & VERMA D.P.S., 1990. Phenolic compounds as regulators of gene expression in plant-microbe interactions. Mol. Plant Microbe Interac., 3, 4-8.

PFEFFER P.E., BECARD G., ROLIN D.B., UKNALIS J., COOK P. & TU S., 1994. In vivo nuclear magnetic resonance study of the osmoregulation of phosphocholine-substituted â-1,3;1,6 cyclic glucan and its associated carbon metabolism in Bradyrhizobium japonicum USDA 110. Appl. Environ. Microbiol., 60, 2137-2146.

POSTMA J., WALTER S., VAN VEEN J.A., 1989: Influence of different initial moisture contents on the distribution and population dynamics of introduced Rhizobium leguminosarum biovar trifolii. Soil Biol. Biochem., 21,437- 442.

PRIN Y., GALIANA A., DUCOUSSO M., DUPUY N., DE LAJUDIE P. & NEYRA M., 1993. Les Rhizobiums d'Acacia : Biodiversité et taxonomie. Bois et Forêts des Tropiques, 238, 5-20.

PUEPPKE S.G. & BROUGHTON W. J., 1999. Rhizobium sp. NGR234 and R. fredii USDA257 share exceptionally broad, nested host-ranges. Mol. Plant-Microbe Interact., 12, 293-318.

RAMSUBHAG A., UMAHARAN P. & DONAWA A., 2002. Partial 16S rRNA gene sequence diversity and numerical taxonomy of slow growing pigeonpea (Cajanus cajan L. Millsp) nodulating rhizobia. FEMS Microbiology Letters, 216, 139-144.

RIVAS R., VELÁZQUEZ E., WILLEMS A., VIZCAÍNO N., SUBBA-RAO N. S., MATEOS P. F., GILLIS M., DAZZO F. B. & MARTÍNEZ-MOLINA E., 2002. A New species of Devosia that forms a unique Nitrogen-fixing root-nodule symbiosis with the aquatic legume Neptunia natans (L.f.) Druce. Appl. Environ. Microbiol., 68, 5217-5222.

ROGER P., DOMMERGUES Y., BALANDREAU J., DREYFUS B. & SOUGOUFARA B., 1996. Résumé et introduction. In : ROGER P., DOMMERGUES Y., BALANDREAU J., DREYFUS B. & SOUGOUFARA B., eds. La fixation biologique de l'azote: quelles potentialités pour le développement ? Compte rendu de conférence-débat de l'ORSTOM, 30 Mai, 1996, Paris. 2-7.

SAIKI R.K., SCHARF S., FALOONA F., MULLIS K.B., HOM G.T., EDITH H.A. & ARUHEIN N., 1985. Enzymatic amplification of betaglobin genomic sequences and restriction site analysis for diagnostic of sickle cell anemia. Science, 230, 1350-1354.

SAWADA H., KUYKENDALL L.D. & YOUNG J.M., 2003. Changing concepts in the systematics of bacterial nitrogen-fixing legume symbionts. J. Gen. Appl. Microbiol., 49, 155-179.

SEDGA Z., 1997. Gestion améliorée de la jachère par l'utilisation des légumineuses de couverture. In La jachère, lieu de production. Floret C. eds., CORAF/IRD ex ORSTOM/UE, Dakar, pp.133-139.

SHARMA P.K., KUNDU B.S. & DOGRA R.C., 1993. Molecular mechanism of host specificity in legume-rhizobium symbiosis. Biotech. Adv., 11, 741-779.

SIAMBI M., OMANGA P.G.A., SONGA W., 1992. Status and needs of the national pigeonpea research program in Kenya. Int. Pigeonpea Newslett., 16, 31-36.

SINGH L., 1991. Overview of pigeonpea improvement research: objectives, achievements and looking ahead in the African context. In: Laxman S, Silim SN, Ariyanayagam RP, Reddy MV (eds). Proceedings of the first East and southern Africa regional legumes (Pigeonpea) workshop. 25-27 June 1990, Nairobi, Kenya. pp. 5-6. East Africa Regional Cereals and Legumes (EARCAL) Program, International Crops Research for the Semi-Arid Tropics.

SKERMAN J.P., 1982. Les légumineuses fouragères tropicales, FAO, Rome (Italie), 666 p.

SMARTT J., 1990. Grain legumes: evolution and genetic resources. Cambridge University Press, Cambridge, pp. 278-293.

SOLTIS D.E., SOLTIS P.S., MORGAN D.R., SWENSEN S.M., MULLIN B.C., DOWD J.M. & MARTIN P.G., 1995. Chloroplast gene sequence data suggest a single origin of the predisposition for symbiotic nitrogen fixation in angiosperms. Proc Natl Acad Sci USA, 92, 2647-2651.

SOMASEGARAN P. & HOBEN H.J., 1994. Handbook for Rhizobia. Springer verlag, New York, Inc., p. 450.

SONGOK S., MORAG F., MUIGAI A.W. & SILIM S., 2010. Genetic diversity in pigeonpea [Cajanus cajan (L.) Millsp.] Landraces as revealed by simple sequence repeat markers. African Journal of Biotechnology, 9(22), 3231-3241.

SPAINK H.P., 2000. Root nodulation and infection factors produced by rhizobial bacteria. Annu. Rev. Microbiol., 54, 257-288.

SPORE., 2010. Aide à l'agriculture «des bailleurs en ordre dispersé» N°145, pp5.

STAHL D.A. & AMMAN R., 1991. Development and application of nucleic acid probes. In nucleic acid techniques. In Bacterial systematics. Stackebrandt E. and Goodfellow M. eds., Wiley, London.

SY A., GIRAUD E., SAMBA R., DE LAJUDIE P., GILLIS M. & DREYFUS B., 2001. Certaines légumineuses du genre Crotalaria sont spécifiquement nodulées par une nouvelle espèce de Methylobacterium. Can. J. Microbiol., 47, 503-508.

SY A., GIRAUD E., JOURAND P., GARCIA N., WILLEMS A., DE LAJUDIE P., PRIN Y., NEYRA M., GILLIS M., BOIVIN-MASSON C. & DREYFUS B., 2001. Methylotrophic Methylobacterium bacteria nodulate and fix nitrogen in symbiosis with legumes. J Bacteriol., 183, 214-220.

SYLLA E.S.N., 1998. Caractérisation des rhizobiums et l'ontogenèse des nodules chez Pterocarpus erinaceus et P. lucens. Rapport de stage séjour scientifique haut niveau. LSTM, CIRAD - IRD, Montpellier, 16 p.

TA BI D.B., 2010. Influence de la fertilisation phospho -potassique sur le rendement grainier de Cajanus cajan L. Mémoire de fin d'études pour l'obtention du diplôme d'Ingénieur des Techniques Agricoles. Ecole Supérieure d'Agronomie,Yamoussoukro, 37 p.

TEREFEWORK Z., 2002. Diversity and phylogeny of Rhizobium galegae, and reflections on molecular evolution of rhizobium-legume symbiosis. In microbiology. Academic dissertation eds., University of Helsinki, pp.1239-9469.

USDA. USDA national nutrient database for standard reference, release 17, 2004, < http://www.nal.usda.gov/fnic/foodcomp>.

VANCE C.P., GRAHAM P.H. & ALLAN D.L., 2000. Biological nitrogen fixation. Phosphorus: a critical future need. In Nitrogen Fixation : From Molecules to Crop Productivity. Pedrosa F.O., Hungria M. & Yates M.G. eds., Newton WE (Kluwer Academic Publishers), Dordrecht (The Netherlands), pp. 506-514.

VAN DER MAESEN L.J.G., 1986. Cajanus DC and Atylosia W&A (Leguminosae). In Agricultural University Papers 854. Agricole University eds., Wageningen, p. 225.

VAN DER MAESEN L.J.G., 1990. Pigeonpea: origin, history, evolution, and taxonomy. In The Pigeonpea. Nene Y.H., Hall S.D., Sheila V.K. eds., CAB International UK, pp15-46.

VAN DER MAESEN, L.J.G. Cajanus cajan (L.) Millsp., 2006, (page consultée le 16 octobre 2010) < http://database.prota.org/recherche.htm>.

VANDAMME P., POT B., GILLIS M., DE VOS P., KERSTERS K. & SWINGS J., 1996. Polyphasic taxonomy, a consensus approach to bacterial systematics. Microbiol. Rev., 60, 407- 438.

VERINE T., 2008. Analyse fonctionnelle d'EFD, Un régulateur transcriptionnel de la nodulation au cours de l'interaction symbiotique entre Medicago truncatula et Sinorhizobium meliloti. Thèse de doctorat. Université Toulouse III-Paul Sabatier, Toulouse, 263 p.

VINCENT J.M., 1970. A Manual for the Practical Study of Root Nodule Bacteria. IBP handbook, no. 15. Blackwell Scientific Publications, Ltd., Oxford, England.

VISSOH P.V., GBEHOUNOU G., AHANCHEDE A., KUYPER T.W. & ROLING N.G., 2004. Weeds as agricultural constraint to farmers in Benin: results of a diagnostic study. NJAS - Wageningen Journal of Life Sciences, 52, 305-329.

WEISBURG W.G., BARNS S.M., PELLETIER D.A. & LAE D. J., 1991. 16S ribosomal DNA amplification for phylogenetic study. J. Bacteriol., 173, 697-703.

WERNER D., 1992. Symbiosis of plants and microbes. Philipps-University Marburg Germany. Edition Chapman & Hall.

WILKSON J.K., 1944. Other five hundred reasons for abandoning the cross inoculation group of legumes. Soil Sci., 58, 61-69.

WOESE C. R., 1987. Bacterial evolution. Microbiol Rev., 512, 221-71.

WOLDE-MESKEL E., BERG T., PETERS N.K. & FROSTEGARD A., 2004a. Nodulation status of native woody legumes, and phenotypic characteristics of associated rhizobia in soils of southern Ethiopia. Biol Fertil Soils, 40, 55-66.

YANN P., 2006. Apport de la génomique dans la compréhension de la symbiose Rhizobium légumineuses. Master Recherche. Microorganisme du génome aux interactions avec l'hôte. Université de Paul Sabatier. Toulouse III.

YOUNG J.P.W. & HAUKKA K. E., 1996. Diversity and phylogeny of rhizobia. New Phytol., 133, 87-94.

YOUNG N.D., MUDGE J. & ELLIS T.H., 2003. Legume genomes: more than peas in a pod. Curr Opin Plant Biol, 6, 199-204.

ZAKHIA F. & DE LAJUDIE P., 2001. Taxonomy of rhizobia. Agronomie, 21, 569-576.

ZEZE A., MUTCH L.A. & YOUNG J.P.W., 2001. Direct amplification of nodD from community DNA reveals the genetic diversity of rhizobium leguminosarum in soil. Environ. Microbial., 3(6), 363-370.

ANNEXES

 

précédent sommaire suivant






Bitcoin is a swarm of cyber hornets serving the goddess of wisdom, feeding on the fire of truth, exponentially growing ever smarter, faster, and stronger behind a wall of encrypted energy








"Des chercheurs qui cherchent on en trouve, des chercheurs qui trouvent, on en cherche !"   Charles de Gaulle